Summary
Dieses Protokoll stellt die Etablierung und Bestätigung eines postnatalen Modells der rechtsventrikulären Volumenüberlastung (VO) bei Mäusen mit abdominaler arteriovenöser Fistel (AVF) dar, das angewendet werden kann, um zu untersuchen, wie VO zur postnatalen Herzentwicklung beiträgt.
Abstract
Eine rechtsventrikuläre (RV) Volumenüberlastung (VO) tritt häufig bei Kindern mit angeborenen Herzfehlern auf. Aufgrund unterschiedlicher Entwicklungsstadien kann das RV-Myokard bei Kindern anders auf VO reagieren als bei Erwachsenen. Die vorliegende Studie zielt darauf ab, ein postnatales RV-VO-Modell in Mäusen unter Verwendung einer modifizierten abdominalen arteriovenösen Fistel zu etablieren. Um die Entstehung der VO und die folgenden morphologischen und hämodynamischen Veränderungen des RV zu bestätigen, wurden 3 Monate lang abdominelle Ultraschalluntersuchungen, Echokardiographie und histochemische Färbungen durchgeführt. Infolgedessen zeigte das Verfahren bei postnatalen Mäusen eine akzeptable Überlebens- und Fistelerfolgsrate. Bei VO-Mäusen war der RV-Hohlraum mit einer verdickten freien Wand vergrößert und das Schlagvolumen wurde innerhalb von 2 Monaten nach der Operation um etwa 30%-40% erhöht. Danach stieg der systolische Druck der RV an, es wurde eine entsprechende Pulmonalklappeninsuffizienz beobachtet und es trat ein Remodeling der kleinen Pulmonalarterie auf. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass eine modifizierte arteriovenöse Fistelchirurgie (AVF) möglich ist, um das RV-VO-Modell in postnatalen Mäusen zu etablieren. Unter Berücksichtigung der Wahrscheinlichkeit eines Fistelverschlusses und eines erhöhten Lungenarterienwiderstands müssen vor der Anwendung Ultraschall des Abdomens und eine Echokardiographie durchgeführt werden, um den Modellstatus zu bestätigen.
Introduction
Eine rechtsventrikuläre (RV) Volumenüberlastung (VO) ist bei Kindern mit angeborenen Herzfehlern (KHK) häufig, was zu einem pathologischen Myokardumbau und einer schlechten Langzeitprognose führt 1,2,3. Ein tiefgreifendes Verständnis des RV-Umbaus und der damit verbundenen frühzeitigen gezielten Interventionen ist für ein gutes Ergebnis bei Kindern mit KHK unerlässlich. Es gibt mehrere Unterschiede in den molekularen Strukturen, physiologischen Funktionen und Reaktionen auf Reize im Herzen von Erwachsenen und Kindern 1,4,5,6. Unter dem Einfluss einer Drucküberlastung ist beispielsweise die Kardiomyozytenproliferation die Hauptreaktion bei neonatalen Herzen, während die Fibrose bei erwachsenen Herzen auftritt 5,6. Darüber hinaus haben viele wirksame Medikamente zur Behandlung der Herzinsuffizienz bei Erwachsenen keine therapeutische Wirkung auf die Herzinsuffizienz bei Kindern und können sogar weitere Schäden verursachen 7,8. Daher können Schlussfolgerungen, die von erwachsenen Tieren gezogen werden, nicht direkt auf Jungtiere übertragen werden.
Das Modell der arteriovenösen Fistel (AVF) wird seit Jahrzehnten verwendet, um bei erwachsenen Tieren verschiedener Spezies eine chronische Herz-VO und eine entsprechende kardiale Dysfunktion zu induzieren 9,10,11,12,13. Über das Modell bei postnatalen Mäusen ist jedoch wenig bekannt. In unseren bisherigen Studien wurde erfolgreich ein postnatales VO-Mausmodell durch die Erstellung einer abdominalen AVF generiert. Der veränderte RV-Entwicklungsverlauf im postnatalen Herzen wurde ebenfalls nachgewiesen14,15,16,17.
Um den zugrundeliegenden modifizierten chirurgischen Prozess und die Eigenschaften des vorliegenden Modells zu untersuchen, wird ein detailliertes Protokoll vorgestellt; Das Modell wird in dieser Studie für 3 Monate evaluiert.
