Summary
Ce protocole présente l’établissement et la confirmation d’un modèle de surcharge du volume ventriculaire droit postnatal chez la souris atteinte de fistule artérioveineuse abdominale (FAV), qui peut être appliqué pour étudier comment la VO contribue au développement cardiaque postnatal.
Abstract
La surcharge volumique ventriculaire droite (RV) est fréquente chez les enfants atteints de cardiopathie congénitale. Compte tenu des stades de développement distincts, le myocarde RV peut répondre différemment à la VO chez les enfants par rapport aux adultes. La présente étude vise à établir un modèle de VO RV postnatale chez la souris à l’aide d’une fistule artérioveineuse abdominale modifiée. Pour confirmer la création de VO et les changements morphologiques et hémodynamiques suivants du RV, une échographie abdominale, une échocardiographie et une coloration histochimique ont été effectuées pendant 3 mois. En conséquence, la procédure chez les souris postnatales a montré un taux de survie et de réussite de la fistule acceptable. Chez les souris VO, la cavité RV a été élargie avec une paroi libre épaissie, et le volume d’AVC a été augmenté d’environ 30% à 40% dans les 2 mois suivant la chirurgie. Par la suite, la pression systolique du RV a augmenté, une régurgitation valvulaire pulmonaire correspondante a été observée et un remodelage de la petite artère pulmonaire est apparu. En conclusion, la chirurgie de la fistule artérioveineuse modifiée (FAV) est réalisable pour établir le modèle RV VO chez les souris postnatales. Compte tenu de la probabilité de fermeture de la fistule et d’une résistance élevée de l’artère pulmonaire, une échographie abdominale et une échocardiographie doivent être effectuées pour confirmer l’état du modèle avant l’application.
Introduction
La surcharge volumique ventriculaire droite (RV) est fréquente chez les enfants atteints de cardiopathie congénitale (CHD), ce qui entraîne un remodelage myocardiologique pathologique et un mauvais pronostic à long terme 1,2,3. Une compréhension approfondie du remodelage du VR et des interventions ciblées précoces connexes est essentielle pour obtenir de bons résultats chez les enfants atteints de coronaropathie. Il existe plusieurs différences dans les structures moléculaires, les fonctions physiologiques et les réponses aux stimuli dans le cœur des adultes et des enfants 1,4,5,6. Par exemple, sous l’influence d’une surcharge de pression, la prolifération des cardiomyocytes est la réponse principale dans les cœurs néonatals, tandis que la fibrose se produit dans les cœurs adultes 5,6. De plus, de nombreux médicaments efficaces dans le traitement de l’insuffisance cardiaque chez l’adulte n’ont aucun effet thérapeutique sur l’insuffisance cardiaque chez l’enfant et peuvent même causer d’autres dommages 7,8. Par conséquent, les conclusions tirées des animaux adultes ne peuvent pas être directement appliquées aux jeunes animaux.
Le modèle de la fistule artérioveineuse (FAV) a été utilisé pendant des décennies pour induire une VO cardiaque chronique et un dysfonctionnement cardiaque correspondant chez des animaux adultes de différentes espèces 9,10,11,12,13. Cependant, on sait peu de choses sur le modèle chez les souris postnatales. Dans nos études précédentes, un modèle murin postnatal VO a été généré avec succès par la création d’une FAV abdominale. La modification de la voie de développement de la RV dans le cœur postnatal a également été démontrée14,15,16,17.
Afin d’explorer le processus chirurgical modifié sous-jacent et les caractéristiques du présent modèle, un protocole détaillé est présenté ; Le modèle est évalué pendant 3 mois dans cette étude.
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Protocol
Toutes les procédures présentées ici étaient conformes aux principes énoncés dans la Déclaration d’Helsinki et ont été approuvées par le Comité du bien-être animal et des études humaines du Centre médical pour enfants de Shanghai (SCMC-LAWEC-2023-003). Des chiots souris C57BL/6 (P7, mâles, 3-4 g) ont été utilisés pour la présente étude. Les animaux ont été obtenus auprès d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux). Les bébés souris et leurs mères allaitantes (chiots : mères = 6 :1 dans une seule cage) ont été maintenus dans des conditions de laboratoire exemptes d’agents pathogènes spécifiques sous un cycle de lumière et d’obscurité de 12 h à 22 ± 2 °C avec un accès gratuit à l’eau et à un régime nutritionnel. Les chiots ont été randomisés en deux groupes : un groupe VO et un groupe simulé (simulacre).
