Summary
Le présent protocole décrit l’obtention de la relation pression-volume par la stimulation transœsophagienne, qui constitue un outil précieux pour évaluer la fonction diastolique dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque.
Abstract
L’insuffisance cardiaque avec fraction d’éjection préservée (HFpEF) est une affection caractérisée par un dysfonctionnement diastolique et une intolérance à l’exercice. Alors que les tests hémodynamiques à l’effort ou l’IRM peuvent être utilisés pour détecter le dysfonctionnement diastolique et diagnostiquer l’HFpEF chez l’homme, ces modalités sont limitées dans la recherche fondamentale utilisant des modèles murins. Un test d’effort sur tapis roulant est couramment utilisé à cette fin chez la souris, mais ses résultats peuvent être influencés par le poids corporel, la force des muscles squelettiques et l’état mental. Nous décrivons ici un protocole de stimulation auriculaire permettant de détecter les changements de performance diastolique en fonction de la fréquence cardiaque (FC) et de valider son utilité dans un modèle murin d’HFpEF. La méthode implique l’anesthésie, l’intubation et la réalisation d’une analyse de la boucle pression-volume (PV) concomitante à la stimulation auriculaire. Dans ce travail, un cathéter de conductance a été inséré par une approche apicale ventriculaire gauche, et un cathéter de stimulation auriculaire a été placé dans l’œsophage. Les boucles PV de base ont été recueillies avant que la HR ne soit ralentie avec l’ivabradine. Les boucles PV ont été collectées et analysées à des incréments de FC allant de 400 bpm à 700 bpm via une stimulation auriculaire. À l’aide de ce protocole, nous avons clairement démontré l’insuffisance diastolique dépendante de la HR dans un modèle HFpEF induit métaboliquement. La constante de temps de relaxation (Tau) et la relation pression-volume en fin de diastolique (EDPVR) se sont détériorées à mesure que la FC augmentait par rapport aux souris témoins. En conclusion, ce protocole contrôlé par la stimulation auriculaire est utile pour détecter les dysfonctionnements cardiaques dépendants de la fréquence cardiaque. Il fournit une nouvelle façon d’étudier les mécanismes sous-jacents de la dysfonction diastolique dans des modèles murins HFpEF et peut aider à développer de nouveaux traitements pour cette maladie.
Introduction
L’insuffisance cardiaque représente l’une des principales causes d’hospitalisation et de décès dans le monde, et l’insuffisance cardiaque avec fraction d’éjection préservée (HFpEF) représente environ 50 % de tous les diagnostics d’insuffisance cardiaque. L’HFpEF est caractérisée par un dysfonctionnement diastolique et une altération de la tolérance à l’exercice, et les anomalies hémodynamiques associées, telles que le dysfonctionnement diastolique, peuvent être clairement détectées par des tests hémodynamiques soumis à l’effort ou des IRM 1,2.
Dans les modèles expérimentaux, cependant, les modalités disponibles pour évaluer les anomalies physiologiques liées à l’HFpEF sont limitées 3,4. Les tests d’effort sur tapis roulant (TMT) sont utilisés pour déterminer le temps et la distance de course, ce qui peut refléter l’hémodynamique cardiaque liée au stress exercé ; Cependant, cette méthode est susceptible d’être perturbée par des variables étrangères telles que le poids corporel, la force des muscles squelettiques et l’état mental.
Pour contourner ces limitations, nous avons mis au point un protocole de stimulation auriculaire qui détecte des changements subtils mais cruciaux dans les performances diastoliques en fonction de la fréquence cardiaque (FC) et avons validé son utilité dans un modèle murin de HFpEF5. Plusieurs facteurs physiologiques contribuent à la fonction cardiaque liée à l’exercice, notamment la réponse du nerf sympathique et des catécholamines, la vasodilatation périphérique, la réponse endothéliale et la fréquence cardiaque6. Parmi ceux-ci, cependant, la relation FC-pression (également appelée effet Bowditch) est connue comme un déterminant critique des caractéristiques physiologiques cardiaques 7,8,9.