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Protocol
Alle hier vorgestellten Verfahren entsprachen den in der Deklaration von Helsinki dargelegten Grundsätzen und wurden vom Ausschuss für Tierschutz und Humanstudien am Shanghai Children's Medical Center genehmigt (SCMC-LAWEC-2023-003). Für die vorliegende Studie wurden C57BL/6 Mäusejungtiere (P7, Männchen, 3-4 g) verwendet. Die Tiere stammten aus einer kommerziellen Quelle (siehe Materialtabelle). Die Mäusejungtiere und ihre säugenden Mütter (Jungtiere:Mütter = 6:1 in einem Einzelkäfig) wurden unter spezifisch-pathogenfreien Laborbedingungen in einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus bei 22 ± 2 °C mit freiem Zugang zu Wasser und einer Ernährungsdiät gehalten. Die Welpen wurden nach dem Zufallsprinzip in zwei Gruppen eingeteilt: eine VO-Gruppe und eine scheinoperierte (Schein-)Gruppe.
1. Vorbereitung der Ausrüstung und des chirurgischen Werkzeugs
HINWEIS: Die kaufmännischen Details aller Materialien/Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.
- Stellen Sie sicher, dass die folgenden Arten von Geräten einsatzbereit sind und ordnungsgemäß funktionieren: Operationstisch (Schaumstoffplatte), Inhalationsanästhesiegerät, Mikroskop mit vertikaler Beleuchtung und eingebauter Kamera, Ultraschallgerät mit einem 24-MHz-Wandler und thermostatische Heizplattform.
- Sterilisieren Sie die chirurgischen Instrumente (z. B. einen Mikronadelhalter, eine Pinzette mit feiner Spitze und eine Vannas-Federschere mit rundem Griff).
- Montieren Sie die folgenden Verbrauchsmaterialien: 11-0 und 9-0 chirurgische Nahtnadeln (Taper-Point) mit Faden, Klebestreifen, 5-ml-Spritzennadeln, 2-0 Seide (chirurgische Fixierung), sterile Wattestäbchen und Ultraschallgel.
- Stellen Sie sicher, dass die folgenden Reagenzien vorhanden sind: Betadin, 70% Ethanol, normale sterile Kochsalzlösung, Isofluran, Paracetamol, Augensalbe und Haarentfernungscreme.
2. Chirurgischer Eingriff
HINWEIS: Das Verfahren der Fisteloperation wurde nach der zuvor beschriebenen Methode11 modifiziert. Abbildung 1 zeigt eine schematische Darstellung der AVF-Operation bei postnatalen Mäusen.
- Anästhesie und Fixierung
- Legen Sie die Mäusebabys für 2 Minuten mit einem auf 1 l/min eingestellten Durchfluss in eine Anästhesie-Induktionsbox, die mit 2 % Isofluran/Sauerstoff versorgt wird. Paracetamol (0,1 ml PO von 80 mg/2,5 ml) mit einer TB-Spritze verabreichen.
- Legen Sie die Welpen in Rückenlage auf den Operationstisch mit nasaler Inhalation von 1,5% Isofluran mit einem Durchfluss von 0,8 l/min, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten. Passen Sie die Position des Welpen an, indem Sie die Beine an die festen Spritzennadeln binden. Tragen Sie eine Augensalbe auf die Augen der Welpen auf, um eine Austrocknung der Hornhaut zu verhindern.
- Kneifen Sie den Schwanz des betäubten Welpen, um seine Schmerzreaktion zu überprüfen. Keine offensichtlichen Körperbewegungen deuten auf eine ausreichende Anästhesie hin.
- Fistel-OP
- Desinfizieren Sie die Haut mit drei abwechselnden Peelings aus Betadin und 70%igem Ethanol und decken Sie dann die Operationsstelle ab. Schneiden Sie die Bauchdecke und das Bauchfell vom Unterbauch bis zum Subxiphoid durch, um die Bauchhöhle vollständig freizulegen, und achten Sie darauf, die Bauchorgane nicht zu verletzen. Tropfen Sie normale, sterile Kochsalzlösung, um die externalisierten Organe zu befeuchten.