1. Préparation de l’équipement et des outils chirurgicaux
REMARQUE : Les détails commerciaux de tous les matériaux/équipements sont répertoriés dans le tableau des matériaux.
- Assurez-vous que les types d’équipement suivants sont prêts et fonctionnent correctement : table d’opération (panneau en plastique mousse), appareil d’anesthésie par inhalation, microscope avec éclairage vertical et caméra intégrée, appareil à ultrasons avec transducteur de 24 MHz et plate-forme de chauffage thermostatique.
- Stérilisez les instruments chirurgicaux (c.-à-d. un porte-aiguille, une pince à pointe fine et des ciseaux à ressort Vannas à manche rond).
- Assemblez les consommables suivants : aiguilles de suture chirurgicales 11-0 et 9-0 (pointe conique) avec fil, bandes adhésives, aiguilles de seringue de 5 ml, soie 2-0 (fixation chirurgicale), cotons-tiges stériles et gel à ultrasons.
- Assurez-vous que les réactifs suivants sont présents : bétadine, éthanol à 70 %, solution saline stérile normale, isoflurane, acétaminophène, pommade ophtalmique et crème dépilatoire.
2. Intervention chirurgicale
REMARQUE : La procédure de chirurgie de la fistule a été modifiée selon la méthode décrite précédemment11. La figure 1 montre un diagramme schématique de l’opération de la FAV chez les souris postnatales.
- Anesthésie et contention
- Placez les chiots souris dans une boîte d’induction d’anesthésie alimentée en isoflurane/oxygène à 2 % pendant 2 min avec un débit réglé sur 1 L/min. Administrer de l’acétaminophène (0,1 ml PO de 80 mg/2,5 ml) à l’aide d’une seringue antituberculeuse.
- Placez les chiots en décubitus dorsal sur la table d’opération avec inhalation nasale d’isoflurane à 1,5 % avec un débit de 0,8 L/min pour maintenir l’anesthésie. Ajustez la position du chiot en attachant les pattes aux aiguilles de seringue fixes. Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux des chiots pour prévenir la dessiccation de la cornée.
- Pincez la queue du chiot anesthésié pour vérifier sa réactivité à la douleur ; Aucun mouvement corporel évident n’indique une anesthésie adéquate.
- Chirurgie de la fistule
- Désinfectez la peau avec trois gommages alternés de bétadine et d’éthanol à 70 %, puis drapez le site chirurgical. Coupez la paroi abdominale et le péritoine du bas-ventre au sous-xiphoïde pour exposer complètement la cavité péritonéale, en prenant soin de ne pas blesser les organes abdominaux. Versez une solution saline stérile normale pour humidifier les organes extériorisés.
- Retirez doucement le tractus gastro-intestinal et la vessie du site chirurgical à l’aide de cotons-tiges pour visualiser l’aorte abdominale verticale (AA) et la veine cave inférieure (IVC) sous le rétropéritoine. Faites pivoter la table d’opération de 90° dans le sens inverse des aiguilles d’une montre et ajustez le grossissement du microscope pour visualiser clairement les deux vaisseaux horizontaux.
- Ponctionner la fistule de l’AA dans l’IVC dans une direction oblique de 1 cm distale par rapport à l’artère rénale avec une aiguille de suture 11-0 (diamètre = 0,07 mm). Vérifier la création réussie de la fistule en fonction de l’enflure et du mélange du sang veineux et artériel dans la CIV.
- Ensuite, comprimez rapidement le point de saignement à l’aide d’une force appropriée appliquée avec des cotons-tiges secs pendant 15 s. Replacez l’estomac, les intestins et la vessie dans la cavité abdominale dès que possible pour favoriser la compression hémostatique.
- Suturez la paroi abdominale et le péritoine avec un point de couverture à l’aide d’un fil de suture 9-0. Arrêtez l’anesthésie et fournissez aux chiots 100% d’oxygène pendant 1 min.
- Réanimation sous anesthésie
- Placez les chiots sur une plate-forme chauffante à 38 °C. Après un réveil complet avec vitalité, remettez les chiots à leur mère allaitante. L’ensemble de la procédure dure environ 15 min.