Le protocole consiste à effectuer une analyse conventionnelle pression-volume au départ pour évaluer la fonction systolique et diastolique, y compris des paramètres tels que le taux de développement de la pression (dp/dt), la relation pression-volume en fin de systolique (ESPVR) et la relation pression-volume en fin de diastolique (EDPVR). Cependant, il convient de noter que ces paramètres sont influencés par la FC, qui peut varier d’un animal à l’autre en raison des différences de fréquence cardiaque intrinsèque. De plus, les effets de l’anesthésie sur la RH doivent également être pris en compte. Pour remédier à ce problème, la fréquence cardiaque a été normalisée en administrant une stimulation auriculaire concomitante à l’ivabradine, et des mesures des paramètres cardiaques ont été effectuées à des fréquences cardiaques incrémentielles. Notamment, la réponse cardiaque dépendante de la FC distinguait les souris HFpEF des souris du groupe témoin, tandis qu’aucune différence significative n’a été observée dans les mesures de base de la boucle PV (en utilisant la fréquence cardiaque intrinsèque)5.
Bien que ce protocole de stimulation puisse sembler relativement compliqué, son taux de réussite dépasse les 90 % lorsqu’il est bien compris. Ce protocole fournirait un moyen utile d’étudier les mécanismes sous-jacents de la dysfonction diastolique dans des modèles murins HFpEF et aiderait au développement de nouveaux traitements pour cette maladie.
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Protocol
Ce protocole sur les animaux a été approuvé par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux et a suivi les réglementations relatives à l’expérimentation animale et aux activités connexes de l’Université de Tokyo. Pour la présente étude, des souris mâles C57/Bl6J âgées de 8 à 12 semaines ont été utilisées. Les animaux ont été obtenus auprès d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux). Un modèle de HFpEF a été établi en administrant un régime riche en graisses pendant 15 semaines en conjonction avec de l’ester méthylique NG-nitro-L-arginine, comme décrit précédemment10.
1. Préparations de cathéters et étalonnage pression/volume
- Placez un cathéter de conductance dans une solution saline normale et fixez-le à un module composé du PowerLab 8/35 et d’une unité pression-volume (module MPVS, voir le tableau des matériaux).
- Calibrez électroniquement la pression et le volume grâce à l’enregistrement de paramètres de pression (0 mmHg et 100 mmHg) et de volume prédéterminés (ceux-ci varient selon les modules MPVS) sur le module MPVS 3,11 (voir également les instructions du fabricant).
2. Préparation d’un animal pour le cathétérisme
- Anesthésie et ventilation
- Administrer une injection intrapéritonéale de 5 mg/kg d’étomidate et de 500 mg/kg d’uréthane (voir le tableau des matériaux) 5 à 10 minutes avant l’intubation.
REMARQUE : L’uréthane, bien qu’efficace en tant qu’agent anesthésique dans les études animales, est soupçonné d’être cancérogène pour l’homme. Par conséquent, lorsque l’uréthane est nécessaire à la réalisation d’objectifs expérimentaux et qu’aucun agent de remplacement ne suffit, il doit être manipulé avec prudence. Des mesures de protection appropriées, telles que le port de gants et de masques et l’utilisation d’une hotte pendant la préparation, sont obligatoires. Comme alternative possible, la kétamine (80 mg/kg, ip) pourrait être utilisée. - Placez la souris dans une chambre d’anesthésie préalablement saturée d’isoflurane à 2 % et transférez l’animal dans un coussin chauffant préchauffé maintenu entre 38 °C et 40 °C lors de l’induction de l’anesthésie.
- Rasez la zone chirurgicale. Ensuite, désinfectez le site chirurgical avec trois cycles alternés de bétadine et d’alcool.
- Faites une incision horizontale (1 à 2 cm) dans le cou, excissez le muscle trachéal et exposez la trachée. Passez une suture chirurgicale en soie 2-0 sous la trachée, élevez-la et faites une petite incision (1-2 mm) pour l’ouvrir.
- Insérez un tube endotrachéal dans la trachée et connectez-le à un ventilateur qui délivre un mélange de 100 % d’oxygène et de 2 % d’isoflurane (réduit à 0,5 % à 1 % plus tard).
- Administrer une injection intrapéritonéale de 5 mg/kg d’étomidate et de 500 mg/kg d’uréthane (voir le tableau des matériaux) 5 à 10 minutes avant l’intubation.
- Insertion d’un cathéter veineux central (CV) et injection de liquide
- Localisez la veine jugulaire interne sous le muscle sterno-cléido-mastoïdien3.
