Summary
이 프로토콜은 복부 동정맥루(AVF)가 있는 마우스에서 출생 후 우심실 부피 과부하(VO) 모델의 설정 및 확인을 제시하며, VO가 출생 후 심장 발달에 어떻게 기여하는지 조사하는 데 적용할 수 있습니다.
Abstract
우심실(RV) 부피 과부하(VO)는 선천성 심장 질환이 있는 어린이에게 흔합니다. 뚜렷한 발달 단계를 고려할 때 RV 심근은 성인과 비교하여 어린이의 VO에 다르게 반응할 수 있습니다. 본 연구는 변형된 복부 동정맥루를 사용하여 생쥐에서 출생 후 RV VO 모델을 확립하는 것을 목표로 합니다. VO의 생성과 RV의 다음과 같은 형태학적 및 혈류역학적 변화를 확인하기 위해 복부 초음파, 심초음파 및 조직화학적 염색을 3개월 동안 수행했습니다. 그 결과, 출생 후 마우스에서의 시술은 허용 가능한 생존율과 누공 성공률을 보였다. VO 마우스에서 RV 캐비티는 두꺼워진 자유 벽으로 확대되었으며 수술 후 2개월 이내에 스트로크 부피가 약 30%-40% 증가했습니다. 그 후, RV 수축기 혈압이 증가하고, 그에 상응하는 폐동맥 역류가 관찰되었으며, 작은 폐동맥 리모델링이 나타났다. 결론적으로, 변형된 동정맥루(AVF) 수술은 출생 후 마우스에서 RV VO 모델을 확립하는 데 가능합니다. 누공 폐쇄 가능성과 폐동맥 저항 상승 가능성을 고려하여 복부 초음파와 심장 초음파를 시행하여 적용 전 모델 상태를 확인해야 합니다.
Introduction
우심실(RV) 부피 과부하(VO)는 선천성 심장 질환(CHD)이 있는 소아에서 흔히 발생하며, 이는 병리학적 심근 리모델링과 나쁜 장기 예후를 초래한다 1,2,3. RV 리모델링 및 관련 조기 표적 개입에 대한 심층적인 이해는 CHD 아동의 좋은 결과를 위해 필수적입니다. 성인과 어린이의 심장에서 분자 구조, 생리적 기능 및 자극에 대한 반응에는 몇 가지 차이가 있습니다 1,4,5,6. 예를 들어, 압력 과부하의 영향으로 신생아 심장에서는 심근 세포 증식이 주요 반응인 반면, 성인 심장에서는 섬유화가 발생한다 5,6. 또한, 성인의 심부전 치료에 효과적인 많은 약물은 소아의 심부전에 치료 효과가 없으며, 심지어 추가적인 손상을 일으킬 수도 있다 7,8. 따라서 다 자란 동물에서 도출된 결론은 어린 동물에게 직접 적용할 수 없습니다.
동정맥루(AVF) 모델은 수십 년 동안 다른 종의 성체 동물에서 만성 심장 VO 및 해당 심장 기능 장애를 유도하는 데 사용되어 왔습니다 9,10,11,12,13. 그러나 출생 후 쥐의 모델에 대해서는 알려진 바가 거의 없습니다. 이전 연구에서 VO 산후 마우스 모델은 복부 AVF를 생성하여 성공적으로 생성되었습니다. 산후 심장에서 변화된 RV 발달 트랙도 입증되었다14,15,16,17.
현재 모델의 근본적인 수정된 수술 과정과 특성을 탐구하기 위해 자세한 프로토콜이 제시됩니다. 이 연구에서는 모델을 3개월 동안 평가합니다.
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Protocol
여기에 제시된 모든 절차는 헬싱키 선언에 명시된 원칙을 준수했으며 상하이 아동 의료 센터의 동물 복지 및 인간 연구 위원회(SCMC-LAWEC-2023-003)의 승인을 받았습니다. 본 연구에는 C57BL/6마리의 새끼 마우스(P7, 수컷, 3-4g)가 사용되었습니다. 동물은 상업적 출처에서 얻었다( 자료표 참조). 새끼 생쥐와 수유 중인 어미(단일 케이지에서 새끼:어미 = 6:1)는 22 ± 2°C에서 12시간 밝고 어두운 주기 하에서 특정 병원체가 없는 실험실 조건에서 물과 영양 식단에 자유롭게 접근할 수 있도록 유지되었습니다. 새끼들은 VO 그룹과 가짜(가짜) 그룹의 두 그룹으로 무작위 배정되었습니다.
