Summary
Hier beschrijven we een standaardprotocol voor het kwantificeren van de optokinetische reflex. Het combineert virtuele drumstimulatie en video-oculografie en maakt zo een nauwkeurige evaluatie mogelijk van de eigenschapsselectiviteit van het gedrag en de adaptieve plasticiteit ervan.
Abstract
De optokinetische reflex (OKR) is een essentiële aangeboren oogbeweging die wordt geactiveerd door de globale beweging van de visuele omgeving en dient om netvliesbeelden te stabiliseren. Vanwege het belang en de robuustheid ervan is de OKR gebruikt om visueel-motorisch leren te bestuderen en om de visuele functies van muizen met verschillende genetische achtergronden, leeftijden en medicamenteuze behandelingen te evalueren. Hier introduceren we een procedure voor het evalueren van OKR-reacties van muizen met een hoofdfixatie met hoge nauwkeurigheid. Hoofdfixatie kan de bijdrage van vestibulaire stimulatie aan oogbewegingen uitsluiten, waardoor het mogelijk wordt om oogbewegingen te meten die alleen door visuele beweging worden veroorzaakt. De OKR wordt uitgelokt door een virtueel drumsysteem, waarbij een verticaal rooster dat op drie computermonitoren wordt gepresenteerd, horizontaal oscillerend of unidirectioneel met een constante snelheid afdrijft. Met dit virtual reality-systeem kunnen we systematisch visuele parameters zoals ruimtelijke frequentie, temporele/oscillatiefrequentie, contrast, luminantie en de richting van roosters wijzigen, en afstemmingscurven van selectiviteit van visuele kenmerken kwantificeren. High-speed infrarood video-oculografie zorgt voor een nauwkeurige meting van het traject van oogbewegingen. De ogen van individuele muizen zijn gekalibreerd om mogelijkheden te bieden om de OKR's te vergelijken tussen dieren van verschillende leeftijden, geslachten en genetische achtergronden. De kwantitatieve kracht van deze techniek stelt het in staat om veranderingen in de OKR te detecteren wanneer dit gedrag zich plastisch aanpast als gevolg van veroudering, zintuiglijke ervaring of motorisch leren; Het maakt deze techniek dus een waardevolle aanvulling op het repertoire van instrumenten die worden gebruikt om de plasticiteit van ooggedrag te onderzoeken.
Introduction
Als reactie op visuele stimuli in de omgeving bewegen onze ogen om onze blik te verschuiven, netvliesbeelden te stabiliseren, bewegende doelen te volgen of de foveae van twee ogen uit te lijnen met doelen die zich op verschillende afstanden van de waarnemer bevinden, die van vitaal belang zijn voor een goed zicht 1,2. Oculomotorisch gedrag is op grote schaal gebruikt als aantrekkelijke modellen van sensomotorische integratie om de neurale circuits in gezondheid en ziekte te begrijpen, althans gedeeltelijk vanwege de eenvoud van het oculomotorische systeem3. Bestuurd door drie paar extraoculaire spieren, draait het oog in de kas voornamelijk rond drie overeenkomstige assen: elevatie en depressie langs de transversale as, adductie en abductie langs de verticale as, en intorsie en extorsie langs de anteroposterieure as 1,2. Zo'n eenvoudig systeem stelt onderzoekers in staat om het oculomotorische gedrag van muizen gemakkelijk en nauwkeurig te evalueren in een laboratoriumomgeving.
Een belangrijk oculomotorisch gedrag is de optokinetische reflex (OKR). Deze onwillekeurige oogbeweging wordt veroorzaakt door langzame driften of verschuivingen van beelden op het netvlies en dient om netvliesbeelden te stabiliseren terwijl het hoofd van een dier of zijn omgeving beweegt 2,4. De OKR, als gedragsparadigma, is om verschillende redenen interessant voor onderzoekers. Ten eerste kan het betrouwbaar worden gestimuleerd en nauwkeurig worden gekwantificeerd 5,6. Ten tweede zijn de procedures voor het kwantificeren van dit gedrag relatief eenvoudig en gestandaardiseerd en kunnen ze worden toegepast om de visuele functies van een groot cohort dieren te evalueren7. Ten derde is dit aangeboren gedrag zeer plastisch 5,8,9. De amplitude kan worden versterkt wanneer herhaalde retinale slips gedurende lange tijd optreden 5,8,9, of wanneer de vestibulaire oculaire reflex (VOR) van zijn werkpartner, een ander mechanisme voor het stabiliseren van netvliesbeelden veroorzaakt door vestibulaire input2, is aangetast5. Deze experimentele paradigma's van OKR-potentiëring stellen onderzoekers in staat om de circuitbasis te onthullen die ten grondslag ligt aan oculomotorisch leren.
In eerdere studies zijn voornamelijk twee niet-invasieve methoden gebruikt om de OKR te evalueren: (1) video-oculografie in combinatie met een fysieke trommel 7,10,11,12,13 of (2) willekeurige bepaling van hoofddraaien in combinatie met een virtuele trommel6,14,15,16. Hoewel hun toepassingen vruchtbare ontdekkingen hebben opgeleverd bij het begrijpen van de moleculaire en circuitmechanismen van oculomotorische plasticiteit, hebben deze twee methoden elk enkele nadelen die hun vermogen beperken om de eigenschappen van de OKR kwantitatief te onderzoeken. Ten eerste maken fysieke trommels, met gedrukte patronen van zwarte en witte strepen of stippen, het niet mogelijk om gemakkelijk en snel visuele patronen te veranderen, wat de meting van de afhankelijkheid van de OKR van bepaalde visuele kenmerken, zoals ruimtelijke frequentie, richting en contrast van bewegende roosters, grotendeels beperkt 8,17. In plaats daarvan kunnen tests van de selectiviteit van de OKR voor deze visuele kenmerken baat hebben bij geautomatiseerde visuele stimulatie, waarbij visuele kenmerken gemakkelijk van proef tot proef kunnen worden gewijzigd. Op deze manier kunnen onderzoekers systematisch het OKR-gedrag in de multidimensionale visuele parameterruimte onderzoeken. Bovendien rapporteert de tweede methode van de OKR-test alleen de drempels van visuele parameters die waarneembare OKR's veroorzaken, maar niet de amplitudes van oog- of hoofdbewegingen 6,14,15,16. Het gebrek aan kwantitatief vermogen verhindert dus het analyseren van de vorm van afstemmingscurven en de geprefereerde visuele kenmerken, of het detecteren van subtiele verschillen tussen individuele muizen in normale en pathologische omstandigheden. Om de bovenstaande beperkingen te overwinnen, waren video-oculografie en geautomatiseerde virtuele visuele stimulatie gecombineerd om het OKR-gedrag in recente studies te testen 5,17,18,19,20. Deze eerder gepubliceerde studies boden echter niet genoeg technische details of stapsgewijze instructies, en daarom is het voor onderzoekers nog steeds een uitdaging om zo'n OKR-test voor hun eigen onderzoek op te zetten.