- Insérez le cathéter veineux central, constitué d’une tubulure en silicone PE-10 (voir le tableau des matériaux) fixé à une aiguille de 30 G, dans la veine jugulaire.
- Administrer une perfusion en bolus de 5 à 6 μL/g de poids corporel de 10 % d’albumine/NaCl pendant 3 minutes, suivie d’un débit de perfusion constant de 5 à 10 μL/min.
REMARQUE : Cette étape est cruciale pour prévenir l’hypotension résultant de la vasodilatation périphérique causée par l’anesthésie. La veine jugulaire interne est située entre le muscle sterno-cléido-mastoïdien et l’artère carotide, et elle apparaît de couleur plus foncée que l’artère.
3. Intervention chirurgicale pour cathétérisme ventriculaire gauche (approche thoracique ouverte)
- Rasez la zone chirurgicale de la souris anesthésiée. Ensuite, désinfectez le site chirurgical avec trois cycles alternés de bétadine et d’alcool.
- Confirmez la profondeur de l’anesthésie en effectuant un pincement des orteils. Ensuite, faites une incision horizontale (2-3 cm) sous le processus xiphoïde et séparez la peau de la paroi thoracique à l’aide de ciseaux émoussés.
- Coupez la paroi thoracique latéralement des deux côtés à l’aide d’un cautéris électrique (voir le tableau des matériaux).
- Exposez le cœur en coupant le diaphragme et retirez doucement le péricarde du cœur à l’aide d’une pince.
- Insérez une aiguille de 27 G dans l’apex du ventricule gauche (VG) et insérez rétrogradamment un cathéter de conductance dans le VG par le trou de ponction.
- Ajustez la position du cathéter de manière à obtenir une boucle pression-volume de forme carrée.
- Vérifier que le cathéter n’entre pas en contact avec le muscle papillaire lorsque des changements dans les conditions de charge se produisent en vérifiant la forme de l’anse PV lors de l’occlusion de la veine cave inférieure (IVC).
REMARQUE : Une exposition cardiaque adéquate facilite la procédure et aide à obtenir une vue claire.
4. Enregistrement des données de la boucle PV et détermination de la relation pression-volume systolique en fin de course (ESPVR) et de la relation pression-volume en fin de diastolique (EDPVR)
REMARQUE : La réduction de la précharge par occlusion IVC permet de déterminer l’ESPVR et l’EDPVR.
- Enregistrez et analysez la boucle pression-volume (PV) de base avec le logiciel LabChart (voir la table des matériaux), PowerLab et le module MPVS après la stabilisation du signal (5 à 10 min après la canulation).
- Effectuez l’occlusion IVC en comprimant l’IVC avec une pince et enregistrez la boucle PV pendant au moins 20 cycles cardiaques pendant l’occlusion IVC. Déterminez l’ESPVR en ajustant une droite de régression linéaire passant par les points systoliques finaux de la boucle PV et l’EDPVR en ajustant une ligne curviligne passant par les points diastoliques finaux de la boucle PV à l’aide du logiciel LabChart.
REMARQUE : Arrêtez le ventilateur pendant l’occlusion IVC pour éviter les artefacts de mouvement pulmonaire. Un agent paralysant comme le pancuronium (0,5-1 mg / kg) peut être utile lorsque le mouvement pulmonaire est excessif et ne doit être utilisé qu’après la confirmation d’un plan anesthésique stable.
5. Stimulation transœsophagienne
- Insérez un cathéter à électrode tétrapolaire 2-Fr dans l’œsophage, connectez le cathéter à un stimulateur d’impulsions (voir le tableau des matériaux) et déterminez le seuil de capture auriculaire (normalement, l’amplitude du stimulus est de 3 mA et la largeur d’impulsion est de 1 ms).
- Ralentir la fréquence cardiaque en dessous de 400 battements/min en utilisant 20 mg/kg d’ivabradine (voir le tableau des matériaux) administrés par voie intrapéritonéale.
- Après la stabilisation, acquérir 20 cycles cardiaques continus de boucles PV à différentes cadences de stimulation de 400 battements/min à 700 battements/min, avec un incrément de 100 battements/min ; Acquérez les cycles sur 5 min à chaque cadence de stimulation.
6. Étalonnage de la solution saline et du débit aortique
- Inactivez le ventilateur et administrez 5 à 10 μL de solution saline hypertonique par voie intraveineuse à travers le cathéter CV.