NOTE : Dans la présente étude, le groupe fictif subit la même procédure, à l’exception de l’étape de ponction.
- Placez les chiots sur une plate-forme chauffante à 38 °C. Après un réveil complet avec vitalité, remettez les chiots à leur mère allaitante. L’ensemble de la procédure dure environ 15 min.
3. Confirmation échographique de la fistule
NOTA : Le fonctionnement général de l’appareil à ultrasons était identique à celui des rapports précédents18,19.
- Confirmation de la fistule par échographie abdominale
- Après l’induction de l’anesthésie (étape 2.1.1), fixez les souris avec des bandes de ruban adhésif en position couchée sur le dos sur la plate-forme chaude. Ensuite, connectez les souris à un moniteur d’électrocardiogramme (ECG) avec du gel à ultrasons. Maintenir l’anesthésie à l’aide d’isoflurane à 1,5 % à un débit de 0,8 L/min.
- Préparez la peau de la poitrine et de l’abdomen à l’aide d’une crème dépilatoire. Après quelques secondes, retirez la crème à l’aide d’un coton imbibé d’eau tiède. Placez le transducteur (24 MHz) sur la ligne médio-abdominale et faites pivoter le marqueur du transducteur sur la tête des souris.
- Déplacez la plate-forme vers le bas vers le côté gauche ou droit des souris et utilisez le mode B et le mode Doppler couleur pour visualiser la vue grand axe des vaisseaux et des signaux sanguins18,19. Mesurez la vitesse du flux sanguin de l’AA, de l’IVC et de la fistule pour confirmer la perméabilité de l’AVF en mode Doppler à ondes pulsées.
REMARQUE : La création réussie d’une fistule à l’échographie a été indiquée par un signal d’écoulement turbulent visible entre l’AA et l’IVC (Figure 2C). La vitesse du flux sanguin Doppler au site de la FAV était significativement élevée par rapport à une vitesse systolique relativement plus faible dans l’AA (Figure 2A,C). De plus, contrairement aux schémas d’écoulement normaux dans l’IVC (Figure 2B), la forme d’onde pulsatile du flux sanguin IVC à proximité de l’AVF a également confirmé la création réussie de la fistule (Figure 2D).
- Confirmation de la VO par échocardiographie
- Déplacez la partie arrière de la plate-forme vers le bas, placez le transducteur (24 MHz) sur la poitrine et faites pivoter le marqueur du transducteur sur l’épaule droite des souris. Visualisez la vue parasternale modifiée de l’artère pulmonaire (PA) à l’aide du mode B et du mode Doppler couleur.
- À l’aide du mode Doppler à ondes pulsées, mesurez les signaux de flux sanguin dans le PA, y compris l’intégrale de temps de vitesse (PA-VTI), le diamètre de la valve PA (PAD), le temps d’accélération artérielle pulmonaire (PAT) et le temps d’éjection RV (RVET) (Figure 2E, F et Figure 3A, B).
- Mesurez les paramètres échographiques à partir de la moyenne de trois mesures consécutives. Calculer le volume d’AVC (RVSV, mL) et la pression systolique RV (RVSP, mmHg) à l’aide des formules suivantes20 :
RVSV [mL] = 1/4 × πD2 × VTIPA
RVSP [mmHg] = -83,7 × PAT/RVET - indice + 63,7
REMARQUE : Compte tenu du biais de mesure des ultrasons, une augmentation de >15 % del’AP RVSV ou VTI chez les souris VO par rapport aux souris du groupe fictif a été considérée comme VO dans le RV (Figure 2E, F).
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Representative Results
Taux de survie et perméabilité de la FAV dans les 3 mois
Au total, 30 souris (75 %) du groupe VO et 19 (95 %) souris du groupe simulé ont survécu à la chirurgie de la FAV (Figure 4A). Dans le groupe VO, huit souris sont mortes dans un délai d’un jour après la chirurgie en raison d’un saignement excessif (n = 5) ou d’une cannibalisation (n = 3), tandis que deux souris sont mortes de causes inconnues à 1 mois.