- Ziehen Sie den Magen-Darm-Trakt und die Blase vorsichtig mit Wattestäbchen von der Operationsstelle weg, um die vertikale Bauchaorta (AA) und die untere Hohlvene (IVC) unter dem Retroperitoneum sichtbar zu machen. Drehen Sie den OP-Tisch um 90° gegen den Uhrzeigersinn und stellen Sie die Vergrößerung des Mikroskops so ein, dass die beiden horizontalen Gefäße deutlich sichtbar sind.
- Die Fistel vom AA in die IVC wird in schräger Richtung 1 cm distal der Nierenarterie mit einer 11-0-Nahtnadel (Durchmesser = 0,07 mm) punktiert. Überprüfen Sie die erfolgreiche Fistelbildung anhand der Schwellung und Vermischung von venösem und arteriellem Blut in der IVC.
- Als nächstes wird die Blutungsstelle mit einer geeigneten Kraft, die mit trockenen Wattestäbchen 15 s lang ausgeübt wird, schnell komprimiert. Ersetzen Sie Magen, Darm und Blase in der Bauchhöhle so schnell wie möglich, um die hämostatische Kompression zu fördern.
- Vernähen Sie die Bauchdecke und das Bauchfell mit einem Blanketstich mit einem 9-0-Nahtfaden. Beenden Sie die Anästhesie und versorgen Sie die Welpen 1 Minute lang mit 100% Sauerstoff.
- Anästhesie-Reanimation
- Legen Sie die Welpen auf eine 38 °C heiße Heizplattform. Nach einem vollständigen Erwachen mit Vitalität bringen Sie die Welpen zu ihrer säugenden Mutter zurück. Die gesamte Prozedur dauert ca. 15 Minuten.
ANMERKUNG: In der vorliegenden Studie durchläuft die Scheingruppe das gleiche Verfahren mit Ausnahme des Punktionsschritts.
- Legen Sie die Welpen auf eine 38 °C heiße Heizplattform. Nach einem vollständigen Erwachen mit Vitalität bringen Sie die Welpen zu ihrer säugenden Mutter zurück. Die gesamte Prozedur dauert ca. 15 Minuten.
3. Ultraschallbestätigung der Fistel
ANMERKUNG: Die allgemeine Funktionsweise des Ultraschallgeräts war identisch mit früheren Berichten18,19.
- Bestätigung der Fistel durch Ultraschall des Abdomens
- Nach der Narkoseeinleitung (Schritt 2.1.1) fixieren Sie die Mäuse mit Klebebandstreifen in Rückenlage auf der warmen Plattform. Schließen Sie die Mäuse dann an einen Elektrokardiogramm-Monitor (EKG) mit Ultraschallgel an. Halten Sie die Anästhesie mit 1,5 % Isofluran bei einem Durchfluss von 0,8 l/min aufrecht.
- Bereiten Sie die Brust- und Bauchhaut mit einer Haarentfernungscreme vor. Nach einigen Sekunden die Creme mit einem warmen, mit Wasser getränkten Wattestäbchen entfernen. Platzieren Sie den Schallkopf (24 MHz) auf der Mittelbauchlinie und drehen Sie den Schallkopfmarker zum Kopf der Mäuse.
- Bewegen Sie die Plattform nach unten auf die linke oder rechte Seite der Mäuse und verwenden Sie den B-Modus und den Farb-Doppler-Modus, um die Längsachsenansicht der Gefäße und Blutsignale zu visualisieren18,19. Messen Sie die Blutflussgeschwindigkeit von AA, IVC und Fistel, um die AVF-Durchgängigkeit im gepulsten Wellen-Doppler-Modus zu bestätigen.
HINWEIS: Die erfolgreiche Fistelbildung im Ultraschall wurde durch ein turbulentes Strömungssignal angezeigt, das zwischen AA und IVC sichtbar war (Abbildung 2C). Die Doppler-Blutflussgeschwindigkeit an der AVF-Stelle war im Vergleich zu einer relativ niedrigeren systolischen Geschwindigkeit in der AA signifikant erhöht (Abbildung 2A,C). Im Gegensatz zu den normalen Flussmustern in der IVC (Abbildung 2B) bestätigte die pulsierende Wellenform des IVC-Blutflusses proximal zur AVF auch die erfolgreiche Bildung der Fistel (Abbildung 2D).
