Summary
В настоящем протоколе описывается получение соотношения давления и объема с помощью чреспищеводной стимуляции, которая служит ценным инструментом для оценки диастолической функции в мышиных моделях сердечной недостаточности.
Abstract
Сердечная недостаточность с сохраненной фракцией выброса (HFpEF) – состояние, характеризующееся диастолической дисфункцией и непереносимостью физической нагрузки. В то время как гемодинамические тесты с физической нагрузкой или МРТ могут быть использованы для выявления диастолической дисфункции и диагностики СНпФВ у людей, такие методы ограничены в фундаментальных исследованиях с использованием мышиных моделей. Для этой цели на мышах обычно используется тест с нагрузкой на беговой дорожке, но на его результаты может влиять масса тела, сила скелетных мышц и психическое состояние. В этой статье мы опишем протокол стимуляции предсердий для выявления зависимых от частоты сердечных сокращений (ЧСС) изменений диастолической производительности и проверки его полезности на мышиной модели СНпФВ. Метод включает в себя анестезию, интубацию и проведение анализа контура давления-объема (PV) одновременно с кардиостимуляцией предсердий. В этой работе через апикальный доступ левого желудочка был введен катетер проводимости, а в пищевод был помещен катетер для стимуляции предсердий. Исходные петли PV были собраны до того, как ЧСС был замедлен ивабрадином. Петли PV собирали и анализировали с шагом ЧСС в диапазоне от 400 до 700 уд/мин с помощью кардиостимуляции предсердий. Используя этот протокол, мы наглядно продемонстрировали ЧСС-зависимые диастолические нарушения в метаболически индуцированной модели СНпФВ. Как постоянная времени релаксации (Tau), так и зависимость между конечным диастолическим давлением и объемом (EDPVR) ухудшались по мере увеличения ЧСС по сравнению с контрольными мышами. В заключение, этот протокол с контролем кардиостимуляции предсердий полезен для выявления сердечных дисфункций, зависящих от ЧСС. Это обеспечивает новый способ изучения основных механизмов диастолической дисфункции в мышиных моделях HFpEF и может помочь в разработке новых методов лечения этого состояния.
Introduction
Сердечная недостаточность является ведущей причиной госпитализации и смерти во всем мире, а сердечная недостаточность с сохраненной фракцией выброса (HFpEF) составляет около 50% всех диагнозов сердечной недостаточности. СНпФВ характеризуется диастолической дисфункцией и нарушением толерантности к физической нагрузке, а связанные с этим гемодинамические нарушения, такие как диастолическая дисфункция, могут быть четко выявлены с помощью гемодинамического тестирования с физической нагрузкой или МРТ 1,2.
Однако в экспериментальных моделях доступные методы оценки физиологических аномалий, связанных с СНпФВ, ограничены 3,4. Нагрузочное тестирование на беговой дорожке (TMT) используется для определения времени бега и дистанции, что может отражать сердечную гемодинамику при физической нагрузке; Однако этот метод подвержен влиянию внешних переменных, таких как масса тела, сила скелетных мышц и психическое состояние.
Чтобы обойти эти ограничения, мы разработали протокол стимуляции предсердий, который выявляет тонкие, но важные изменения в диастолической производительности на основе частоты сердечных сокращений (ЧСС) и подтвердили его полезность на мышиной модели HFpEF5. Несколько физиологических факторов влияют на сердечную функцию, связанную с физической нагрузкой, включая реакцию симпатического нерва и катехоламинов, периферическую вазодилатацию, эндотелиальную реакцию и частоту сердечных сокращений6. Среди них, однако, зависимость ЧСС от давления (также называемая эффектом Боудича) известна как критическая детерминанта физиологических характеристик сердца 7,8,9.
Протокол включает в себя проведение традиционного анализа давления и объема на исходном уровне для оценки систолической и диастолической функции, включая такие параметры, как скорость развития давления (dp/dt), зависимость конечного систолического давления к объему (ESPVR) и зависимость конечного диастолического давления к объему (EDPVR). Однако следует отметить, что на эти параметры влияет ЧСС, который может варьироваться у разных животных из-за различий в их собственной частоте сердечных сокращений. Кроме того, следует учитывать влияние анестезии на ЧСС. Чтобы решить эту проблему, ЧСС была стандартизирована путем одновременного введения кардиостимуляции предсердий с ивабрадином, а измерения сердечных параметров проводились с увеличением частоты сердечных сокращений. Примечательно, что ЧСС-зависимый сердечный ответ отличал мышей с СНпФВ от мышей контрольной группы, в то время как существенных различий в исходных измерениях петли ПВ (с использованием собственной частоты сердечных сокращений) не наблюдалось5.