1. 장비 및 수술 도구 준비
알림: 모든 재료/장비의 상업적 세부 사항은 재료 표에 나열되어 있습니다.
- 수술대(발포 플라스틱 패널), 흡입 마취 기계, 수직 조명 및 내장 카메라가 있는 현미경, 24MHz 변환기가 있는 초음파 장치 및 자동 온도 조절 가열 플랫폼과 같은 유형의 장비가 준비되고 제대로 작동하는지 확인하십시오.
- 수술 기구(예: 마이크로 바늘 홀더, 가는 끝 집게, 둥근 손잡이 Vannas 스프링 가위)를 소독합니다.
- 실이 있는 11-0 및 9-0 수술용 봉합사(테이퍼 포인트), 테이프 스트립, 5mL 주사기 바늘, 2-0 실크(수술용 고정), 멸균 면봉 및 초음파 젤을 조립합니다.
- 베타딘, 70% 에탄올, 일반 멸균 식염수, 이소플루란, 아세트아미노펜, 안과 연고 및 제모 크림과 같은 시약이 있는지 확인하십시오.
2. 수술 절차
참고: 누공 수술 절차는 앞서 설명한 방법11에 따라 수정되었습니다. 도 1 은 출생 후 마우스에서의 AVF 수술의 개략도를 나타낸다.
- 마취 및 억제
- 새끼 생쥐를 2% 이소플루란/산소가 공급되는 마취 유도 상자에 넣고 유량을 1L/min으로 설정하여 2분 동안 보냅니다. 결핵 주사기를 사용하여 아세트아미노펜(80mg/2.5ml의 PO 0.1ml)을 투여합니다.
- 마취를 유지하기 위해 0.8L/min의 유량으로 1.5% 이소플루란의 비강 흡입으로 새끼를 수술대에 누운 자세로 놓습니다. 다리를 고정 주사기 바늘에 묶어 강아지의 위치를 조정하십시오. 각막 건조를 방지하기 위해 강아지의 눈에 안과 연고를 바르십시오.
- 마취된 강아지의 꼬리를 꼬집어 통증 반응을 확인합니다. 뚜렷한 신체 움직임이 없는 것으로 보아 적절한 마취가 이루어졌음을 알 수 있다.
- 누공 수술
- 베타딘과 70% 에탄올을 번갈아 가며 세 번 문질러 피부를 소독한 다음 수술 부위를 드레이프합니다. 복벽과 복막을 하복부에서 복하부까지 잘라 복강이 완전히 노출되도록 하고 복부 장기를 다치지 않도록 주의합니다. 외부 장기를 촉촉하게 하기 위해 일반 멸균 식염수를 떨어뜨립니다.
- 면봉을 사용하여 수술 부위에서 위장관과 방광을 부드럽게 당겨 후복막 아래의 수직 복부 대동맥(AA)과 하대정맥(IVC)을 시각화합니다. 수술대를 시계 반대 방향으로 90° 회전하고 현미경 배율을 조정하여 두 개의 수평 혈관을 선명하게 시각화합니다.
- 11-0 봉합사 바늘(직경 = 0.07mm)을 사용하여 신장 동맥 원위 1cm의 비스듬한 방향으로 AA에서 IVC로 누공을 뚫습니다. IVC에서 정맥혈과 동맥혈의 부종과 혼합을 기반으로 성공적인 누공 생성을 확인합니다.
- 그런 다음 마른 면봉으로 적절한 힘을 가하여 15초 동안 출혈 지점을 빠르게 압박합니다. 복강의 위, 장, 방광을 가능한 한 빨리 교체하여 지혈 압박을 촉진하십시오.
- 9-0 봉합사를 사용하여 블랭킷 스티치로 복벽과 복막을 봉합합니다. 마취를 중단하고 강아지에게 100분 동안 1% 산소를 공급하십시오.
- 마취 소생술
- 강아지를 38°C 가열 플랫폼에 놓습니다. 활력으로 완전히 깨어난 후 새끼를 수유 중인 어미에게 돌려보냅니다. 전체 절차는 약 15분 동안 지속됩니다.