- Bestätigung der VO durch Echokardiographie
- Bewegen Sie den hinteren Teil der Plattform nach unten, legen Sie den Schallkopf (24 MHz) auf die Brust und drehen Sie den Schallkopfmarker zur rechten Schulter der Mäuse. Visualisieren Sie die modifizierte parasternale Längsachsenansicht der Pulmonalarterie (PA) im B-Modus und Farbdoppler-Modus.
- Messen Sie im gepulsten Wellen-Doppler-Modus die Blutflusssignale in der PA, einschließlich des Geschwindigkeitszeitintegrals (PA-VTI), des Durchmessers des PA-Ventils (PAD), der pulmonal-arteriellen Beschleunigungszeit (PAT) und der RV-Auswurfzeit (RVET) (Abbildung 2E, F und Abbildung 3A, B).
- Messen Sie die Ultraschallparameter aus dem Mittelwert von drei aufeinanderfolgenden Messungen. Berechnen Sie das RV-Hubvolumen (RVSV, mL) und den systolischen RV-Druck (RVSP, mmHg) mit den folgenden Formeln20:
RVSV [ml] =1/4 × πD2 × VTIPA
RVSP [mmHg] = -83,7 × PAT/RVET - Index + 63,7
HINWEIS: Unter Berücksichtigung der Verzerrung der Ultraschallmessung wurde ein Anstieg der RVSV oder VTIPA um >15 % bei VO-Mäusen im Vergleich zu Mäusen in der Scheingruppe als VO in der RV angesehen (Abbildung 2E,F).
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Representative Results
Überlebensrate und AVF-Durchgängigkeit innerhalb von 3 Monaten
Insgesamt 30 (75 %) Mäuse in der VO-Gruppe und 19 (95 %) Mäuse in der Scheingruppe überlebten die AVF-Operation (Abbildung 4A). In der VO-Gruppe starben acht Mäuse innerhalb eines Tages nach der Operation aufgrund von übermäßigen Blutungen (n = 5) oder Kannibalisierung (n = 3), während zwei Mäuse nach 1 Monat an unbekannten Ursachen starben.
Von den überlebenden VO-Mäusen (n = 30) bestätigte der Ultraschall bei 21 Mäusen postoperativ die erfolgreiche Etablierung von Fisteln, die sich 1 Woche postoperativ als patentierbar erwiesen (P14) und bis 2 Wochen postoperativ erhalten blieben (P21). Die Fistel schloss sich jedoch bei sieben Mäusen nach 1 Monat und bei zwei Mäusen nach 2 Monaten. Nur 12 Mäuse wiesen bei der 3-monatigen Nachbeobachtung eine persistierende AVF auf. Die AVF-Durchgängigkeitsraten betrugen 70, 70, 46,7 und 40 % nach 1 Woche, 2 Wochen, 1 Monat bzw. 2 Monaten (Abbildung 4B).
Hämodynamische Veränderungen im rechten Herzen
Die 3-monatige Nachbeobachtung der hämodynamischen Parameter zeigte, dass sowohl die pAVK als auch die RVSV der Mäuse in jeder Gruppe mit dem Alter innerhalb von zwei Monaten zunahmen (n = 6 in beiden Gruppen; Abbildung 3B,E,F). Im Vergleich zu den scheinoperierten Mäusen war die PA-VTI in der VO-Gruppe innerhalb von 2 Wochen postoperativ signifikant höher (Abbildung 3D), nahm danach aber ab, und die PA-Flussmuster änderten sich mit abnehmender PAT (Abbildung 3A). Die RVSV in der VO-Gruppe war 2 Monate lang konstant höher als die in der Scheingruppe, mit einem Anstieg von ca. 30%-40%. Die RVSP war bei Pulmonalinsuffizienz 2 Monate nach der Operation signifikant erhöht (Abbildung 3C,G).