Hier presenteren we een protocol om de selectiviteit van visuele kenmerken van OKR-gedrag onder fotopische of scotopische omstandigheden nauwkeurig te kwantificeren met de combinatie van video-oculografie en geautomatiseerde virtuele visuele stimulatie. Muizen zijn met hun hoofd gefixeerd om de oogbewegingen te vermijden die worden opgeroepen door vestibulaire stimulatie. Een hogesnelheidscamera wordt gebruikt om de oculaire bewegingen vast te leggen van muizen die bewegende roosters met veranderende visuele parameters bekijken. De fysieke grootte van de oogbollen van individuele muizen wordt gekalibreerd om de nauwkeurigheid van het afleiden van de hoek van oogbewegingen te garanderen21. Deze kwantitatieve methode maakt het mogelijk om OKR-gedrag tussen dieren van verschillende leeftijden of genetische achtergronden te vergelijken, of om de verandering ervan te volgen die wordt veroorzaakt door farmacologische behandelingen of visueel-motorisch leren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle experimentele procedures die in deze studie zijn uitgevoerd, zijn goedgekeurd door de Biological Sciences Local Animal Care Committee, in overeenstemming met de richtlijnen die zijn opgesteld door de University of Toronto Animal Care Committee en de Canadian Council on Animal Care.
1. Implantatie van een hoofdstang bovenop de schedel
OPMERKING: Om de bijdrage van VOR-gedrag aan de oogbewegingen te voorkomen, wordt de kop van de muis geïmmobiliseerd tijdens de OKR-test. Daarom wordt een hoofdstang operatief bovenop de schedel geïmplanteerd.
- Verdoof een muis (vrouwtje van 2-5 maanden oud en mannetje C57BL/6) door een mengsel van 4% isofluraan (v/v) enO2 in een gaskamer. Breng de muis over naar een op maat gemaakt operatieplatform en verlaag de concentratie isofluraan tot 1,5%-2%. Bewaak de diepte van de anesthesie door de teenknijpreactie en de ademhalingsfrequentie tijdens de operatie te controleren.
- Plaats een verwarmingskussen onder het lichaam van het dier om de lichaamstemperatuur op peil te houden. Breng een laagje oogzalf aan op beide ogen om ze te beschermen tegen uitdrogen. Bedek de ogen met aluminiumfolie om ze te beschermen tegen lichtverlichting.
- Injecteer carprofen subcutaan in een dosis van 20 mg/kg om de pijn te verminderen. Nadat u de vacht nat hebt gemaakt met chloorhexidinegluconaathuidreiniger, scheert u de vacht bovenop de schedel. Desinfecteer de blootgestelde hoofdhuid tweemaal met 70% isopropylalcohol en chloorhexidinealcohol.
- Injecteer bupivacaïne (8 mg/kg) subcutaan op de plaats van de incisie en verwijder vervolgens de hoofdhuid (~1cm2) met een schaar om het dorsale oppervlak van de schedel bloot te leggen, inclusief het achterste voorhoofdsbeen, het pariëtale bot en het interpariëtale bot.
- Breng enkele druppels van 1% lidocaïne en 1:100.000 epinefrine aan op de blootgestelde schedel om lokale pijn en bloedingen te verminderen. Schraap de schedel met een Meyhoefer-curette om de fascia te verwijderen en reinig deze met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).
OPMERKING: De temporalis-spier wordt gescheiden van de schedel om het oppervlak te vergroten voor een hoofdstang om te bevestigen. - Droog de schedel door voorzichtig perslucht naar het schedeloppervlak te blazen totdat het vocht is verdwenen en het bot witachtig wordt. Breng een dunne laag secondelijm aan op het blootgestelde oppervlak van de schedel, inclusief de rand van de gesneden hoofdhuid, gevolgd door een laag acrylhars.
OPMERKING: Het oppervlak van de schedel moet vrij zijn van bloed of water voordat secondelijm wordt aangebracht. - Plaats een roestvrijstalen hoofdbalk (zie figuur 1A) langs de middellijn bovenop de schedel. Breng meer acrylhars aan, beginnend vanaf de rand van de hoofdstang totdat de basis van de hoofdbalk volledig is ingebed in de acrylhars. Breng twee of drie keer acrylhars aan om de dikte op te bouwen.
- Wacht ongeveer 15 minuten tot de acrylhars hard wordt. Injecteer subcutaan 1 ml ringerlactaatoplossing. Breng de muis vervolgens terug naar een kooi die op een verwarmingskussen is geplaatst totdat het dier volledig mobiel is.
- Laat de muis minimaal 5 dagen na de operatie herstellen in de thuiskooi. Zodra het dier in goede conditie is, fixeert u zijn kop met de hoofdbeugel in de OKR-opstelling gedurende 15-30 minuten om vertrouwd te raken met de kopfixatie en de experimentele omgeving. Herhaal de kennismaking eenmaal per dag gedurende ten minste 3 dagen.
2. Installatie van de virtuele trommel en video-oculografie
- Monteer drie monitoren orthogonaal ten opzichte van elkaar om een vierkante behuizing te vormen die ~270° van het azimut en 63° van de elevatie in de visuele ruimte beslaat (Figuur 1B links).
- Met een discrete grafische kaart kunt u de drie monitoren samenvoegen tot een eenvoudig display om synchronisatie tussen alle monitoren te garanderen.
- Kalibreer de luminantie van monitoren zoals hieronder beschreven.
- Zet de computer aan waarop de monitoren zijn aangesloten en wacht 15 minuten. De warming-up is essentieel om een stabiele luminantie te hebben.
- Verander de helderheidsinstelling op de monitor systematisch van 0 tot 100 in stappen van 25.
- Meet voor elke helderheidswaarde de luminantie van de monitoren onder verschillende pixelwaarden (0-255, stappen van 15) met een luminantiemeter.
- Pas de relatie tussen luminantie en helderheid voor pixelwaarde 255 aan met lineaire regressie en schat de helderheidswaarde die aanleiding geeft tot 160 cd/m2.
- Schat voor elke pixelwaarde die wordt gebruikt in de luminantiemeting (stap 2.3.3) de luminantie voor de helderheidswaarde die is afgeleid in stap 2.3.4 op basis van lineaire regressie. Gebruik de vermogensfunctie lum = A * pixel γ om de relatie tussen de nieuwe set luminantiewaarden (onder de in 2.3.4 afgeleide helderheidswaarde) en de bijbehorende pixelwaarden aan te passen om de gammafactor γen de coëfficiënt A af te leiden. Deze zullen worden gebruikt om sinusvormige roosters met de gewenste luminantiewaarden te genereren.