참고: 본 연구에서 가짜 그룹은 천공 단계를 제외하고는 동일한 절차를 거칩니다.
- 강아지를 38°C 가열 플랫폼에 놓습니다. 활력으로 완전히 깨어난 후 새끼를 수유 중인 어미에게 돌려보냅니다. 전체 절차는 약 15분 동안 지속됩니다.
3. 누공의 초음파 확인
참고: 초음파 장치의 일반적인 작동은 이전 보고서18,19와 동일했다.
- 복부 초음파로 누공 확인
- 마취 유도 후(2.1.1 단계) 테이프 스트립으로 마우스를 따뜻한 플랫폼의 누운 자세에 고정합니다. 그런 다음 초음파 젤을 사용하여 생쥐를 심전도(ECG) 모니터에 연결합니다. 0.8L/min 유량으로 1.5% 이소플루란을 사용하여 마취를 유지합니다.
- 제모 크림을 사용하여 가슴과 복부 피부를 정돈합니다. 몇 초 후 따뜻한 물에 적신 면 끝으로 크림을 제거합니다. 변환기(24MHz)를 복부 중간에 놓고 변환기 마커를 마우스의 머리로 돌립니다.
- 플랫폼을 마우스의 왼쪽 또는 오른쪽으로 이동하고 B-모드 및 컬러 도플러 모드를 사용하여 혈관 및 혈액 신호의 장축 보기를 시각화합니다(18,19). AA, IVC, 누공의 혈류속도를 측정하여 펄스파 도플러 모드를 통해 AVF 개통성을 확인합니다.
참고: 초음파에서 성공적인 누공 생성은 AA와 IVC 사이에서 볼 수 있는 난류 흐름 신호로 표시되었습니다(그림 2C). AVF 부위의 도플러 혈류 속도는 AA의 수축기 속도가 상대적으로 낮은 것에 비해 상당히 높았습니다(그림 2A,C). 또한, IVC의 정상적인 혈류 패턴(그림 2B)과 대조적으로, AVF에 근접한 IVC 혈류의 박동성 파형도 누공의 성공적인 생성을 확인했습니다(그림 2D).
- 심초음파에 의한 VO 확인
- 플랫폼의 꼬리 끝 부분을 아래쪽으로 이동하고 변환기(24MHz)를 가슴에 놓고 변환기 마커를 마우스의 오른쪽 어깨로 돌립니다. B-모드와 컬러 도플러 모드를 사용하여 폐동맥(PA)의 수정된 흉골 주위 장축 보기를 시각화합니다.
- 펄스 웨이브 도플러 모드를 사용하여 속도 시간 적분(PA-VTI), PA 판막의 직경(PAD), 폐동맥 가속 시간(PAT) 및 RV 배출 시간(RVET)을 포함한 PA의 혈류 신호를 측정합니다(그림 2E, F 및 그림 3A, B).
- 세 번의 연속 측정의 평균에서 초음파 파라미터를 측정합니다. 다음 공식20을 사용하여 RV 스트로크 부피(RVSV, mL) 및 RV 수축기 혈압(RVSP, mmHg)을 계산합니다.
RVSV [mL] = 1/4 × πD2 × VTIPA
RVSP [mmHg] = -83.7 × PAT/RVET - 지수 + 63.7
참고: 초음파 측정 바이어스를 고려할 때, 가짜 그룹의 마우스에 비해 VO 마우스의 RVSV 또는 VTIPA에서 >15%의 증가는 RV에서 VO로 간주되었습니다(그림 2E,F).
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Representative Results
3개월 이내 생존율 및 AVF 개통성
VO 그룹의 총 30마리(75%)의 마우스와 가짜 그룹의 19마리(95%)의 마우스가 AVF 수술에서 살아남았습니다(그림 4A). VO 투여군에서는 8마리의 마우스가 과다출혈(n=5) 또는 자기잠식(n=3)으로 수술 후 1일 이내에 사망한 반면, 2마리의 마우스는 1개월에 원인 불명으로 사망했다.