Несмотря на то, что этот протокол может показаться относительно сложным, его успешность превышает 90%, если он хорошо изучен. Этот протокол обеспечит полезный способ изучения основных механизмов диастолической дисфункции в мышиных моделях HFpEF и поможет в разработке новых методов лечения этого состояния.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Этот протокол был одобрен Комитетом по уходу за животными и их использованию и соответствовал правилам проведения экспериментов на животных и связанных с ними мероприятий в Токийском университете. Для настоящего исследования использовались 8-12-недельные самцы мышей C57/Bl6J. Животные были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов). Модель HFpEF была создана путем введения диеты с высоким содержанием жиров в течение 15 недель в сочетании с NG-нитро-L-аргинин-метиловым эфиром, как описано ранее10.
1. Подготовка катетеров и калибровка давления/объема
- Поместите катетер проводимости в обычный физиологический раствор и прикрепите его к модулю, состоящему из PowerLab 8/35 и блока давления-объема (модуль MPVS, см. таблицу материалов).
- Электронная калибровка давления и объема путем регистрации заданных параметров давления (0 мм рт. ст. и 100 мм рт. ст.) и объема (они различаются в разных модулях MPVS) на модуле MPVS 3,11 (см. также инструкции производителя).
2. Подготовка животного к катетеризации
- Анестезия и вентиляция легких
- За 5-10 мин до интубации вводят внутрибрюшинную инъекцию 5 мг/кг этимидата и 500 мг/кг уретана (см. таблицу материалов).
ПРИМЕЧАНИЕ: Уретан, хотя и эффективен в качестве анестетика в исследованиях на животных, подозревается, что он канцероген для человека. Поэтому, когда уретан необходим для достижения экспериментальных целей и альтернативных агентов недостаточно, с ним следует обращаться с осторожностью. Обязательны соответствующие меры защиты, такие как ношение перчаток и масок, а также использование вытяжного шкафа во время подготовки. В качестве возможной альтернативы может быть использован кетамин (80 мг/кг, ip). - Поместите мышь в наркозную камеру, предварительно насыщенную 2% изофлураном, и переложите животное на предварительно разогретую грелку при температуре от 38 °C до 40 °C после введения анестезии.
- Побрейте прооперированную область. Затем продезинфицируйте место операции тремя чередующимися приемами бетадина и спирта.
- Сделайте горизонтальный разрез (1-2 см) на шее, иссеките мышцу трахеи и обнажите трахею. Наложите хирургический шелковый шов 2-0 под трахею, приподнимите ее и сделайте небольшой разрез (1-2 мм), чтобы открыть ее.
- Вставьте эндотрахеальную трубку в трахею и подключите ее к аппарату искусственной вентиляции легких, который подает смесь 100% кислорода и 2% изофлурана (позже снижается до 0,5-1%).
- За 5-10 мин до интубации вводят внутрибрюшинную инъекцию 5 мг/кг этимидата и 500 мг/кг уретана (см. таблицу материалов).
- Введение центрального венозного катетера (CV) и введение жидкости
- Найдите внутреннюю яремную вену под грудино-ключично-сосцевидной мышцей3.
- В яремную вену вводят центральный венозный катетер, состоящий из силастической трубки из ПЭ-10 (см. таблицу материалов), прикрепленной к игле 30 G.
- Вводят болюсную инфузию 5-6 мкл/г массы тела 10% альбумин/NaCl в течение 3 мин с последующей постоянной скоростью инфузии 5-10 мкл/мин.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг имеет решающее значение для предотвращения гипотензии, вызванной периферической вазодилатацией, вызванной анестезией. Внутренняя яремная вена расположена между грудино-ключично-сосцевидной мышцей и сонной артерией и имеет более темный цвет, чем артерия.
3. Хирургическая процедура катетеризации левого желудочка (открытый грудной доступ)
- Побрейте прооперированную область мыши, находящейся под наркозом. Затем продезинфицируйте место операции тремя чередующимися приемами бетадина и спирта.