- Documentez les fluctuations de pression et de volume pendant l’injection de solution saline et calculez la valeur Vp à l’aide de PowerLab 3,11.
- Répétez l’étalonnage de la solution saline pour améliorer la précision et la reproductibilité.
- Tournez la souris sur le côté gauche afin de ne pas perturber le signal de volume.
- Faites une thoracotomie latérale entre Th3 et Th5 vers la colonne vertébrale et disséquez doucement une petite partie de l’aorte descendante avec une pince.
- Placez une sonde de débit vasculaire (voir le tableau des matériaux) sur l’aorte pour mesurer le débit cardiaque.
REMARQUE : Le calcul précis du volume absolu nécessite l’utilisation de deux types d’étalonnage : l’étalonnage salin et l’étalonnage du débit aortique. Il est important de reconnaître les risques potentiels associés à une perfusion de solution saline hypertonique chez les animaux, car une charge excessive en sel peut entraîner une diminution de la contractilité.
7. Euthanasie
- Après l’étude, euthanasier les souris sous anesthésie par surdosage par luxation cervicale.
REMARQUE : Pour assurer l’arrêt complet de la fonction vitale, une méthode secondaire d’euthanasie est utilisée, telle que l’exsanguination sous anesthésie suivie d’un prélèvement de tissu cardiaque.
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Representative Results
Les données de référence de la boucle PV sont présentées à la figure 1 et au tableau 1. Au départ (en l’absence de stimulation), il n’y avait pas de différences significatives dans les paramètres diastoliques tels que la constante de temps de relaxation (Tau), le taux minimum de changement de pression (dP/dt min) et l’EDPVR entre les souris témoins et HFpEF. Cependant, les souris HFpEF présentaient une pression artérielle et une élastance artérielle (Ea) plus élevées, comme le montre la figure 1, et présentaient une boucle PV typique en forme de montagne pendant la systole ventriculaire. Il convient de le distinguer d’un pic causé par le contact direct du muscle ventriculaire sur le transducteur de pression (Figure 2). Il est important de noter qu’en utilisant la stimulation auriculaire, la fonction diastolique a pu être clairement distinguée entre les souris témoins et les souris HFpEF5 (Figure 3 et Figure 4). Dans le groupe témoin, la protéine Tau et l’EDPVR se sont améliorées à mesure que le taux de stimulation augmentait, tandis que, dans le groupe HFpEF, la Tau et l’EDPVR se sont détériorées à mesure que la FC augmentait avec la stimulation auriculaire.
Figure 1 : Relation représentative pression-volume à l’inclusion en l’absence de stimulation, illustrée dans une capture d’écran. Les résultats ont montré que les souris HFpEF présentaient une élastance artérielle et une pression ventriculaire plus élevées que les souris témoins. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Image représentative d’une boucle photovoltaïque en forme de pointe. Ce type de forme de boucle PV est le résultat de la compression directe du transducteur de pression par le muscle ventriculaire (indiqué par la pointe de flèche orange) et doit être exclu de l’analyse pour maintenir la précision des résultats. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Graphique représentatif illustrant les différences de paramètres hémodynamiques en réponse à la stimulation auriculaire entre les souris modèles d’insuffisance cardiaque avec fraction d’éjection préservée (HFpEF) et les souris témoins. Le tableau fait clairement la distinction entre les deux groupes, la FC allant de 400 battements par minute à 700 battements par minute. Abréviations : LVP = pression ventriculaire gauche ; dP/dt = dérivée première de LVP ; EDPVR = relation pression-volume en fin de diastolique ; LVV = volume ventriculaire gauche ; Tau = constante de temps de relaxation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Réponse