- Stel de helderheid van alle drie de monitoren in op de waarden die zijn afgeleid in stap 2.3.4 om ervoor te zorgen dat hun luminantiewaarden hetzelfde zijn voor dezelfde pixelwaarde.
- Genereer een virtuele trommel, die wordt gebruikt om OKR-gedrag te stimuleren, met de visuele stimulatietoolkit, zoals hieronder beschreven.
- Presenteer een verticaal sinusvormig rooster op de monitoren en pas de periode (afstand tussen strepen) langs het azimut aan om ervoor te zorgen dat de projectie van het rooster op het oog een constante ruimtelijke frequentie heeft (trommelrooster; Figuur 1B midden en rechts).
- Zorg ervoor dat het dier met de kop in het midden van de omheining is bevestigd, zodat het ziet dat het rooster een constante ruimtelijke frequentie heeft over het oppervlak van de virtuele trommel.
- Wijzig de parameters van bewegend rooster, zoals de oscillerende amplitude, ruimtelijke frequentie, temporele/oscillatiefrequentie, richting, contrast, enz., in de visuele stimulatiecodes. Gebruik twee soorten visuele bewegingen: (1) het rooster drijft met de klok mee of tegen de klok in op een oscillerende manier volgens een sinusvormige functie:
Hier is Amp de amplitude van de drumbaan, f is de oscillatiefrequentie en t is de tijd (oscillatieamplitude: 5°; roosterruimtefrequentie: 0,04-0,45 cpd; oscillatiefrequentie: 0,1-0,8 Hz, overeenkomend met een pieksnelheid van de stimulus van 3,14-25,12 °/s [drumsnelheid = Amp x 2π x f x cos (2π x f x t); contrast: 80%-100%; gemiddelde luminantie: 35-45 cd/m2; (2) het rooster drijft unidirectioneel met een constante snelheid:
(Ruimtelijke frequentie: 0,04-0,64 cpd; temporele frequentie: 0,25-1 Hz; drumsnelheid = temporele frequentie/ruimtelijke frequentie.)
- Stel de video-oculografie in zoals hieronder beschreven.
- Om blokkering van het gezichtsveld van het dier te voorkomen, plaatst u een infrarood (IR) spiegel op 60° van de middellijn om een beeld van het rechteroog te vormen.
- Plaats een IR-camera aan de rechterkant achter de muis (Figuur 1C links) om een beeld van het rechteroog vast te leggen.
- Monteer de high-speed IR-camera op een camera-arm waarmee de camera ± 10° rond het beeld van het rechteroog kan draaien (Figuur 1C rechts).
- Gebruik een fotodiode die op een van de monitoren is bevestigd om een elektrisch signaal te leveren om de timing van video-oculografie en visuele stimulatie te synchroniseren.
- Plaats vier IR-lichtgevende diodes (LED's) ondersteund door zwanenhalsarmen rond het rechteroog om IR-verlichting van het oog te bieden.
- Plaats twee IR-LED's op de camera om referenties voor hoornvliesreflectie (CR) te geven: de ene is boven de camera bevestigd (X-CR), terwijl de andere zich aan de linkerkant van de camera bevindt (Y-CR; Figuur 1D).
- Meet de optische vergroting van het video-oculografiesysteem met een kalibratieglaasje.
OPMERKING: De referentie-CR's worden gebruikt om de translatiebewegingen van de ogen op te heffen wanneer de ooghoek wordt berekend op basis van de roterende oogbewegingen.
- Bevestig de kop van het dier in het midden van de omheining gevormd door de monitoren, zoals hieronder beschreven.
- Bevestig de kop van het dier met de kopplaat in het midden van de rig en maak hem naar voren gericht. Pas de kanteling van het hoofd zo aan dat het linker- en rechteroog waterpas staan en de neus- en temporale ooghoeken horizontaal zijn uitgelijnd (Figuur 1E).
- Beweeg de kop van het dier horizontaal door middel van grove afstelling door het kopfixatieapparaat en fijnafstelling door een 2D-translatiefase, en verticaal door het kopfixatieapparaat en een paal/paalhouderpaar, totdat het rechteroog van het dier verschijnt in de live video van de camera. Leg vóór de kalibratie en meting van de oogbewegingen het beeld van het rechteroog van het dier dat door de hete spiegel wordt weerkaatst, over het draaipunt van de camera-arm (zie details in stap 3.4 hieronder).
- Bouw een aangepaste behuizing rond de OKR-installatie om het licht in de kamer te blokkeren (Figuur 1F).
3. Kalibratie van oogbewegingen
OPMERKING: Rotatiebewegingen van de ogen worden berekend op basis van bewegingen van de pupil en de straal van de oogbaan van de pupilbewegingen (Rp, de afstand van het midden van de pupil tot het midden van de oogbol). Voor elke individuele muis wordt deze straal experimenteel gemeten21.
- Bevestig de kop van het dier in het midden van de leefruimte die wordt gevormd door de drie monitoren, zoals beschreven in stap 2.6.1.
- Zet de camera aan en pas de vier LED's rond het rechteroog aan om een uniforme IR-verlichting te bereiken.
- Pas onder visuele begeleiding de positie van het rechteroog aan totdat het in het midden van de video verschijnt, zoals beschreven in stap 2.6.2.
- Lijn het virtuele beeld van het rechteroog uit met het draaipunt van de camera-arm, zoals hieronder beschreven.
- Draai de camera-arm handmatig naar het uiterste uiteinde links (-10°). Verplaats de positie van het rechteroog van het dier handmatig op het horizontale vlak loodrecht op de optische as met fijnafstelling van de 2D-translatiefase (Figuur 1C, groene pijl), totdat de X-CR zich in het horizontale midden van het beeld bevindt.
- Draai de camera-arm handmatig naar het andere uiteinde (+10°). Als de X-CR wegloopt van het midden van het beeld, beweegt u het rechteroog langs de optische as met fijnafstelling totdat de X-CR in het midden komt (Figuur 1C, blauwe pijl).
- Herhaal stap 3.4.1-3.4.2 een paar keer totdat de X-CR in het midden blijft wanneer de camera-arm naar links en rechts zwaait. Als het rechteroog in het midden van één herhaling beweegt, start u het aanpassingsproces opnieuw.
- Meet de verticale afstand tussen de Y-CR en X-CR na het vergrendelen van de camera-arm in de centrale positie. Zet de Y-CR LED aan en neem zijn positie op de video op, en schakel vervolgens over naar de X-CR LED en neem zijn positie op.
NOTITIE: De verticale afstand tussen de Y-CR en X-CR wordt gebruikt om de positie van de Y-CR af te leiden tijdens het meten van oogbewegingen waarbij alleen de X-CR LED is ingeschakeld. - Meet de straal van de pupilrotatie Rp, zoals hieronder beschreven.
- Draai de camera-arm naar het linkeruiteinde (-10°) en noteer de posities van de pupil (Pp1) en X-CR (PCR1) op de video.