Parmi les souris VO survivantes (n = 30), l’échographie a confirmé l’établissement réussi de fistules chez 21 souris en postopératoire, qui se sont révélées patentes à 1 semaine postopératoire (P14) et maintenues jusqu’à 2 semaines postopératoires (P21). Cependant, la fistule s’est refermée à 1 mois chez sept souris et à 2 mois chez deux souris. Seulement 12 souris avaient une FAV persistante au suivi de 3 mois. Les taux de perméabilité de la FAV étaient respectivement de 70, 70, 46,7 et 40 % à 1 semaine, 2 semaines, 1 mois et 2 mois après l’opération (figure 4B).
Changements hémodynamiques dans le cœur droit
Le suivi à 3 mois des paramètres hémodynamiques a montré que la MAP et le RVSV des souris de chaque groupe augmentaient avec l’âge dans les deux mois (n = 6 dans les deux groupes ; Figures 3B, E et F). Par rapport aux souris opérées par simulacre, le PA-VTI était significativement plus élevé dans le groupe VO dans les 2 semaines postopératoires (Figure 3D), mais a diminué par la suite, et les schémas de flux PA ont changé avec la diminution de la PAT (Figure 3A). Le RVSV dans le groupe VO était constamment plus élevé que celui dans le groupe simulé pendant 2 mois, avec une augmentation d’environ 30 % à 40 %. Le RVSP a été significativement augmenté avec des régurgitations pulmonaires 2 mois après la chirurgie (Figure 3C,G).
Changements morphologiques dans le cœur droit et les petites artères pulmonaires
Au microscope, le RV a été considérablement agrandi par rapport au groupe fictif après l’AVF (Figure 5A). La coloration histologique a montré un épaississement de la paroi sans RV et une cavité RV élargie chez les souris VO (Figure 5B). Selon les changements hémodynamiques du RV, le RVSP était élevé 2 mois après la chirurgie. Les tissus pulmonaires de deux groupes de souris 3 mois après la chirurgie ont été sélectionnés au hasard pour la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (HE), qui a montré un épaississement de la tunique moyenne, une hyperplasie endothéliale et une infiltration de cellules inflammatoires périphériques dans certaines des petites artères pulmonaires du groupe VO (Figure 5C).
Figure 1 : Schéma de principe de l’opération de la FAV chez la souris postnatale. (A) Instruments chirurgicaux. (B) La procédure de la chirurgie de la FAV. Abréviations : AVF = fistule artérioveineuse ; IVC = veine cave inférieure ; AA = aorte abdominale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Confirmation de la fistule AVF et de la VO par échographie. (A) Signal d’écoulement pulsatile normal dans l’AA (vitesse d’écoulement de pointe : 400 mm/s). (B) Signal de débit sanguin normal de l’IVC. (C) Augmentation de la vitesse d’écoulement au niveau de la fistule (le signal rouge du flux sanguin avec une teinte jaune et verte à l’intérieur indiquait un signal d’écoulement turbulent au niveau de la fistule ; vitesse d’écoulement systolique maximale : 900 mm/s). (D) Écoulement pulsatile dans l’IVC près de la fistule avec l’augmentation de la vitesse d’écoulement. (E) Augmentation de PA-VTI chez les souris VO 1 semaine après la chirurgie. (F) PA-VTI chez les souris fictives 1 semaine après la chirurgie (le signal bleu du flux sanguin indiquait le flux sanguin du PA). Abréviations : AVF = fistule artérioveineuse ; IVC = veine cave inférieure ; AA = aorte abdominale ; PA = artère pulmonaire ; VTI = intégrale vitesse-temps. En mode couleur Doppler, le flux vers le transducteur était codé en rouge et l’éloignement du transducteur était codé en bleu. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Mesures hémodynamiques du cœur droit dérivées de l’échocardiographie. (A) Les schémas d’écoulement Doppler à chaque point de temps des souris VO ont montré une diminution progressive de la PAT. (B) Mesures bidimensionnelles des paramètres de l’AP. (C) Régurgitation de l’AP sur échocardiographie Doppler couleur. (D-F) Changements dans le PA-VTI, MAP et RVSV à chaque point temporel chez les souris VO postopératoires. (G) L’histogramme de la RVSP chez les souris VO (noires) et fictives (grises) a montré une augmentation de la RVSP dans les 2 mois et 3 mois suivant la chirurgie de la FAV (six souris VO ; six souris fictives ; Test t de l’étudiant ; *représente la signification statistique). Abréviations : P14 = 14e jour postnatal ; P21 = 21e jour postnatal ; PVR = régurgitation valvulaire pulmonaire ; RVSP = pression systolique ventriculaire droite ; M = mois ; W = semaines. La figure F est adaptée de Sun et al. avec la permission14. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Taux de survie et taux de perméabilité de la fistule chez les souris après une chirurgie de la FAV. (A) Le taux de survie des souris postnatales après la chirurgie (n = 40 dans le groupe VO ; n = 20 dans le groupe simulé). (B) Taux de perméabilité de la fistule chez les souris VO (n = 30). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Changements morphologiques dans le cœur droit. (A) Hypertrophie du cœur chez les souris VO à chaque moment après la chirurgie de la FAV. (B) La coloration de l’HE cardiaque à différents moments après la chirurgie a montré un épaississement de la paroi sans RV et une cavité RV élargie. (C) Modifications histopathologiques des artérioles pulmonaires chez la souris après que la FAV ait montré une hyperplasie et une hypertrophie des petites artères pulmonaires avec infiltration de cellules inflammatoires. Barres d’échelle : (A) = 5 mm ; (B) = 2000 μm ; (C) = 50 μm. Abréviations : W = semaines ; M = mois. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Auparavant, le modèle RV VO classique était créé à l’aide de la régurgitation de la valve21 ; cependant, par rapport à la FAV, la chirurgie valvulaire à cœur ouvert peut nécessiter des techniques plus sophistiquées et peut être associée à une mortalité significativement plus élevée, en particulier chez les souris postnatales. Comme des études animales ont montré que le même effet de VO a été obtenu par AVF22, la chirurgie modifiée de la fistule abdominale avec moins de traumatisme a été utilisée dans cette étude.
Certains facteurs ont été pris en compte au cours de l’intervention pour réussir l’établissement de la fistule. Tout d’abord, la procédure a été menée chez des souris postnatales sans intubation endotrachéale ni ventilation assistée ; Par conséquent, il était essentiel d’ajuster rapidement les paramètres d’anesthésie des chiots en fonction de leur état dynamique afin d’éviter la mort par insuffisance respiratoire. Deuxièmement, l’estomac et la vessie du chiot étaient souvent dans un état complet pendant la chirurgie. Par conséquent, pour exposer adéquatement les structures vasculaires rétropéritonéales, une opération douce et délicate a été nécessaire pour éviter de blesser les organes abdominaux fragiles. Troisièmement, la ligature de l’AA pour prévenir les saignements artériels graves était difficile à réaliser chez les chiots ; Par conséquent, une compression hémostatique à l’aide de cotons-tiges immédiatement après la ponction était nécessaire. Par la suite, il était possible pour le rétropéritoine et les organes abdominaux de produire une compression supplémentaire sur le site de saignement. De plus, il a été noté qu’une compression excessive peut contribuer à l’échec précoce de la fistule.
En raison de la procédure moins traumatisante par rapport aux modèles VO RV adultes, les souris VO postnatales ont montré une survie périopératoire relativement plus élevée, mais des taux de réussite de la fistule plus faibles au début de la période postopératoire11,23. En plus d’une hémorragie sévère, la cannibalisation de la mère inexpérimentée était la principale cause de décès chez les chiots après la chirurgie. Un environnement d’élevage confortable et calme, une fermeture hermétique des plaies abdominales, une récupération rapide de la température corporelle et un réveil complet des chiots après l’anesthésie peuvent réduire le risque de cannibalisation. Des études antérieures sur des modèles murins adultes de FAV ont montré que la formation de la FAV comporte trois étapes : une période de thrombose rapide les jours postopératoires 0-1, une période de maturité de la fistule pendant 3 semaines, et enfin une création réussie de FAV avec refermeture de la fistule chez quelques souris en 3-6 semaines23. Dans cette étude, la courbe de perméabilité de la fistule des souris postnatales a également montré la même trajectoire (c’est-à-dire que la fermeture de la fistule s’est principalement produite dans un délai d’une semaine ou pendant 4 à 8 semaines après la chirurgie, et les fistules restantes sont restées ouvertes à 3 mois). Par conséquent, il est essentiel de confirmer la perméabilité de la fistule chez les souris AVF postnatales dans les 2 mois suivant la chirurgie par échographie abdominale.