Morphologische Veränderungen des rechten Herzens und der kleinen Lungenarterien
Unter dem Mikroskop war die RV im Vergleich zur Scheingruppe nach der AVF signifikant vergrößert (Abbildung 5A). Die histologische Färbung zeigte bei den VO-Mäusen eine verdickte RV-freie Wand und einen vergrößerten RV-Hohlraum (Abbildung 5B). Entsprechend den hämodynamischen Veränderungen des RV war der RVSP 2 Monate nach der Operation erhöht. Lungengewebe von zwei Gruppen von Mäusen 3 Monate nach der Operation wurden nach dem Zufallsprinzip für die Hämatoxylin- und Eosinfärbung (HE) ausgewählt, die eine verdickte Tunica media, eine endotheliale Hyperplasie und eine periphere Entzündungszellinfiltration in einigen der kleinen Lungenarterien der VO-Gruppe zeigten (Abbildung 5C).
Abbildung 1: Schematische Darstellung der AVF-Operation bei postnatalen Mäusen . (A) Chirurgische Instrumente. (B) Der Ablauf der AVF-Operation. Abkürzungen: AVF = arteriovenöse Fistel; IVC = Vena cava inferior; AA = Bauchschlagader. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Bestätigung von AVF-Fistel und VO durch Ultraschall. (A) Normales pulsierendes Strömungssignal in der AA (maximale Strömungsgeschwindigkeit: 400 mm/s). (B) Normales Blutflusssignal der IVC. (C) Erhöhte Strömungsgeschwindigkeit an der Fistel (das rote Blutflusssignal mit gelbem und grünem Farbton im Inneren zeigte ein turbulentes Strömungssignal an der Fistel an; systolische Strömungsgeschwindigkeit auf der Spitze: 900 mm/s). (D) Pulsierende Strömung im IVC in der Nähe der Fistel mit erhöhter Strömungsgeschwindigkeit. (E) Erhöhte PA-VTI bei VO-Mäusen 1 Woche nach der Operation. (F) PA-VTI bei Scheinmäusen 1 Woche nach der Operation (das blaue Blutflusssignal zeigte den Blutfluss der PA an). Abkürzungen: AVF = arteriovenöse Fistel; IVC = Vena cava inferior; AA = Bauchschlagader; PA = Lungenarterie; VTI = Geschwindigkeits-Zeit-Integral. Im Doppler-Farbmodus wurde der Durchfluss zum Wandler in Rot und vom Schallkopf weg in Blau kodiert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Hämodynamische Messungen des rechten Herzens aus der Echokardiographie. (A) Die Doppler-Flussmuster zu jedem Zeitpunkt der VO-Mäuse zeigten eine allmählich abnehmende PAT. (B) Zweidimensionale Messungen von PA-Parametern. (C) PA-Regurgitation bei Farbdoppler-Echokardiographie. (D-F) Veränderungen von PA-VTI, PAD und RVSV zu jedem Zeitpunkt bei postoperativen VO-Mäusen. (G) Das Histogramm der RVSP bei VO- (schwarz) und Scheinmäusen (grau) zeigte eine erhöhte RVSP in 2 Monaten und 3 Monaten nach AVF-Operation (sechs VO-Mäuse; sechs Scheinmäuse; T-Test des Schülers; *steht für statistische Signifikanz). Abkürzungen: P14 = postnataler Tag 14; P21 = postnataler Tag 21; PVR = Pulmonalklappeninsuffizienz; RVSP = rechtsventrikulärer systolischer Druck; M = Monate; W = Wochen. Die Abbildung F wurde von Sun et al. mit Erlaubnis14 übernommen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Überlebensrate und Fisteldurchgängigkeit von Mäusen nach AVF-Operation. (A) Die Überlebensrate von postnatalen Mäusen nach der Operation (n = 40 in der VO-Gruppe; n = 20 in der Scheingruppe). (B) Fisteldurchgängigkeit bei VO-Mäusen (n = 30). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Morphologische Veränderungen im rechten Herzen . (A) Vergrößertes Herz bei VO-Mäusen zu jedem Zeitpunkt nach einer AVF-Operation. (B) Die kardiale HE-Färbung zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Operation zeigte eine verdickte RV-freie Wand und eine vergrößerte RV-Kavität. (C) Histopathologische Veränderungen der pulmonalen Arteriolen bei Mäusen nach AVF zeigten Hyperplasie und Hypertrophie der kleinen Lungenarterien mit Infiltration von Entzündungszellen. Maßstabsleisten: (A) = 5 mm; (B) = 2000 μm; (C) = 50 μm. Abkürzungen: W = Wochen; M = Monate. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Zuvor wurde das klassische RV-VO-Modell mit Klappenaufstoßen21 erstellt; Im Vergleich zur AVF kann die Klappenoperation am offenen Herzen jedoch ausgefeiltere Techniken erfordern und mit einer signifikant höheren Mortalität verbunden sein, insbesondere bei postnatalen Mäusen. Da Tierstudien gezeigt haben, dass der gleiche Effekt der VO durch AVF22 erzielt wurde, wurde in dieser Studie eine modifizierte Bauchfistelchirurgie mit weniger Trauma verwendet.