- Draai vervolgens de camera-arm naar rechts (+10°) en noteer de posities van de pupil (Pp2) en X-CR (PCR2) op de video. Herhaal deze stap meerdere keren.
OPMERKING: Het rechteroog van het dier moet tijdens elke herhaling stil blijven staan, zodat de hoeveelheid pupilbewegingen in de film nauwkeurig de mate van zwaaien met de camera-arm weergeeft. - Bereken op basis van de hierboven vermelde waarden de straal van de pupilrotatie Rp (figuur 2A) met de volgende formule:
OPMERKING: De afstand tussen de reflectie van het hoornvlies en het pupilcentrum in de fysieke ruimte wordt berekend op basis van hun afstand in de film:
PCR - Pp = aantal pixels in de film x pixelgrootte van de camerachip x vergroting
- Ontwikkel de relatie tussen Rp en pupildiameter, zoals hieronder beschreven. Rp verandert wanneer de pupil verwijdt of vernauwt; proximaal, de waarde is omgekeerd evenredig met de pupilgrootte (Figuur 2B boven).
- Verander de luminantie van de monitoren systematisch van 0 tot 160 cd/m2 om de pupilgrootte te regelen.
- Herhaal stap 3.6 8-10 keer voor elke luminantiewaarde en noteer de diameter van de pupil.
- Pas lineaire regressie toe op de relatie tussen Rp en pupildiameter op basis van de hierboven gemeten waarden om de helling en het snijpunt af te leiden (Figuur 2B onderaan).
OPMERKING: De uitschieters die worden veroorzaakt door incidentele oogbewegingen worden vóór de lineaire aanpassing verwijderd. Voor herhaalde metingen in meerdere sessies hoeft de kalibratie slechts één keer te worden uitgevoerd voor één dier, tenzij het oog tijdens het experiment groter wordt.
4. Registreer oogbewegingen van de OKR
- Bevestig een muis met het hoofd in de rig volgens de stappen 3.1-3.4. Sla deze stap over als de opname direct na de kalibratie plaatsvindt. Vergrendel de camera-arm in de centrale positie.
- Stel de monitoren en het dier in voor scotopische OKR zoals hieronder beschreven. Sla deze stap over voor fotopische OKR.
- Bedek het scherm van elke monitor met een aangepast filter, dat is gemaakt van vijf lagen ND-film (Neutral Density) met een neutrale dichtheid. Zorg ervoor dat er geen licht naar buiten lekt door de opening tussen het filter en de monitor.
- Doe het licht in de kamer uit. De volgende stappen worden uitgevoerd met behulp van een IR-bril.
- Breng een druppel pilocarpine-oplossing (2% in zoutoplossing) aan op het rechteroog en wacht 15 minuten. Zorg ervoor dat de druppel op het oog blijft en niet door de muis wordt weggeveegd. Als de oplossing door het dier wordt weggeveegd, breng dan nog een druppel pilocarpine-oplossing aan. Hierdoor krimpt de pupil tot de juiste grootte voor eye-tracking onder de scotopische toestand.
OPMERKING: Onder scotopische toestand verwijdt de pupil zich aanzienlijk, zodat de rand gedeeltelijk achter het ooglid wordt verborgen. Dit beïnvloedt de nauwkeurigheid van het schatten van het pupilcentrum door middel van video-oculografie. Farmacologisch krimpen van de pupil van het rechteroog vermindert de visuele input, en dus worden de visuele stimuli aan het linkeroog gepresenteerd. - Spoel het rechteroog met zoutoplossing om de pilocarpine-oplossing grondig weg te spoelen. Trek het gordijn naar beneden om de behuizing volledig af te sluiten, waardoor strooilicht het scotopische zicht niet verstoort.
- Geef het dier 5 minuten de tijd om zich volledig aan te passen aan de scotopische omgeving voordat u met de OKR-test begint.
- Voer de visuele stimulatiesoftware en de eye-trackingsoftware uit. Zorg er voor fotopische OKR-metingen voor dat het trommelrooster horizontaal oscilleert met een sinusvormig traject; voor scotopische OKR-metingen, zorg ervoor dat het trommelrooster met een constante snelheid van links naar rechts drijft, wat de temporo-nasale richting is ten opzichte van het linkeroog.
OPMERKING: Wanneer de pupil van het rechteroog, maar niet van het linkeroog, wordt gekrompen door pilocarpine onder de scotopische toestand, is de OKR die wordt opgewekt door oscillerende trommelstimulatie zeer asymmetrisch. Voor een scotopische OKR-meting wordt dus het linkeroog gestimuleerd terwijl de beweging van het rechteroog wordt gevolgd. - De eye-trackingsoftware meet automatisch de pupilgrootte, CR-positie en pupilpositie voor elk frame en berekent de ooghoek op basis van de volgende formule (Figuur 2C):
Hier is P CR deCR-positie, P p de pupilpositie en Rp de straal van pupilrotatie. De afstand tussen de reflectie van het hoornvlies en het pupilcentrum in de fysieke ruimte wordt berekend op basis van hun afstand in de film:
PCR - Pp = aantal pixels in de film x pixelgrootte van de camerachip x vergroting
Rp van de corresponderende pupilgrootte wordt afgeleid op basis van het lineaire regressiemodel in stap 3.7.3 (Figuur 2B onderaan).
5. Analyse van oogbewegingen van de OKR met de ooganalysesoftware
- Verwerk de oogsporen met behulp van een mediaanfilter (filtervenster = 0,05 s) om hoogfrequente ruis te verwijderen (figuur 3A midden).
- Verwijder de saccades of nystagmus zoals hieronder beschreven.
- Schat de oogsnelheid door de eerste orde afgeleide van oogbewegingen te berekenen (Figuur 3A onderaan). Identificeer de saccades of nystagmus door een snelheidsdrempel van 50 °/s toe te passen (Figuur 3A onderaan).
- Vervang de saccades of nystagmus door de oogposities tijdens deze snelle oogbewegingen te extrapoleren uit het segment vóór de saccades of nystagmus op basis van lineaire regressie (Figuur 3B).
- Bereken de amplitude van OKR-oogbewegingen door middel van een snelle Fouriertransformatie (Goertzel-algoritme) als het trommelrooster oscilleert (Figuur 3C), of bereken de gemiddelde snelheid van oogbewegingen tijdens de visuele stimulatie als het trommelrooster met een constante snelheid in één richting beweegt (Figuur 3B onderaan).