생존한 VO 마우스(n=30) 중 초음파를 통해 수술 후 21마리의 마우스에서 누공이 성공적으로 확립된 것을 확인했으며, 이는 수술 후 1주일(P14)에 특허를 받았고 수술 후 2주까지 유지되었습니다(P21). 그러나 누공은 7마리의 마우스에서는 1개월에, 2마리의 마우스에서는 2개월에 닫혔다. 3개월 추적 관찰에서 12마리의 마우스만이 지속적인 AVF를 보였습니다. AVF 개통률은 수술 후 1주, 2주, 1개월, 2개월에 각각 70%, 70%, 46.7%, 40%였다(그림 4B).
우심의 혈역학적 변화
혈류역학적 매개변수의 3개월 추적 관찰은 각 그룹의 마우스의 PAD와 RVSV가 모두 2개월 이내에 나이가 들면서 증가한다는 것을 보여주었습니다(두 그룹 모두에서 n=6; 그림 3B,E,F). 가짜 마우스와 비교했을 때, PA-VTI는 수술 후 2주 이내에 VO 그룹에서 유의하게 높았지만(그림 3D), 그 이후에는 감소했고, PAT가 감소함에 따라 PA 흐름 패턴이 바뀌었습니다(그림 3A). VO 그룹의 RVSV는 약 30%-40%의 증가로 2개월 동안 가짜 그룹보다 지속적으로 높았습니다. RVSP는 수술 2개월 후 폐 역류로 유의하게 증가했습니다(그림 3C,G).
우심과 소폐동맥의 형태학적 변화
현미경으로 관찰한 결과, RV는 AVF 후 가짜 그룹에 비해 크게 확대되었습니다(그림 5A). 조직학적 염색은 VO 마우스에서 RV-free 벽이 두꺼워지고 RV 공동이 확대된 것을 보여주었습니다(그림 5B). RV 혈역학적 변화에 따라 RVSP는 수술 후 2개월 후에 상승했습니다. 수술 3개월 후 두 그룹의 마우스에서 채취한 폐 조직을 헤마톡실린 및 에오신(HE) 염색을 위해 무작위로 선택했는데, 그 결과 VO 그룹의 일부 소폐동맥에서 두꺼워진 튜니카 배지, 내피 증식, 말초 염증 세포 침윤이 나타났습니다(그림 5C).
그림 1: 출생 후 쥐의 AVF 수술 개략도 . (A) 수술 기구. (B) AVF 수술 절차. 약어: AVF = 동정맥루; IVC = 하대정맥; AA = 복부 대동맥. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 초음파를 통한 AVF 누공 및 VO 확인. (A) AA의 정상 맥동 흐름 신호(최대 유속: 400mm/s). (B) IVC의 정상적인 혈류 신호. (C) 누공의 유속 증가(내부에 노란색과 녹색 색조가 있는 빨간색 혈류 신호는 누공의 난류 흐름을 나타냄, 최대 수축기 유속: 900mm/s). (D) 유속이 증가한 누공 근처 IVC의 박동성 흐름. (E) 수술 1주일 후 VO 마우스에서 PA-VTI 증가. (F) 수술 1주일 후 가짜 마우스의 PA-VTI(파란색 혈류 신호는 PA의 혈류를 나타냄). 약어: AVF = 동정맥루; IVC = 하대정맥; AA = 복부 대동맥; PA = 폐동맥; VTI = 속도-시간 적분. 도플러 컬러 모드에서 트랜스듀서를 향한 흐름은 빨간색으로 인코딩되고 트랜스듀서에서 멀어지면 파란색으로 인코딩되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 심장 초음파에서 파생된 오른쪽 심장의 혈류역학적 측정. (A) VO 마우스의 각 시점에서의 도플러 흐름 패턴은 PAT가 점진적으로 감소하는 것으로 나타났습니다. (B) PA 파라미터의 2차원 측정. (C) 컬러 도플러 심초음파의 PA 역류. (D-F) 수술 후 VO 마우스의 각 시점에서 PA-VTI, PAD 및 RVSV의 변화. (G) VO(흑색) 및 가짜(회색) 마우스에서 RVSP의 히스토그램은 AVF 수술 후 2개월 및 3개월 동안 RVSP가 증가한 것으로 나타났다(VO 마우스 6개; 가짜 마우스 6개; 스튜던트 t-검정; *통계적 유의성을 나타냄). 