- Подтвердите глубину анестезии, выполнив защемление пальца ноги. Затем делают горизонтальный разрез (на 2-3 см) ниже мечевидного отростка, и отделяют кожу от грудной стенки тупыми ножницами.
- Разрежьте грудную стенку латерально с обеих сторон с помощью электрического прижигания (см. Таблицу материалов).
- Обнажите сердце, разрезав диафрагму, и аккуратно извлеките перикард из сердца с помощью щипцов.
- Введите иглу 27 G в верхушку левого желудочка (ЛЖ) и ретроградно введите катетер проводимости в ЛЖ через отверстие для прокола.
- Отрегулируйте положение катетера таким образом, чтобы получилась петля давления и объема квадратной формы.
- Убедитесь, что катетер не контактирует с папиллярной мышцей при изменении условий нагрузки, проверив форму петли PV во время окклюзии нижней полой вены (IVC).
ПРИМЕЧАНИЕ: Адекватная нагрузка на сердце облегчает процедуру и помогает получить четкое изображение.
4. Регистрация данных петли PV и определение соотношения конечного систолического давления к объему (ESPVR) и соотношения конечного диастолического давления к объему (EDPVR)
ПРИМЕЧАНИЕ: Уменьшение предварительного натяга за счет окклюзии IVC позволяет определить ESPVR и EDPVR.
- Запись и анализ контура базового давления и объема (PV) с помощью программного обеспечения LabChart (см. Таблицу материалов), PowerLab и модуля MPVS после стабилизации сигнала (через 5-10 минут после кануляции).
- Выполняйте окклюзию IVC, сжимая IVC щипцами, и записывайте петлю PV в течение не менее 20 сердечных циклов во время окклюзии IVC. Определите ESPVR путем аппроксимации линейной линии регрессии через конечные систолические точки петли PV и EDPVR путем подгонки криволинейной линии через конечные диастолические точки петли PV с помощью программного обеспечения LabChart.
ПРИМЕЧАНИЕ: Остановите аппарат искусственной вентиляции легких во время окклюзии IVC, чтобы предотвратить артефакты движения легких. Паралитическое средство, такое как панкуроний (0,5-1 мг/кг), может быть полезным при чрезмерной подвижности легких и должно использоваться только после подтверждения стабильной анестезирующей плоскости.
5. Чреспищеводная кардиостимуляция
- Введите в пищевод тетраполярный электродный катетер 2-Fr, подключите катетер к импульсному стимулятору (см. таблицу материалов) и определите порог захвата предсердий (в норме амплитуда стимула составляет 3 мА, а длительность импульса — 1 мс).
- Замедлите ЧСС ниже 400 уд/мин, используя 20 мг/кг ивабрадина (см. таблицу материалов), вводимого внутрибрюшинно.
- После стабилизации приобретите 20 непрерывных сердечных циклов петель PV с разной частотой стимуляции от 400 уд/мин до 700 уд/мин с шагом 100 уд/мин; Выполняйте циклы в течение 5 минут при каждом темпе.
6. Калибровка физиологического раствора и калибровка аортального потока
- Инактивируйте аппарат искусственной вентиляции легких и введите 5-10 мкл гипертонического физиологического раствора внутривенно через CV-катетер.
- Задокументируйте колебания давления и объема во время инъекции физиологического раствора и рассчитайте значение Vp с помощью PowerLab 3,11.
- Повторите калибровку физиологического раствора, чтобы повысить точность и воспроизводимость.
- Поверните мышь на левую сторону, чтобы не нарушить сигнал громкости.
- Сделайте латеральную торакотомию между Th3 и Th5 по направлению к позвоночнику и аккуратно рассеките щипцами небольшую часть нисходящей аорты.
- Поместите датчик сосудистого потока (см. Таблицу материалов) на аорту для измерения сердечного выброса.
ПРИМЕЧАНИЕ: Точный расчет абсолютного объема требует использования двух типов калибровки: калибровка физиологическим раствором и калибровка аортального потока. Важно осознавать потенциальные риски, связанные с гипертонической инфузией солевого раствора у животных, так как чрезмерная нагрузка солями может привести к снижению сократительной способности.