OPMERKING: De amplitude van oscillerende oogbewegingen afgeleid van Fouriertransformatie is vergelijkbaar met de amplitude die wordt afgeleid van de aanpassing van het oogtraject met een sinusvormige functie (Figuur 3D). - Bereken de OKR-winst. Voor oscillerende trommelbeweging wordt OKR-versterking gedefinieerd als de verhouding tussen de amplitude van oogbewegingen en de amplitude van trommelbewegingen (figuur 3C rechts). Voor unidirectionele trommelbeweging wordt OKR-versterking gedefinieerd als de verhouding tussen de oogsnelheid en de roostersnelheid van de trommel (Figuur 3B onderaan).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Met de hierboven beschreven procedure evalueerden we de afhankelijkheid van de OKR van verschillende visuele kenmerken. De hier getoonde voorbeeldsporen zijn afgeleid met behulp van de analysecodes in Aanvullend coderingsbestand 1, en het onbewerkte voorbeeldbestand met sporen is te vinden in Aanvullend coderingsbestand 2. Wanneer het trommelrooster in een sinusvormige baan (0,4 Hz) dreef, volgde het oog van het dier automatisch de beweging van het rooster op een vergelijkbare oscillerende manier (Figuur 3B bovenpaneel), wat kenmerkend is voor het OKR-gedrag 2,5,8. De amplitude van OKR-oogbewegingen in de horizontale as werd afgeleid met snelle Fouriertransformatie (Figuur 3C&D), en de OKR-versterking werd berekend als de verhouding tussen de amplitude van oogbewegingen en de amplitude van de roosterbeweging (Figuur 3C). De OKR-versterking varieerde met de waarden van ruimtelijke frequentie, oscillatiefrequentie en de bewegingsrichting van het rooster (Figuur 4A). Ten eerste had de afstemmingscurve van de ruimtelijke frequentie van het OKR-gedrag een omgekeerde V-vorm en piekte op een tussenliggende ruimtelijke frequentie van 0,16 cpd (Figuur 4A links). Ten tweede nam de afstemmingscurve van de oscillatiefrequentie monotoon af naarmate de oscillatiefrequentie van het trommelrooster toenam (figuur 4A midden), wat aangeeft dat het OKR-gedrag het beste werkt als reactie op de visuele beweging met lage snelheid4. Zowel de amplitude als de vorm van de afstemcurve van de oscillatiefrequentie varieerden bij het presenteren van roosters van verschillende ruimtelijke frequenties17. Ten derde kan de horizontale OKR ook worden geïnduceerd door roosters die in verschillende richtingen bewegen (figuur 4A rechts). Het sterkste horizontale OKR-gedrag werd uitgelokt door de temporo-nasale beweging (0°). De OKR-versterking daalde tot ~80%, of ~30% van het maximum, wanneer het rooster in schuine hoeken bewoog die respectievelijk 30° of 60° afweken van de temporo-nasale richting (zowel naar boven als naar beneden), en de horizontale OKR verdween wanneer het rooster verticaal omhoog of omlaag bewoog (90° en 270°). Bovendien werden de vormen van de stemcurven beïnvloed door het luminantieniveau. Dieren voerden bijvoorbeeld het OKR-gedrag goed uit als reactie op ruimtelijke frequenties van 0,16 en 0,32 cpd onder de fotopische conditie, maar de ruimtelijke frequentie-afstemmingscurve verschoof naar links onder de scotopische conditie (Figuur 4B). Om de vorm van stemcurven te analyseren, voorzien we ze van de juiste wiskundige functies. De Gauss-functie werd bijvoorbeeld gebruikt om de piek en bandbreedte van ruimtelijke frequentieafstemming te schatten (Figuur 4C). Met deze analyse ontdekten we dat de afstemmingscurve onder de scotopische conditie een lagere waarde had in de gewenste ruimtelijke frequentie in vergelijking met de fotopische conditie. De hierboven beschreven procedure kan ook worden gebruikt om de plasticiteit van OKR-gedrag te kwantificeren. Na 45 minuten continue OKR-stimulatie werd de amplitude van het OKR-gedrag significant versterkt (Figuur 4D), in overeenstemming met eerdere rapporten. Deze resultaten demonstreren de toepassingen van dit protocol bij het onderzoeken van het oculomotorische gedrag en de mogelijkheden bij het begrijpen van de hersencircuits die betrokken zijn bij dit gedrag.
Figuur 1: Opstelling van de OKR-rig . (A) Afmetingen van de hoofdbalk. (B) Achteraanzicht (links) en bovenaanzicht (midden) van het virtuele drumsysteem. Drie monitoren zijn orthogonaal ten opzichte van elkaar gemonteerd. De kop van een muis wordt in het midden van de vierkante behuizing geplaatst en is naar voren gericht. De periode van visuele stimulatie (ruimte tussen strepen) wordt gevarieerd op basis van het azimut naar het oog van het dier om ervoor te zorgen dat de projectie van het rooster op het oog een constante ruimtelijke frequentie heeft. Met andere woorden, de ruimtelijke frequentie van het rooster wordt waargenomen als constant in het hele gezichtsveld, alsof het rooster langs het oppervlak van een virtuele trommel drijft (rechts). (C) Installatie van IR-video-oculografie. Links: de positie van de camera wanneer deze tijdens de OKR-opname in het midden is bevestigd. Blauwe pijl: langs de optische as. Groene pijl: loodrecht op de optische as. Rechts: de rotatie van de camera tijdens het kalibreren van de ogen. (D) Positie van de X-CR- en Y-CR-LED's die op de camera zijn bevestigd. (E) Niveaus van het linker- en rechteroog (links) en de neus- en temporale ooghoeken zijn horizontaal uitgelijnd (rechts) door respectievelijk de horizontale stang of de kopplaatadapter te draaien (rode pijlen). (F) Foto van het OKR-station. Merk op dat de OKR-rig in een op maat gemaakte behuizing met een zwart gordijn is geplaatst. Afkortingen: IR = infrarood; CR = reflectie van het hoornvlies. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Kalibratie en meting van oogposities in video-oculografie . (A) Schema van de kalibratie. De straal van de pupilrotatie (Rp) wordt geschat door de camera naar de meest linkse positie (-10°, linkerpaneel) en naar de meest rechtse positie (10°, rechterpaneel) te draaien. Rode stippen geven de posities van de reflectie van het hoornvlies X-CR aan wanneer de camera in de meest linkse en meest rechtse positie wordt geplaatst. Blauwe stippen geven de middelpunten van de pupillen aan. Groene balken geven de afstanden aan tussen de reflectie van het hoornvlies en het pupilcentrum dat in de cameravideo wordt bekeken (PCR - PP). (B) Afhankelijkheid van Rp van de pupilgrootte. Boven: schema's van oogbollen met een kleine of grote pupil. Onder: relatie tussen Rp en de diameter van de pupil van een voorbeeldmuis. De pupilgrootte wordt gewijzigd door de luminantie (10 waarden in het bereik van 0-160 cd/m2) naar de muis te variëren. Zwarte stippen: de gegevens die worden gebruikt voor lineair passen. Blauwe stippen: uitschieters die zijn uitgesloten van lineaire aanpassing. Rode curve: de best passende lijn in lineaire regressie. Merk op dat de Rp omgekeerd evenredig is met de pupildiameter. (C) Berekening van de ooghoek wanneer het oog naar de rechter- of linkerkant van de optische as is verplaatst. Rode stippen, blauwe stippen en groene balken hebben dezelfde betekenis als in A. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Berekening van de OKR-winst. (A) Boven: snapshots van nasale (N; links) en temporale (T; rechts) oogposities genomen tijdens OKR-stimulatie. Rode ellipsen: passend bij het pupilprofiel. Rode kruisen: pupilcentra. Witte pijlen: hoornvliesreflectie van een referentie-LED. Midden: de trajecten van oogbewegingen met (zwart) of zonder (rood) een mediaanfilter (filtervenster = 0,05 s) om hoogfrequente ruis te verwijderen. Onder: schatting van de oogsnelheid door de eerste orde afgeleide van oogbewegingen te berekenen. Saccades (rode pijlen) worden gedetecteerd met een snelheidsdrempel van 50 °/s. (B) Het traject van langzame oogbewegingen van de OKR na het verwijderen van de saccades/nystagmus (zwart) bedekt met drumtraject22. Boven: oscillerende trommelbeweging met een amplitude van 5° en een oscillatiefrequentie van 0,4 Hz. Onder: unidirectionele (temporo-nasaal) trommelbeweging met een constante snelheid van 6,25 °/s. (C) Links: het cyclusgemiddelde van de oogbaan in B boven. Rechts: de frequentieanalyse van de oog- of trommelroosterbewegingen door snelle Fouriertransformatie. Opgemerkt moet worden dat het trommelrooster oscilleert bij 0,4 Hz, en dus pieken de amplitudes van de beweging van het oog en het trommelrooster bij 0,4 Hz (stermarkeringen). OKR-versterking is de verhouding van de amplitudes van oog- en trommelroosterbeweging bij 0,4 Hz. (D) Top: curve-aanpassing van het oogtraject in B-top met sinusvormige functie. Onder: relatie van de amplitude van oogbewegingen afgeleid door de snelle Fouriertransformatiemethode en afgeleid van sinusvormige curve-aanpassing. Gele stip: voorbeeld bovenaan. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: De selectiviteit en plasticiteit van het visuele kenmerk van OKR-gedrag. (A) De selectiviteit van het visuele kenmerk van OKR-versterking onder de fotopische conditie. Links: ruimtelijke frequentie-afstemmingscurve van één dier (oscillatiefrequentie: 0,4 Hz; traject: horizontaal oscillerend; gemiddelde luminantie: 40 cd/m2; n = 15). Midden: afstemcurve van de oscillatiefrequentie van één dier (ruimtelijke frequentie: 0,08 of 0,16 cpd; traject: horizontaal oscillerend; gemiddelde luminantie: 40 cd/m2; n = 15). Rechts: richtingsafstemmingscurve van één dier (ruimtelijke frequentie: 0,16 cpd; temporele frequentie: 1 Hz; gemiddelde luminantie: 45 cd/m2; n = 24). De rode pijl en balk geven de temporo-nasale richting aan. Voor ruimtelijke en temporele/oscillatiefrequentieafstemming beweegt een verticaal drumrooster op drie monitoren horizontaal met een constante snelheid of op een oscillerende manier. Voor het afstemmen van de richting beweegt een rooster dat alleen op de rechtermonitor wordt gepresenteerd, met een constante snelheid in een van de 12 richtingen. Dikte: standaardfout van het gemiddelde (SEM). (B) Ruimtelijke frequentie-afstemmingscurve van OKR-versterking van één dier onder de scotopische of fotopische toestand. Fotopisch: oscillerende beweging; oscillatie frequentie: 0,2 Hz; gemiddelde luminantie: 40 cd/m2; n = 15. Scotopisch: lineaire beweging met een constante snelheid; temporele frequentie: 0,25 Hz; gemiddelde luminantie: 8 x 10-5 cd/m2; n = 16. De scotopische toestand wordt bereikt door de monitoren te bedekken met vijf lagen Lee-filter (299 1.2 ND). Dikte: SEM. (C) Gaussiaanse aanpassing van ruimtelijke frequentieafstemming van OKR-versterking onder fotopische en scotopische omstandigheden. Fotopisch: oscillerende beweging; oscillatie frequentie: 0,2 Hz; gemiddelde luminantie: 40 cd/m2; n = 15. Scotopisch: lineaire beweging met een constante snelheid; temporele frequentie: 0,25 Hz; gemiddelde luminantie: 8 x 10-5 cd/m2; n = 16. (D) OKR-potentiëring van één muis geïnduceerd door 45 minuten continue OKR-stimulatie. Ruimtelijke frequentie: 0,1 cpd; oscillatiefrequentie: 0,4 Hz; gemiddelde luminantie: 35 cd/m2; n = 40. Boven: cyclus gemiddelde OKR-trajecten voor en na OKR-potentiëring. Dikte: SEM. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Aanvullend coderingsbestand 1: Analysecode die wordt gebruikt voor het genereren van de voorbeeldsporen. Klik hier om dit bestand te downloaden.
Aanvullend coderingsbestand 2: Voorbeeldsporen die met de software zijn gegenereerd. Klik hier om dit bestand te downloaden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De hier gepresenteerde methode van de OKR-gedragstest biedt verschillende voordelen. Ten eerste lost computergegenereerde visuele stimulatie de intrinsieke problemen van fysieke drums op. Rekening houdend met het probleem dat fysieke drums het systematische onderzoek van ruimtelijke frequentie-, richtings- of contrastafstemmingniet ondersteunen 8, maakt de virtuele drum het mogelijk om deze visuele parameters per proef te wijzigen, waardoor een systematische en kwantitatieve analyse van de kenmerkselectiviteit van het OKR-gedrag wordt vergemakkelijkt (Figuur 4A); Terwijl fysieke trommels last hebben van een niet-uniforme verlichting door een externe lichtbron23, kan de virtuele trommel gemakkelijk een homogene luminantie over het hele oppervlak leveren; met behulp van ND-filters en een luminantiemeter maakt de computergegenereerde visuele stimulatie de OKR-meting mogelijk op verschillende goed gecontroleerde luminantieniveaus van scotopisch tot fotopisch (Figuur 4B), wat moeilijk te doen is met fysieke drums. Zonder de beperking in de versnelling van fysieke trommels als gevolg van hun traagheidsmassa, kan de virtuele visuele stimulatie ideaal nauwkeurige trajecten bereiken, vooral bij hoge acceleratie en hoge snelheid. Bovendien maakt computergegenereerde visuele stimulatie het creatieve ontwerp van andere soorten visuele stimulatie mogelijk, zoals coherent bewegende stippen, wat helpt bij het onderzoeken van mechanismen van verschillende oculomotorische gedragingen. Ten tweede is onze procedure gestandaardiseerd en vereist dus minimale inspanningen om de voortgang van gedragsregistratie te volgen, wat de mogelijkheid biedt om meerdere muizen tegelijk te onderzoeken. Daarom is het geschikt voor studies met een groot cohort dieren (tientallen tot honderden dieren). Ten derde maken de hoge precisie en het kwantitatieve vermogen het mogelijk om repetitieve OKR-metingen van dezelfde muizen te vergelijken in longitudinale studies24, onder verschillende farmacologische behandelingen10, of onder neurale circuitverstoringen5. Ten slotte geeft de op Fouriertransformatie gebaseerde analyse in het frequentiedomein 5,7,9 gelijkwaardige resultaten in de amplitude van oscillerende oogbewegingen als de op aanpassing gebaseerde analyse in het temporele domein12,25,26 (figuur 3D onderaan), wat aantoont dat de hier gepresenteerde analysemethode zowel nauwkeurig als precies is.