약어: P14 = 출생 후 14일; P21 = 출생 후 21일; PVR = 폐 판막 역류; RVSP = 우심실 수축기 혈압; M = 개월; W = 주. 그림 F는 Sun et al.의 허가를 받아14에서 발췌한 것입니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4: AVF 수술 후 마우스의 생존율 및 누공 개통률. (A) 수술 후 생쥐의 생존율(VO 그룹에서는 n=40, 가짜 그룹에서는 n=20). (B) VO 마우스의 누공 개통률(n=30). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 5: 우심의 형태학적 변화 . (A) AVF 수술 후 각 시점에서 VO 마우스의 심장 비대. (B) 수술 후 다른 시점에서의 심장 HE 염색은 RV가 없는 벽이 두꺼워지고 RV 공동이 확대된 것을 보여주었습니다. (C) AVF 후 마우스에서 폐 세동맥의 조직 병리학적 변화는 염증 세포의 침윤과 함께 작은 폐동맥의 증식 및 비대를 보여주었습니다. 눈금 막대: (A) = 5mm; (비) = 2000 μm; (C) = 50μm. 약어: W = 주; M = 개월. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
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Discussion
이전에, 고전적인 RV VO 모델은 밸브 역류(21)를 사용하여 생성되었다. 그러나 AVF와 비교할 때 심장 절개 판막 수술은 더 정교한 기술이 필요할 수 있으며 특히 출생 후 쥐에서 훨씬 더 높은 사망률과 관련될 수 있습니다. 동물 연구에서 AVF22에 의해 VO와 동일한 효과가 달성된 것으로 나타났기 때문에 이 연구에서는 외상이 적은 변형된 복부 누공 수술이 사용되었습니다.
누공을 성공적으로 확립하기 위해 시술 중에 특정 요소를 고려했습니다. 첫째, 시술은 기관내 삽관 및 보조 환기 없이 출생 후 마우스에서 수행되었습니다. 따라서 호흡 부전으로 인한 사망을 피하기 위해 동적 상태에 따라 새끼의 마취 설정을 신속하게 조정하는 것이 필수적이었습니다. 둘째, 강아지의 위와 방광은 수술 중 종종 완전한 상태였습니다. 따라서 후복막 혈관 구조를 적절하게 노출시키기 위해서는 연약한 복부 장기의 손상을 방지하기 위해 부드럽고 섬세한 수술이 필요했습니다. 셋째, 중증 동맥 출혈을 예방하기 위한 AA 결찰술은 새끼에서 수행하기가 어려웠습니다. 따라서 천자 직후 면봉을 이용한 지혈 압박이 필요했습니다. 그 후, 후복막과 복부 장기가 출혈 부위를 더 압박할 수 있게 되었다. 또한 과도한 압박은 조기 누공 부전의 원인이 될 수 있다는 점에 주목했습니다.
성인 RV VO 모델에 비해 외상이 적은 시술로 인해, 출생 후 VO 마우스는 수술 후 초기 기간에 상대적으로 높은 수술 전후 생존율을 보였지만 누공 성공률은 더 낮았다11,23. 심한 출혈 외에도 경험이 부족한 어미를 잡아먹는 것이 수술 후 새끼의 주요 사망 원인이었습니다. 편안하고 조용한 사육 환경, 복부 상처의 단단한 봉합, 빠른 체온 회복, 마취 후 새끼의 완전한 각성은 식인의 위험을 줄일 수 있습니다. 성인 AVF 마우스 모델에 대한 이전 연구에 따르면 AVF의 형성은 수술 후 0-1일의 빠른 혈전증 기간, 3주 동안 누공 성숙 기간, 그리고 마지막으로 3-6주 동안 몇 마리의 마우스에서 누공 재폐쇄를 통한 성공적인 AVF 생성의 세 단계가 있음을 발견했습니다23. 이 연구에서 출생 후 마우스의 누공 개통 곡선도 동일한 궤적을 보였습니다(즉, 누공 폐쇄는 주로 수술 후 1주일 이내 또는 4-8주 동안 발생했으며 나머지 누공은 3개월에 열린 상태로 유지됨). 따라서 복부 초음파로 수술 후 2개월 이내에 출생 후 AVF 마우스의 누공 개통을 확인하는 것이 중요합니다.