7. Эвтаназия
- После исследования мышей усыпляют при передозировке анестетика через вывих шейки матки.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для обеспечения полного прекращения жизнедеятельности используется вторичный метод эвтаназии, такой как обескровливание под наркозом с последующим забором сердечной ткани.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Базовые данные фотоэлектрической петли показаны на рисунке 1 и в таблице 1. На исходном уровне (при отсутствии кардиостимуляции) не было существенных различий в диастолических параметрах, таких как константа времени релаксации (Tau), минимальная скорость изменения давления (dP/dt min) и EDPVR между контрольной группой и мышами с СНпФВ. Тем не менее, мыши с HFpEF демонстрировали более высокое кровяное давление и артериальную эляцию (Ea), как показано на рисунке 1, и демонстрировали типичную петлю PV в форме горы во время систолы желудочков. Это следует отличать от спайка, вызванного непосредственным контактом мышцы желудочка с датчиком давления (рис. 2). Важно отметить, что с помощью кардиостимуляции предсердий диастолическая функция может быть четко различима у контрольных мышей и мышей с СНпФВ5 (рис. 3 и рис. 4). В контрольной группе как Tau, так и EDPVR улучшались по мере увеличения частоты кардиостимуляции, тогда как в группе HFpEF и EDPVR ухудшались по мере увеличения ЧСС при стимуляции предсердий.
Рисунок 1: Репрезентативное соотношение давления к объему на исходном уровне при отсутствии темпа, изображенное на скриншоте. Результаты показали, что у мышей с HFpEF наблюдалась более высокая артериальная эластика и желудочковое давление по сравнению с контрольными мышами. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Репрезентативное изображение колосообразной фотоэлектрической петли. Этот тип формы петли PV является результатом прямого сжатия датчика давления мышцей желудочка (показан оранжевой стрелкой) и должен быть исключен из анализа для поддержания точности результатов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Репрезентативная диаграмма, иллюстрирующая различия в гемодинамических параметрах в ответ на стимуляцию предсердий между модельными мышами с сердечной недостаточностью с сохраненной фракцией выброса (HFpEF) и контрольными мышами. Диаграмма четко различает эти две группы: ЧСС колеблется от 400 ударов в минуту до 700 ударов в минуту. Сокращения: LVP = левожелудочковое давление; dP/dt = первая производная LVP; EDPVR = отношение конечного диастолического давления к объему; LVV = объем левого желудочка; Tau = постоянная времени релаксации. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Гемодинамическая реакция диастолических параметров по анализу петли давления-объема, изображенная в терминах частоты сердечных сокращений (ЧСС). У мышей модели HFpEF диастолическая функция (Tau и EDPVR) ухудшалась по мере увеличения частоты сердечных сокращений во время кардиостимуляции предсердий. Двусторонний анализ ANOVA показал значимое основное влияние СНпФВ (F = 28,95, p < 0,001) и ЧСС (F = 3,035, p = 0,08644) на EDPVR, а также значимое влияние взаимодействия между группой и частотой сердечных сокращений (F = 3,938, p = 0,02454 ). Для Тау выявлено значимое влияние группы (F = 25,56, p < 0,001) и ЧСС (F = 0,1088, p = 0,7425), а также значимое влияние взаимодействия между группой и частотой сердечных сокращений (F = 3,461, p = 0,03759). Данные отображаются в виде среднего значения ± стандартной ошибки. n = 6 мышей в группе. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Репрезентативная иллюстрация процедуры калибровки физиологического раствора. Инфузия гипертонического физиологического раствора изменяет электрическую проводимость крови, что позволяет рассчитать сигнальный компонент, относящийся к окружающей сердечной ткани. Артериальное давление должно оставаться стабильным во время инъекции, с небольшим увеличением объема (показано оранжевой стрелкой). Сокращения: LVP = левожелудочковое давление; LVV = объем левого желудочка Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Репрезентативная иллюстрация правильного размещения чреспищеводного кардиостимулятора. Правильное расположение чреспищеводного катетера обеспечивает узкий ритм QRS. Синие стрелки показывают нормальный синусовый ритм, а красные стрелки показывают ритм стимуляции предсердий. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 7: Репрезентативное изображение неправильно настроенной амплитуды стимула при стимуляции предсердий, что приводит к искажению петли давления-объема. Интенсивность стимуляции вызывала нежелательные артефакты движения в сигнале проводимости, изображаемом в виде петли PV с линией тряски (обозначена стрелками). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
| Контроль (n = 10) | HFpEF (n = 10) | Значение p | |
| CO (мкл/мин) | 12436.8 ± 938.4 | 10923.5 ± 1032.7 | 0.2897 |
| SV (мкл) | 23,6 ± 1,85 | 20,5 ± 1,88 | 0.2515 |
| Вед (мкл) | 37,6 ± 3,45 | 34,0 ± 1,32 | 0.4242 |
| Пес (мм рт. ст.) | 95.2 ± 3.56 | 109,3 ± 1,74 | 0.00032* |
| Пед (мм рт. ст.) | 6,16 ± 1,53 | 6,95 ± 1,22 | 0.6889 |
| ЧСС (уд/мин) | 532,4 ± 20,8 | 534,0 ± 13,9 | 0.9505 |
| ЭФ (%) | 66,5 ± 2,95 | 63,68 ± 2,37 | 0.4718 |
| Эа (мм рт.ст./мкл) | 4,02 ± 0,30 | 5,90 ± 0,72 | 0.03224* |
| dP/dt max (мм рт.ст./с) | 10812.1 ± 1042.9 | 9481.1 ± 262.02 | 0.2444 |
| dP/dt мин. (мм рт.ст./с) | -9540,7 ± 748,9 | -9003,9 ± 320,0 | 0.5177 |
| Тау (мс) | 7,30 ± 0,50 | 8,02 ± 0,39 | 0.268 |
| ESPVR (мм рт.ст./мкл) | 3,41 ± 0,51 | 4,69 ± 0,41 | 0.09147 |
| EDPVR (мм рт.ст./мкл) | 0,096 ± 0,0061 | 0,103 ± 0,013 | 0.6103 |
Таблица 1: Исходные показатели сердечной деятельности у мышей контрольной группы и мышей с СНпФВ. Данные отображаются в виде среднего значения ± стандартной ошибки; *p < 0,05 по сравнению с контролем по t-критерию.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Представлена методика оценки зависимости давления от объема с применением чреспищеводной кардиостимуляции. Непереносимость физической нагрузки является одной из ключевых характеристик СНпФВ, однако не существует методов оценки сердечной функции у мышей во время физической нагрузки. Наш протокол кардиостимуляции предлагает ценный инструмент для выявления диастолической дисфункции, которая может быть незаметна в состоянии покоя.
Для достижения точного и стабильного качества фотоэлектрической петли необходимо тщательно выполнить следующие шаги 3,4,5,7,8,11,12,13,14: (1) животные должны быть тщательно обезболины, и постоянная температура тела должна поддерживаться с помощью грелки; (2) животные должны быть интубированы надлежащим образом, а вентиляция должна эффективно контролироваться; (3) должно быть обеспечено надлежащее размещение внутривенного доступа; (4) катетер проводимости должен быть правильно расположен внутри LV; (5) чреспищеводный катетер должен быть размещен разумно, и должна быть обеспечена соответствующая стимуляция; 6) система сбора данных должна быть подключена с осторожностью, а значения усиления и смещения должны быть соответствующим образом отрегулированы; (7) сигналы проводимости должны быть откалиброваны с использованием гипертонического физиологического раствора; (8) необходимо проверить правильность измерения аортального потока с помощью датчика потока; (9) Самочувствие животных должно постоянно контролироваться на протяжении всей процедуры, чтобы свести к минимуму любые артефакты, вызванные стрессом или движением.
Оптимизация дозы анестезии имеет решающее значение для получения воспроизводимой и высококачественной фотоэлектрической петли у мышей. Обычно вводят дозу 800 мг/кг уретана и 5-10 мг/кг этомидата. Однако в случаях патологической сердечной недостаточности целесообразно вводить меньшую дозу анестетика. Во время процедуры важно поддерживать теплую температуру тела 37-38 °C, аккуратно положив обезболиваемое животное на грелку. Это особенно важно для мышей, потому что падение температуры тела может вызвать значительное снижение ЧСС. Кроме того, адекватное воздействие на сердце имеет решающее значение для получения четкого обзора и облегчения процедуры. В некоторых случаях перерезание 12-11 ребер может быть полезным для обнажения сердца.