Bestimmte Faktoren wurden während des Eingriffs berücksichtigt, um die Fistel erfolgreich zu etablieren. Zunächst wurde das Verfahren an postnatalen Mäusen ohne endotracheale Intubation und Beatmung durchgeführt; Daher war eine sofortige Anpassung der Anästhesieeinstellungen für die Welpen an ihren dynamischen Zustand unerlässlich, um den Tod durch Atemversagen zu vermeiden. Zweitens waren der Magen und die Blase des Welpen während der Operation häufig in einem vollen Zustand. Um die retroperitonealen Gefäßstrukturen adäquat freizulegen, war daher eine schonende, behutsame Operation erforderlich, um Verletzungen der empfindlichen Bauchorgane zu vermeiden. Drittens war die Ligatur der AA zur Verhinderung schwerer arterieller Blutungen bei den Welpen schwierig durchzuführen; Daher war eine hämostatische Kompression mit Wattestäbchen unmittelbar nach der Punktion erforderlich. Danach war es möglich, dass das Retroperitoneum und die Bauchorgane eine weitere Kompression an der Blutungsstelle hervorriefen. Darüber hinaus wurde festgestellt, dass eine übermäßige Kompression zu einem frühen Fistelversagen beitragen kann.
Aufgrund des weniger traumatischen Eingriffs im Vergleich zu adulten RV-VO-Modellen zeigten postnatale VO-Mäuse ein relativ höheres perioperatives Überleben, aber niedrigere Fistelerfolgsraten in der frühen postoperativen Phase11,23. Neben starken Blutungen war die Kannibalisierung der unerfahrenen Mutter die Haupttodesursache bei den Welpen nach der Operation. Eine komfortable und ruhige Zuchtumgebung, ein dichter Verschluss der Bauchwunden, eine schnelle Erholung der Körpertemperatur und das vollständige Erwachen der Welpen nach der Narkose können das Risiko einer Kannibalisierung verringern. Frühere Studien an erwachsenen AVF-Mausmodellen haben gezeigt, dass die Bildung von AVF drei Stadien aufweist: eine schnelle Thrombosephase an den postoperativen Tagen 0-1, eine 3-wöchige Fistelreifephase und schließlich eine erfolgreiche AVF-Bildung mit Fistelverschluss bei einigen Mäusen in 3-6 Wochen23. In dieser Studie zeigte auch die Fisteldurchgängigkeitskurve der postnatalen Mäuse den gleichen Verlauf (d.h. der Fistelverschluss trat hauptsächlich innerhalb von 1 Woche oder während 4-8 Wochen nach der Operation auf, und die restlichen Fisteln blieben nach 3 Monaten offen). Daher ist es wichtig, die Durchgängigkeit der Fistel bei den postnatalen AVF-Mäusen innerhalb von 2 Monaten nach der Operation durch Ultraschall des Abdomens zu bestätigen.
Ein erhöhter RVSV ist ein weiterer wesentlicher Beweis für RV VO, abgesehen von der Fisteldurchgängigkeit. Derzeit ist eine Herzkatheteruntersuchung bei kleingewichtigen jungen Mäusen nur schwer umsetzbar. Begünstigt durch die Vorteile der Nicht-Invasivität, der relativ einfachen Manipulation und der kontinuierlichen Überwachung derselben Maus, wurde die Echokardiographie mit Hochfrequenzwandlern angewendet, um die hämodynamischen Veränderungen in dieser Studie zu bewerten. Die RVSV wurde durch den pulmonalen Blutfluss VTI geschätzt und stieg innerhalb von 2 Monaten nach der Operation bei den postnatalen VO-Mäusen um etwa 30%-40% an. Diese Ergebnisse belegen einmal mehr die erfolgreiche Etablierung von AVF und RV VO in diesem Modell.