hémodynamique des paramètres diastoliques à partir de l’analyse de la boucle pression-volume représentée en termes de fréquence cardiaque (FC). Chez les souris modèles HFpEF, la fonction diastolique (Tau et EDPVR) s’est détériorée à mesure que la fréquence cardiaque augmentait pendant la stimulation auriculaire. L’analyse de l’ANOVA bidirectionnelle a montré un effet principal significatif de l’HFpEF (F = 28,95, p < 0,001) et de la FC (F = 3,035, p = 0,08644) sur l’EDPVR, ainsi qu’un effet d’interaction significatif entre le groupe et la fréquence cardiaque (F = 3,938, p = 0,02454). Pour Tau, il y avait un effet significatif du groupe (F = 25,56, p < 0,001) et de la FC (F = 0,1088, p = 0,7425), ainsi qu’un effet d’interaction significatif entre le groupe et la fréquence cardiaque (F = 3,461, p = 0,03759). Les données sont affichées sous la forme de la moyenne ± de l’erreur-type. n = 6 souris/groupe. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Illustration représentative de la procédure d’étalonnage d’une solution saline. La perfusion de sérum physiologique hypertonique modifie la conductivité électrique du sang, permettant ainsi le calcul de la composante signal attribuée au tissu cardiaque environnant. La pression artérielle doit rester stable pendant l’injection, avec une légère augmentation de volume (indiquée dans la flèche orange). Abréviations : LVP = pression ventriculaire gauche ; LVV = volume ventriculaire gauche Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Illustration représentative de la mise en place correcte du cathéter de stimulation transœsophagienne. Le placement correct du cathéter de stimulation transœsophagienne permet un rythme QRS étroit. Les flèches bleues représentent un rythme sinusal normal, et les flèches rouges indiquent le rythme auriculaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Image représentative d’une amplitude de stimulus mal ajustée dans la stimulation auriculaire, entraînant une boucle pression-volume déformée. L’intensité de la stimulation a induit des artefacts de mouvement indésirables dans le signal de conductance, représenté par la boucle PV avec une ligne de tremblement (indiquée par les flèches). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Contrôle (n = 10) | HFpEF (n = 10) | Valeur de p | |
| CO (μL/min) | 12436.8 ± 938.4 | 10923.5 ± 1032.7 | 0.2897 |
| SV (μL) | 23,6 ± 1,85 | 20,5 ± 1,88 | 0.2515 |
| Ved (μl) | 37,6 ± 3,45 | 34,0 ± 1,32 | 0.4242 |
| Pes (mmHg) | 95,2 ± 3,56 | 109,3 ± 1,74 | 0.00032* |
| Ed (mmHg) | 6,16 ± 1,53 | 6,95 ± 1,22 | 0.6889 |
| FC (battement/min) | 532,4 ± 20,8 | 534,0 ± 13,9 | 0.9505 |
| FE (%) | 66,5 ± 2,95 | 63,68 ± 2,37 | 0.4718 |
| Ea (mmHg/μL) | 4,02 ± 0,30 | 5,90 ± 0,72 | 0.03224* |
| dP/dt max (mmHg/s) | 10812.1 ± 1042.9 | 9481.1 ± 262.02 | 0.2444 |
| dP/dt min (mmHg/s) | -9540,7 ± 748,9 | -9003,9 ± 320,0 | 0.5177 |
| Tau (ms) | 7,30 ± 0,50 | 8,02 ± 0,39 | 0.268 |
| ESPVR (mmHg/μL) | 3,41 ± 0,51 | 4,69 ± 0,41 | 0.09147 |
| EDPVR (mmHg/μL) | 0,096 ± 0,0061 | 0,103 ± 0,013 | 0.6103 |
Tableau 1 : Paramètres cardiaques de base chez la souris témoin et la souris HFpEF. Les données sont affichées sous la forme de la moyenne ± l’erreur-type. *P < 0,05 par rapport au témoin par test T.
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Discussion
Nous présentons une méthodologie permettant d’évaluer les relations pression-volume avec l’application de la stimulation transœsophagienne. L’intolérance à l’exercice est l’une des principales caractéristiques de l’HFpEF, mais il n’existe aucune technique permettant d’évaluer la fonction cardiaque chez la souris pendant l’exercice. Notre protocole de stimulation offre un outil précieux pour détecter un dysfonctionnement diastolique, qui peut ne pas être apparent dans des conditions de repos.