Процесс интубации следует проводить осторожно, чтобы избежать повреждения сонных артерий и блуждающих нервов вблизи трахеи. Настройка аппарата искусственной вентиляции легких должна быть отрегулирована в зависимости от массы тела животного по формулам, предусмотренным3:
Дыхательный объем (Vt, мл) = 6,2 × Вт1,01 (W = масса тела, кг)
Частота дыхания (ОР, мин−1) = 53,5 × Вт−0,26
Например, Vt = 149,4 мкл, RR = 140/мин у мыши весом 25 г.
Перед кануляцией венозный катетер (с иглой 30 G) должен быть полностью заправлен 10% альбумином и введен в вену под небольшим углом, чтобы предотвратить разрыв хрупких стенок вены. Правильное расположение катетера проводимости в левом желудочке (ЛЖ) имеет первостепенное значение для получения точных результатов. Катетер должен быть выровнен по продольной оси ЛЖ, при этом все электроды должны располагаться между выходным трактом ЛЖ и апикальной границей эндокарда. Стабильная петля PV без насечек должна быть получена на протяжении всей процедуры, в том числе во время внутривенной окклюзии, гипертонической калибровки физиологического раствора и чреспищеводной стимуляции. При калибровке физиологического раствора давление ЛЖ должно быть стабильным во время гипертонической инъекции физиологического раствора, а также используются биения во время начальной фазы промывки сигналов нарастающего объема (рис. 5). Нужно быть осторожным и не вводить гипертонический физиологический раствор в объеме выше 20 мкл, потому что гипертонический физиологический раствор может легко угнетать функцию сердца из-за перегрузки объемом. Необходимо убедиться, что катетер для стимуляции, вводимый через пищевод, находится в правильном положении с помощью захвата предсердий (рис. 6), и амплитуда стимула должна быть соответствующим образом отрегулирована (обычно 3 мА, с длительностью импульса 1 мс). Более сильная стимуляция воздействует на катетер проводимости и вызывает дрожащую петлю PV (рис. 7).
Для точного расчета абсолютного объема необходимо использовать два типа калибровки: калибровку физиологического раствора и калибровку аортального потока. Метод катетера проводимости требует оценки смещения параллельной проводимости (Vp) для учета проводимости, измеренной не только из бассейна крови в полости желудочка, но и из окружающих структур. Эта оценка может быть проведена путем введения гипертонической болюсной инфузии физиологического раствора. Калибровка аортального кровотока позволяет напрямую измерять аортальный поток, что, в свою очередь, позволяет определить абсолютный ударный объем. Однако следует отметить, что эта калибровка обеспечивает только абсолютный ударный объем, а не абсолютный объем желудочков. Для получения абсолютного объема желудочков необходимо выполнить калибровку физиологического раствора и калибровку аорты.
У этого метода есть некоторые ограничения. Во-первых, при введении катетера проводимости был использован трансапикальный подход. Чтобы получить доступ к верхушке ЛЖ, перикард необходимо удалить. Это может повлиять на диастолические показатели, особенно детские. Во-вторых, некоторое количество крови может быть потеряно в течение длительного времени процедуры, что также может повлиять на функциональные параметры сердца, но этих проблем можно избежать, если стать более опытным в процедурах. Стоит отметить, что модель HFpEF, используемая в этом протоколе, не полностью воспроизводит HFpEF человека, которая представляет собой синдром с несколькими фенотипами в зависимости от сопутствующих заболеваний, таких как ожирение, сахарный диабет, гипертония, фибрилляция предсердий или полиорганная недостаточность. Не существует доступной модели мышей, которая имитировала бы все эти сопутствующие заболевания. Однако модель мышей с двойным попаданием СНпФВ наиболее актуальна для СНпФВ человека с метаболическими сопутствующими заболеваниями10. Генетический фон мышей может влиять на диастолическую функцию. Несмотря на то, что мыши C57BL/6J демонстрируют дифференциальную реакцию на сердечно-сосудистый стресс и потенциально более мягкий фенотип заболевания по сравнению с мышами C57BL/6N, этот протокол выявил диастолические нарушения в модели с двумя ударами дажена фоне C57BL/6J, что может быть затруднительно при использовании других методов, обычно используемых на мышах.