L’augmentation de la RVSV est un autre élément de preuve essentiel de la VO RV, à l’exception de la perméabilité de la fistule. À l’heure actuelle, le cathétérisme cardiaque est difficile à mettre en œuvre chez les jeunes souris de faible poids. Bénéficiant des avantages de son caractère non invasif, de sa manipulation relativement simple et de la surveillance continue de la même souris, l’échocardiographie avec transducteurs à haute fréquence a été appliquée pour évaluer les changements hémodynamiques dans cette étude. Le RVSV a été estimé par le débit sanguin pulmonaire VTI, et il a augmenté d’environ 30 % à 40 % dans les 2 mois suivant la chirurgie chez les souris VO postnatales. Ces résultats ont également prouvé la mise en place réussie de l’AVF et de la RV VO dans ce modèle.
L’AV chronique peut progressivement conduire à une résistance pulmonaire fonctionnellement élevée et finalement à un remodelage vasculaire des artérioles PA. Ce processus est fréquent chez les enfants atteints de coronaropathie avec un shunt de gauche à droite. Des études antérieures chez l’animal chez l’ovin et le porcelet ont prouvé que la FAV pouvait entraîner des changements structurels et fonctionnels dans le système vasculaire pulmonaire 13,24,25. Au cours du suivi subséquent à 2 mois après la chirurgie, des schémas morphologiques anormaux du flux Doppler PA avec une diminution de la PAT, une régurgitation valvulaire pulmonaire et une tendance à la baisse du RVSV chez les souris VO ont été observés. Comme indiqué précédemment, le PAT peut être utilisé comme paramètre complémentaire pour évaluer la postcharge RV chez les nouveau-nés et les enfants. Les phénomènes mentionnés ci-dessus peuvent suggérer une altération de la résistance vasculaire pulmonaire chez les souris VO26,27,28. Pour quantifier la postcharge élevée ou la surcharge de pression, le rapport de PAT et de RVET a été utilisé pour estimer la valeur de RVSP à l’aide de la formule vérifiée par Thibault chez la souris adulte18, qui a démontré que la RVSP était significativement augmentée 2 mois après la chirurgie de la FAV dans le modèle postnatal. De plus, des preuves histopathologiques d’inflammation et de remodelage de l’AP dans plusieurs lobes pulmonaires de souris VO ont prouvé les anomalies structurelles 3 mois après la chirurgie. Par conséquent, pour exclure l’effet d’une surcharge de pression, il a été suggéré que l’application de ce modèle de VO RV chez la souris postnatale était limitée à 2 mois après la chirurgie.
En résumé, la chirurgie de la FAV modifiée est une technique réalisable pour établir le modèle RV VO chez les souris postnatales. Compte tenu de la probabilité de fermeture de la fistule et d’élévation de la résistance de l’artère pulmonaire, une échographie abdominale et une échocardiographie doivent être effectuées pour confirmer l’état du modèle avant l’application.
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Disclosures
Il n’y a pas de conflits d’intérêts à déclarer.
Acknowledgments
Ces travaux ont été soutenus par la Fondation nationale des sciences de Chine (n° 82200309) et le projet d’innovation de l’équipe médicale distinguée de Ningbo (n° 2022020405)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 70% Ethanol | Tiandz,Chia | ||
| ACETAMINOPHEN Oral Solution | VistaPharm, Inc. Largo, FL 33771, USA | NDC 66689-054-01 | |
| Anesthesia machine | RWD Life Science,China | R550IP | |
| Anesthesia mask | RWD Life Science,China | 68680 | |
| C57BL/6 mice | Xipu’er-bikai Experimental Animal Co., Ltd (Shanghai, China) | ||
| Hair removal cream | Veet, France | VT-200 | |
| Hematoxylin and eosin Kit | Beyotime biotech | C0105M | |
| Isoflurane | RWD Life Science,China | R510-22-10 | |
| Microscope | Yuyan Instruments, China | SM-301 | |
| Surgical suture needles | NINGBO MEDICAL NEEDLE CO.,LTD, China | ||
| Thermostatic heating platform | Qingdao Juchuang Environmental Protection Group Co., Ltd, China | ||
| Ultrasound device | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | Vevo 2100 | Image modes includes B-Mode, Color Doppler Mode and Pulsed Wave Doppler Mode |
| Ultrasound gel | Parker Laboratories,United States | REF 01-08 | |
| Ultrasound transducer | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | MS 400 |
References
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