Pour obtenir une boucle photovoltaïque de qualité précise et constante, les étapes suivantes doivent être méticuleusement exécutées 3,4,5,7,8,11,12,13,14 : (1) les animaux doivent être anesthésiés avec soin et une température corporelle constante de 37-37,5 °C doit être maintenue à l’aide d’un coussin chauffant ; 2° les animaux doivent être intubés de façon appropriée et la ventilation doit être contrôlée efficacement ; 3° l’accès intraveineux doit être placé convenablement ; 4° le cathéter de conductance doit être correctement positionné à l’intérieur du VG ; (5) le cathéter transœsophagien doit être placé judicieusement et une stimulation appropriée doit être assurée ; 6) le système d’acquisition de données doit être connecté avec soin, et les valeurs de gain et de décalage doivent être ajustées de manière appropriée ; (7) les signaux de conductance doivent être calibrés à l’aide d’une solution saline hypertonique ; 8° il convient de vérifier la bonne mesure du débit aortique à l’aide d’une sonde de débit ; (9) Le bien-être des animaux doit être surveillé en permanence tout au long de la procédure afin de minimiser les artefacts induits par le stress ou le mouvement.
L’optimisation de la dose d’anesthésie est cruciale pour obtenir une boucle PV reproductible et de haute qualité chez la souris. En règle générale, une dose de 800 mg/kg d’uréthane et de 5 à 10 mg/kg d’étomidate est administrée. Cependant, en cas d’insuffisance cardiaque pathologique, il est conseillé d’administrer une dose plus faible d’anesthésique. Pendant la procédure, il est essentiel de maintenir une température corporelle chaude de 37-38 °C en plaçant doucement l’animal anesthésié sur un coussin chauffant. Ceci est particulièrement important pour les souris car une baisse de la température corporelle peut entraîner une diminution significative de la FC. De plus, une exposition adéquate du cœur est cruciale pour obtenir une vue claire et faciliter la procédure. Dans certains cas, couper les 12e et 11e côtes peut être utile pour exposer le cœur.
Le processus d’intubation doit être effectué avec précaution pour éviter d’endommager les artères carotides et les nerfs vagues près de la trachée. Le réglage du ventilateur doit être ajusté en fonction du poids corporel de l’animal à l’aide des formules fournies3 :
Volume courant (Vt, mL) = 6,2 × W1,01 (W = poids corporel, kg)
Fréquence respiratoire (RR, min−1) = 53,5 × W−0,26
Par exemple, Vt = 149,4 μL, RR = 140/min dans une souris de 25 g.
Avant la canulation, le cathéter veineux (avec une aiguille de 30 G) doit être complètement amorcé avec 10 % d’albumine et inséré dans la veine à un angle peu profond pour éviter la déchirure des parois veineuses fragiles. Le bon positionnement du cathéter de conductance dans le ventricule gauche (VG) est primordial pour obtenir des résultats précis. Le cathéter doit être aligné avec l’axe longitudinal du VG, toutes les électrodes étant positionnées entre la voie d’écoulement du VG et le bord endocardique apical. Une boucle PV stable sans encoches doit être obtenue tout au long de la procédure, y compris pendant l’occlusion intraveineuse, l’étalonnage hypertonique de la solution saline et la stimulation transœsophagienne. Lors de l’étalonnage de la solution saline, les pressions BT doivent être stables pendant l’injection hypertonique de solution saline, et les battements pendant la phase initiale de lavage des signaux de volume croissant sont utilisés (Figure 5). Il faut faire attention à ne pas injecter des volumes de solution saline hypertonique supérieurs à 20 μL car la solution saline hypertonique pourrait facilement déprimer la fonction cardiaque par surcharge volumique. Le cathéter de stimulation introduit dans l’œsophage doit être confirmé dans la bonne position lors de la capture auriculaire (Figure 6), et l’amplitude du stimulus doit être ajustée de manière appropriée (généralement 3 mA, avec une largeur d’impulsion de 1 ms). Une stimulation plus forte affecterait le cathéter de conductance et provoquerait une boucle PV en forme de secousse (Figure 7).
Le calcul précis du volume absolu nécessite l’utilisation de deux types d’étalonnage : l’étalonnage salin et l’étalonnage du flux aortique. La technique du cathéter de conductance nécessite une évaluation du décalage de conductance parallèle (Vp) pour tenir compte de la conductance mesurée non seulement à partir de la réserve de sang dans la cavité ventriculaire, mais aussi à partir des structures environnantes. Cette évaluation peut être réalisée par l’administration d’une perfusion hypertonique de bolus salin. L’étalonnage du débit aortique permet la mesure directe du débit aortique, ce qui, à son tour, permet de déterminer le volume absolu de la course. Cependant, il convient de noter que cet étalonnage ne fournit que le volume absolu de la course et non le volume ventriculaire absolu. Pour obtenir le volume ventriculaire absolu, il faut effectuer à la fois un calibrage salin et un calibrage aortique.