RVSV의 증가는 누공 개통을 제외하고는 RV VO에 대한 또 다른 필수 증거입니다. 현재 심장 카테터 삽입은 저체중의 어린 마우스에서 구현하기 어렵습니다. 비침습성, 비교적 간단한 조작 및 동일한 마우스의 지속적인 모니터링의 이점을 활용하여 고주파 변환기를 사용한 심장 초음파를 적용하여 이 연구에서 혈류역학적 변화를 평가했습니다. RVSV는 폐혈류 VTI에 의해 추정되었으며, 출생 후 VO 마우스에서 수술 후 2개월 이내에 약 30%-40% 증가했습니다. 이러한 결과는 이 모델에서 AVF 및 RV VO의 성공적인 확립을 더욱 입증했습니다.
만성 VO는 점차적으로 기능적으로 폐 저항을 증가시키고 결국 PA 세동맥의 혈관 리모델링을 유발할 수 있습니다. 이 과정은 왼쪽에서 오른쪽으로 션트가 있는 CHD가 있는 어린이에게 일반적입니다. 양과 새끼 돼지를 대상으로 한 이전의 동물 연구에서는 AVF가 폐 혈관계의 구조적 및 기능적 변화를 유발할 수 있음이 입증되었습니다 13,24,25. 수술 후 2개월의 후속 추적 관찰에서 PA 감소, 폐 판막 역류 및 VO 마우스에서 RVSV의 하향 추세를 동반한 PA 도플러 흐름의 비정상적인 형태학적 패턴이 관찰되었습니다. 이전에 보고된 바와 같이 PAT는 신생아와 어린이의 RV 후하중을 평가하기 위한 보완 매개변수로 사용할 수 있습니다. 상술한 현상은 VO 마우스(26,27,28)에서 변경된 폐혈관 저항을 시사할 수 있다. 상승된 RV 후부하 또는 압력 과부하를 정량화하기 위해, PAT와 RVET의 비율을 사용하여 성인 마우스18에서 Thibault에 의해 검증된 공식을 사용하여 RVSP의 값을 추정하였으며, 이는 출생 후 모델에서 AVF 수술 후 2개월 후에 RVSP가 유의하게 증가했음을 입증하였다. 또한, VO 마우스의 여러 폐엽에서 염증 및 PA 리모델링에 대한 조직병리학적 증거는 수술 3개월 후 구조적 이상을 추가로 입증했습니다. 따라서, 압력 과부하의 영향을 배제하기 위해, 본 출생 후 마우스 RV VO 모델의 적용은 수술 후 2개월로 제한하는 것이 제안되었다.
요약하면, 수정된 AVF 수술은 출생 후 마우스에서 RV VO 모델을 확립하기 위한 실현 가능한 기술입니다. 누공 폐쇄 및 폐동맥 저항 상승 가능성을 고려하여 복부 초음파, 심초음파를 시행하여 적용 전 모델 상태를 확인해야 합니다.
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Disclosures
신고할 이해 상충이 없습니다.
Acknowledgments
이 연구는 중국 국립과학재단(National Science Foundation of China, 82200309위)과 닝보(Ningbo)의 우수 의료팀 혁신 프로젝트(Innovation Project of Distinguished Medical Team, 2022020405위)의 지원을 받았습니다
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 70% Ethanol | Tiandz,Chia | ||
| ACETAMINOPHEN Oral Solution | VistaPharm, Inc. Largo, FL 33771, USA | NDC 66689-054-01 | |
| Anesthesia machine | RWD Life Science,China | R550IP | |
| Anesthesia mask | RWD Life Science,China | 68680 | |
| C57BL/6 mice | Xipu’er-bikai Experimental Animal Co., Ltd (Shanghai, China) | ||
| Hair removal cream | Veet, France | VT-200 | |
| Hematoxylin and eosin Kit | Beyotime biotech | C0105M | |
| Isoflurane | RWD Life Science,China | R510-22-10 | |
| Microscope | Yuyan Instruments, China | SM-301 | |
| Surgical suture needles | NINGBO MEDICAL NEEDLE CO.,LTD, China | ||
| Thermostatic heating platform | Qingdao Juchuang Environmental Protection Group Co., Ltd, China | ||
| Ultrasound device | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | Vevo 2100 | Image modes includes B-Mode, Color Doppler Mode and Pulsed Wave Doppler Mode |
| Ultrasound gel | Parker Laboratories,United States | REF 01-08 | |
| Ultrasound transducer | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | MS 400 |
References
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