Onze methode biedt ook de mogelijkheid om OKR-plasticiteit te bestuderen, een veel gebruikt paradigma om de mechanismen van oculomotorisch leren te onderzoeken. Bij het presenteren van continue OKR-stimulatie aan een muis of het operatief beschadigen van zijn evenwichtsorgaan, kan de amplitude van de OKR worden versterkt 8,9. De hier gepresenteerde OKR-test is gevoelig genoeg om kleine veranderingen in oogbewegingen bij OKR-potentiëring vast te leggen (Figuur 4D). De kwantitatieve kracht van deze methode maakt het mogelijk om gedragsveranderingen te correleren met de dynamiek van neurale circuits, wat essentieel is om de mechanismen te onthullen die ten grondslag liggen aan oculomotorisch leren 5,8,9,13.
Om de nauwkeurigheid van de OKR-meting te garanderen, zijn er een paar cruciale stappen. Ten eerste is tijdens de operatie extra zorg nodig om te voorkomen dat secondelijm en tandheelkundig acryl het ooglid raken, wat het hoornvlies kan beschadigen of de oogopening gedeeltelijk kan afsluiten. Ten tweede wordt de kracht van de OKR beïnvloed door de gedragstoestand van muizen27,28. Daarom worden een paar aanpassingsrondes aanbevolen om de impact van stress op de OKR-meting te minimaliseren; Ook moet de overlast veroorzaakt door geurstoffen, ruis of licht tijdens de opname worden voorkomen. Ten slotte moeten de koppen van de muizen goed worden georiënteerd, zodat de lijn die de twee ooghoeken verbindt evenwijdig is aan de horizontale as. Dit garandeert dat de richting van de visuele beweging is uitgelijnd met de as van de oogbewegingen van de adductie en abductie. Ten derde is de gelijkmatige verlichting van het oog de sleutel tot het genereren van een scherp beeld van de pupil en het garanderen van eye-tracking van hoge kwaliteit.
Het is vermeldenswaard dat er enkele beperkingen zijn aan de hier gepresenteerde methoden. Ten eerste, wanneer het oog van een dier knippert of ondoorzichtige oogafscheiding de pupil blokkeert, verliest de video-oculografie het oog tijdelijk of permanent uit het oog. Evenzo kan het niet worden gebruikt om oogbewegingen te volgen wanneer de oogleden zijn gehecht. Ten tweede wordt de temporele resolutie van de video-oculografie door de framesnelheid van camera's beperkt tot een bereik van 4-20 ms. Ten slotte maakt het hoofdvaste preparaat het niet mogelijk om het oculaire gedrag van vrij bewegende dieren te volgen.
De video-oculografie en virtuele drum die hier worden gepresenteerd, zijn met succes toegepast om de selectiviteit van visuele kenmerken en de plasticiteit van OKR-gedrag te karakteriseren, en om de retinale en centrale circuits te begrijpen die betrokken zijn bij het mediëren en adaptief moduleren van dit gedrag. Bovendien kunnen ze ook ten goede komen aan studies waarin ander oculair gedrag de onderwerpen of zelfs verstorende factoren zijn van de neurale verschijnselen. De video-oculografie kan bijvoorbeeld worden gebruikt om pupilverwijding29 en saccade-achtige oogbewegingen 30,31 te volgen, die indicatief zijn voor alertheid en hersentoestand32,33,34,35. Bovendien zijn de hier beschreven kalibratie- en meetprocedures universeel toepasbaar voor het monitoren van oogbewegingen met een op het hoofd gemonteerde camera bij vrij bewegende muizen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren dat er geen tegenstrijdige belangen zijn.
Acknowledgments
We zijn Yingtian He dankbaar voor het delen van gegevens over het afstemmen van richtingen. Dit werk werd ondersteund door subsidies van de Canadian Foundation of Innovation en Ontario Research Fund (CFI/ORF-project nr. 37597), NSERC (RGPIN-2019-06479), CIHR (Project Grant 437007) en Connaught New Researcher Awards.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2D translational stage | Thorlabs | XYT1 | |
| Acrylic resin | Lang Dental | B1356 | For fixing headplate on skull and protecting skull |
| Bupivacaine | STERIMAX | ST-BX223 | Bupivacaine Injection BP 0.5%. Local anesthesia |
| Carprofen | RIMADYL | 8507-14-1 | Analgesia |
| Compressed air | Dust-Off | ||
| Eye ointment | Alcon | Systane | For maintaining moisture of eyes |
| Graphic card | NVIDIA | Geforce GTX 1650 or Quadro P620. | For generating single screen among three monitors |
| Heating pad | Kent Scientific | HTP-1500 | For maintaining body temperature |
| High-speed infrared (IR) camera | Teledyne Dalsa | G3-GM12-M0640 | For recording eye rotation |
| IR LED | Digikey | PDI-E803-ND | For CR reference and the illumination of the eye |
| IR mirror | Edmund optics | 64-471 | For reflecting image of eye |
| Isoflurane | FRESENIUS KABI | CP0406V2 | |
| Labview | National instruments | version 2014 | eye tracking |
| Lactated ringer | BAXTER | JB2324 | Water and energy supply |
| Lidocaine and epinephrine mix | Dentsply Sirona | 82215-1 | XYLOCAINE. Local anesthesia |
| Luminance Meter | Konica Minolta | LS-150 | for calibration of monitors |
| Matlab | MathWorks | version xxx | analysis of eye movements |
| Meyhoefer Curette | World Precision Instruments | 501773 | For scraping skull and removing fascia |
| Microscope calibration slide | Amscope | MR095 | to measure the magnification of video-oculography |
| Monitors | Acer | B247W | Visual stimulation |
| Neutral density filter | Lee filters | 299 | to generate scotopic visual stimulation |
| Nigh vision goggle | Alpha optics | AO-3277 | for scotopic OKR |
| Photodiode | Digikey | TSL254-R-LF-ND | to synchronize visual stimulation and video-oculography |
| Pilocarpine hydrochloride | Sigma-Aldrich | P6503 | |
| Post | Thorlabs | TR1.5 | |
| Post holder | Thorlabs | PH1 | |
| PsychoPy | open source software | version xxx | visual stimulation toolkit |
| Scissor | RWD | S12003-09 | For skin removal |
| Superglue | Krazy Glue | Type: All purpose. For adhering headplate on the skull |
References
- Gerhard, D.