Il y a quelques limites à cette méthode. Tout d’abord, une approche transapicale a été utilisée lors de l’introduction du cathéter de conductance. Pour accéder à l’apex du VG, le péricarde doit être retiré. Cela pourrait affecter les paramètres diastoliques, en particulier les paramètres pédiatriques. Deuxièmement, une partie du sang peut être perdue pendant la longue durée de la procédure, ce qui pourrait également affecter les paramètres fonctionnels cardiaques, mais ces problèmes peuvent être évités en devenant plus compétent dans les procédures. Il convient de noter que le modèle HFpEF utilisé dans ce protocole ne reproduit pas complètement l’HFpEF humain, qui est un syndrome avec plusieurs phénotypes en fonction des comorbidités associées, telles que l’obésité, le diabète sucré, l’hypertension, la fibrillation auriculaire ou la défaillance de plusieurs organes. Il n’existe aucun modèle de souris qui imite toutes ces comorbidités. Le modèle de souris HFpEF à double impact, cependant, est le plus pertinent pour les souris HFpEF humaines présentant des comorbidités métaboliques10. Le patrimoine génétique des souris pourrait affecter la fonction diastolique. Alors qu’il a été rapporté que les souris C57BL/6J présentaient des réponses différentielles au stress cardiovasculaire et un phénotype de maladie potentiellement plus bénin que les souris C57BL/6N, ce protocole a détecté une déficience diastolique dans le modèle à deux coups, même sur le fond C57BL/6J5, ce qui pourrait être difficile avec d’autres modalités habituellement utilisées chez la souris.
Ce manuscrit vise à fournir des conseils pour effectuer efficacement les procédures de boucle PV associées à la stimulation, ce qui peut être utile pour évaluer la fonction cardiaque associée à la FC et faire progresser la recherche sur l’insuffisance cardiaque.
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Disclosures
Il n’y a pas d’intérêts financiers concurrents.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par des subventions de recherche de la Fondation Fukuda pour la technologie médicale (à E.T. et G.N.) et à la subvention de recherche scientifique JSPS KAKENHI 21K08047 (à E.T.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-0 silk suture, sterlie | Alfresa Pharma Corporation, Osaka, Japan | 62-9965-57 | Surgical Supplies |
| 2-Fr tetrapolar electrode catheter | Fukuda Denshi, Japan and UNIQUE MEDICAL, Japan | custom-made | Surgical Supplies |
| Albumin Bovine Serum | Nacalai Tesque, Inc., Kyoto, Japan | 01859-47 | Miscellaneous |
| C57/BI6J mouse | Jackson Laboratory | animals | |
| Conductance catheter | Millar Instruments, Houston, TX | PVR 1035 | |
| Electrical cautery, Electrocautery Knife Kit | ellman-Japan,Osaka, Japan | 1-1861-21 | Surgical Supplies |
| Etomidate | Tokyo Chemical Industory Co., Ltd., Tokyo Japan | E0897 | Anesthetic |
| Grass Instrument S44G Square Pulse Stimulator | Astro-Med, West Warwick, RI | Pacing equipment | |
| Isoflurane | Viatris Inc., Tokyo, Japan | 8803998 | Anesthetic |
| Ivabradine | Tokyo Chemical Industory Co., Ltd., Tokyo Japan | I0847 | Miscellaneous |
| LabChart software | ADInstruments, Sydney, Australia | LabChart 7 | Hemodynamic equipment |
| MPVS Ultra | Millar Instruments, Houston, TX | PL3516B49 | Hemodynamic equipment |
| Pancronium bromide | Sigma Aldrich Co., St. Louis, MO | 15500-66-0 | Anesthetic |
| PE10 polyethylene tube | Bio Research Center Co. Ltd., Tokyo, Japan | 62101010 | Surgical Supplies |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments, Sydney, Australia | PL3508/P | Hemodynamic equipment |
| PVR 1035 | Millar Instruments, Houston, TX | 842-0002 | Hemodynamic equipment |
| Urethane (Ethyl Carbamate) | Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Japan | 050-05821 | Anesthetic |
| Vascular Flow Probe | Transonic, Ithaca, NY | MA1PRB | Surgical Supplies |
References
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