Chronische VO kann allmählich zu einem funktionell erhöhten Lungenwiderstand und schließlich zu einem vaskulären Umbau der PA-Arteriolen führen. Dieser Prozess tritt häufig bei Kindern mit KHK mit einem Links-Rechts-Shunt auf. Frühere Tierstudien an Schafen und Ferkeln haben gezeigt, dass AVF zu strukturellen und funktionellen Veränderungen im pulmonalen Gefäßsystem führen kann 13,24,25. Während der anschließenden Nachuntersuchung 2 Monate nach der Operation wurden abnorme morphologische Muster des PA-Dopplerflusses mit verminderter PAT, Pulmonalklappeninsuffizienz und einem Abwärtstrend von RVSV bei VO-Mäusen beobachtet. Wie bereits berichtet, kann PAT als komplementärer Parameter verwendet werden, um die RV-Nachlast bei Neugeborenen und Kindern zu bewerten. Die oben genannten Phänomene könnten auf einen veränderten pulmonalen Gefäßwiderstand bei den VO-Mäusen hindeuten26,27,28. Um die erhöhte RV-Nachlast oder Drucküberlastung zu quantifizieren, wurde das Verhältnis von PAT und RVET verwendet, um den Wert von RVSP unter Verwendung der von Thibault verifizierten Formel bei erwachsenen Mäusenzu schätzen 18, die zeigte, dass die RVSP 2 Monate nach der AVF-Operation im postnatalen Modell signifikant erhöht war. Darüber hinaus belegten histopathologische Hinweise auf Entzündungen und PA-Remodeling in mehreren Lungenlappen von VO-Mäusen die strukturellen Anomalien 3 Monate nach der Operation. Um den Effekt einer Drucküberlastung auszuschließen, wurde daher vorgeschlagen, die Anwendung dieses postnatalen RV-VO-Modells auf 2 Monate nach der Operation zu beschränken.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die modifizierte AVF-Chirurgie eine praktikable Technik ist, um das RV-VO-Modell in postnatalen Mäusen zu etablieren. Unter Berücksichtigung der Wahrscheinlichkeit eines Fistelverschlusses und eines erhöhten Lungenarterienwiderstands sollten vor der Anwendung eine Ultraschalluntersuchung des Abdomens und eine Echokardiographie durchgeführt werden, um den Modellstatus zu bestätigen.
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Disclosures
Es sind keine Interessenkonflikte zu deklarieren.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation of China (Nr. 82200309) und dem Innovationsprojekt des Distinguished Medical Teams in Ningbo (Nr. 2022020405) unterstützt
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 70% Ethanol | Tiandz,Chia | ||
| ACETAMINOPHEN Oral Solution | VistaPharm, Inc. Largo, FL 33771, USA | NDC 66689-054-01 | |
| Anesthesia machine | RWD Life Science,China | R550IP | |
| Anesthesia mask | RWD Life Science,China | 68680 | |
| C57BL/6 mice | Xipu’er-bikai Experimental Animal Co., Ltd (Shanghai, China) | ||
| Hair removal cream | Veet, France | VT-200 | |
| Hematoxylin and eosin Kit | Beyotime biotech | C0105M | |
| Isoflurane | RWD Life Science,China | R510-22-10 | |
| Microscope | Yuyan Instruments, China | SM-301 | |
| Surgical suture needles | NINGBO MEDICAL NEEDLE CO.,LTD, China | ||
| Thermostatic heating platform | Qingdao Juchuang Environmental Protection Group Co., Ltd, China | ||
| Ultrasound device | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | Vevo 2100 | Image modes includes B-Mode, Color Doppler Mode and Pulsed Wave Doppler Mode |
| Ultrasound gel | Parker Laboratories,United States | REF 01-08 | |
| Ultrasound transducer | FUJIFILM VisualSonics, Inc. | MS 400 |
References
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