- Distler, C., Hoffmann, K. P. The Oxford Handbook of Eye Movement. , Oxford University Press. 65-83 (2011).
- Sereno, A. B., Bolding, M. S. Executive Functions: Eye Movements and Human Neurological Disorders. , Elsevier. (2017).
- Giolli, R. A., Blanks, R. H. I., Lui, F. The accessory optic system: basic organization with an update on connectivity, neurochemistry, and function. Progress in Brain Research. 151, 407-440 (2006).
- Liu, B. H., Huberman, A. D., Scanziani, M. Cortico-fugal output from visual cortex promotes plasticity of innate motor behaviour. Nature. 538 (7625), 383-387 (2016).
- Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (12), 4611-4616 (2004).
- Stahl, J. S., van Alphen, A. M., De Zeeuw, C. I. A comparison of video and magnetic search coil recordings of mouse eye movements. Journal of Neuroscience Methods. 99 (1-2), 101-110 (2000).
- Faulstich, B. M., Onori, K. A., du Lac, S. Comparison of plasticity and development of mouse optokinetic and vestibulo-ocular reflexes suggests differential gain control mechanisms. Vision Research. 44 (28), 3419-3427 (2004).
- Katoh, A., Kitazawa, H., Itohara, S., Nagao, S. Dynamic characteristics and adaptability of mouse vestibulo-ocular and optokinetic response eye movements and the role of the flocculo-olivary system revealed by chemical lesions. Proceedings of the National Academy of Sciences. 95 (13), 7705-7710 (1998).
- Cahill, H., Nathans, J. The optokinetic reflex as a tool for quantitative analyses of nervous system function in mice: application to genetic and drug-induced variation. PLoS One. 3 (4), 2055 (2008).
- Cameron, D. J., et al. The optokinetic response as a quantitative measure of visual acuity in zebrafish. Journal of Visualized Experiments. (80), 50832 (2013).
- de Jeu, M., De Zeeuw, C. I.
- Kodama, T., du Lac, S. Adaptive acceleration of visually evoked smooth eye movements in mice. The Journal of Neuroscience. 36 (25), 6836-6849 (2016).
- Doering, C. J., et al. Modified Ca(v)1.4 expression in the Cacna1f(nob2) mouse due to alternative splicing of an ETn inserted in exon 2. PLoS One. 3 (7), e2538 (2008).
- Shi, C., et al. Optimization of optomotor response-based visual function assessment in mice. Scientific Reports. 8 (1), 9708 (2018).
- Waldner, D. M., et al. Transgenic expression of Cacna1f rescues vision and retinal morphology in a mouse model of congenital stationary night blindness 2A (CSNB2A). Translational Vision Science & Technology. 9 (11), 19 (2020).
- Tabata, H., Shimizu, N., Wada, Y., Miura, K., Kawano, K. Initiation of the optokinetic response (OKR) in mice. Journal of Vision. 10 (1), 1-17 (2010).
- Al-Khindi, T., et al. The transcription factor Tbx5 regulates direction-selective retinal ganglion cell development and image stabilization. Current Biology. 32 (19), 4286-4298 (2022).
- Harris, S. C., Dunn, F. A. Asymmetric retinal direction tuning predicts optokinetic eye movements across stimulus conditions. eLife. 12, e81780 (2023).
- van Alphen, B., Winkelman, B. H., Frens, M. A. Three-dimensional optokinetic eye movements in the C57BL/6J mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 51 (1), 623-630 (2010).
- Stahl, J. S. Calcium channelopathy mutants and their role in ocular motor research. Annals of the New York Academy of Sciences. 956, 64-74 (2002).
- Endo, S., et al. Dual involvement of G-substrate in motor learning revealed by gene deletion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (9), 3525-3530 (2009).
- Thomas, B. B., Seiler, M. J., Sadda, S. R., Coffey, P. J., Aramant, R. B. Optokinetic test to evaluate visual acuity of each eye independently. Journal of Neuroscience Methods. 138 (1-2), 7-13 (2004).
- Burroughs, S. L., Kaja, S., Koulen, P. Quantification of deficits in spatial visual function of mouse models for glaucoma. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (6), 3654-3659 (2011).
- Wakita, R., et al. Differential regulations of vestibulo-ocular reflex and optokinetic response by β- and α2-adrenergic receptors in the cerebellar flocculus. Scientific Reports. 7 (1), 3944 (2017).
- Dehmelt, F. A., et al. Spherical arena reveals optokinetic response tuning to stimulus location, size, and frequency across entire visual field of larval zebrafish. eLife. 10, e63355 (2021).
- Magnusson, M., Pyykko, I., Jantti, V. Effect of alertness and visual attention on optokinetic nystagmus in humans. American Journal of Otolaryngology. 6 (6), 419-425 (1985).
- Collins, W. E., Schroeder, D. J., Elam, G. W. Effects of D-amphetamine and of secobarbital on optokinetic and rotation-induced nystagmus. Aviation, Space, and Environmental Medicine. 46 (4), 357-364 (1975).
- Reimer, J., et al. Pupil fluctuations track fast switching of cortical states during quiet wakefulness. Neuron. 84 (2), 355-362 (2014).
- Sakatani, T., Isa, T. PC-based high-speed video-oculography for measuring rapid eye movements in mice. Neuroscience Research. 49 (1), 123-131 (2004).
- Sakatani, T., Isa, T. Quantitative analysis of spontaneous saccade-like rapid eye movements in C57BL/6 mice. Neuroscience Research. 58 (3), 324-331 (2007).
- Vinck, M., Batista-Brito, R., Knoblich, U., Cardin, J. A. Arousal and locomotion make distinct contributions to cortical activity patterns and visual encoding. Neuron. 86 (3), 740-754 (2015).
- Bradley, M. M., Miccoli, L., Escrig, M. A., Lang, P. J. The pupil as a measure of emotional arousal and autonomic activation. Psychophysiology. 45 (4), 602-607 (2008).
- Hess, E. H., Polt, J. M. Pupil size as related to interest value of visual stimuli. Science. 132 (3423), 349-350 (1960).
- Di Stasi, L. L., Catena, A., Canas, J. J., Macknik, S. L., Martinez-Conde, S. Saccadic velocity as an arousal index in naturalistic tasks. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 37 (5), 968-975 (2013).