Целью данной статьи является предоставление рекомендаций по эффективному выполнению процедур петли PV, связанных с кардиостимуляцией, что может быть полезно для оценки сердечной функции, связанной с ЧСС, и продвижения исследований сердечной недостаточности.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Нет конкурирующих финансовых интересов.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана исследовательскими грантами Фонда медицинских технологий Фукуда (E.T. и G.N.) и JSPS KAKENHI Scientific Research Grant-in-Aid 21K08047 (E.T.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-0 silk suture, sterlie | Alfresa Pharma Corporation, Osaka, Japan | 62-9965-57 | Surgical Supplies |
| 2-Fr tetrapolar electrode catheter | Fukuda Denshi, Japan and UNIQUE MEDICAL, Japan | custom-made | Surgical Supplies |
| Albumin Bovine Serum | Nacalai Tesque, Inc., Kyoto, Japan | 01859-47 | Miscellaneous |
| C57/BI6J mouse | Jackson Laboratory | animals | |
| Conductance catheter | Millar Instruments, Houston, TX | PVR 1035 | |
| Electrical cautery, Electrocautery Knife Kit | ellman-Japan,Osaka, Japan | 1-1861-21 | Surgical Supplies |
| Etomidate | Tokyo Chemical Industory Co., Ltd., Tokyo Japan | E0897 | Anesthetic |
| Grass Instrument S44G Square Pulse Stimulator | Astro-Med, West Warwick, RI | Pacing equipment | |
| Isoflurane | Viatris Inc., Tokyo, Japan | 8803998 | Anesthetic |
| Ivabradine | Tokyo Chemical Industory Co., Ltd., Tokyo Japan | I0847 | Miscellaneous |
| LabChart software | ADInstruments, Sydney, Australia | LabChart 7 | Hemodynamic equipment |
| MPVS Ultra | Millar Instruments, Houston, TX | PL3516B49 | Hemodynamic equipment |
| Pancronium bromide | Sigma Aldrich Co., St. Louis, MO | 15500-66-0 | Anesthetic |
| PE10 polyethylene tube | Bio Research Center Co. Ltd., Tokyo, Japan | 62101010 | Surgical Supplies |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments, Sydney, Australia | PL3508/P | Hemodynamic equipment |
| PVR 1035 | Millar Instruments, Houston, TX | 842-0002 | Hemodynamic equipment |
| Urethane (Ethyl Carbamate) | Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Japan | 050-05821 | Anesthetic |
| Vascular Flow Probe | Transonic, Ithaca, NY | MA1PRB | Surgical Supplies |
References
- Backhaus, S. J. Exercise stress real-time cardiac magnetic resonance imaging for noninvasive characterization of heart failure with preserved ejection fraction. Circulation. 143 (15), 1484-1498 (2021).
- Borlaug, B. A., Nishimura, R. A., Sorajja, P., Lam, C. S. P., Redfield, M. M. Exercise hemodynamics enhance diagnosis of early heart failure with preserved ejection fraction. Circulation. Heart Failure. 3 (5), 588-595 (2010).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., David, A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Cingolani, O. H., Kass, D. A. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 301 (6), 2198-2206 (2011).
- Numata, G., et al. A pacing-controlled protocol for frequency-diastolic relations distinguishes diastolic dysfunction specific to a mouse HFpEF model. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 323 (3), H523-H527 (2022).
- Piña, I. L., et al.
- Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Minimal force-frequency modulation of inotropy and relaxation of in situ murine heart. Journal of Physiology. 534 (2), 535-545 (2001).
- Takimoto, E., et al. Frequency- and afterload-dependent cardiac modulation in vivo by troponin I with constitutively active protein kinase A phosphorylation sites. Circulation Research. 94 (4), 496-504 (2004).
- Meyer, M., Lewinter, M. M. Heart rate and heart failure with preserved ejection fraction: Time to slow β-blocker use? Circulation. Heart Failure. 12 (8), 006213 (2019).
- Schiattarella, G. G., et al. Nitrosative stress drives heart failure with preserved ejection fraction. Nature. 568 (7752), 351-356 (2019).
- Abraham, D., Mao, L. Cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).
- Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac catheterization in mice to measure the pressure volume relationship: Investigating the Bowditch effect. Journal of Visualized Experiments. (100), e52618 (2015).
- Townsend, D. W. Measuring pressure volume loops in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), H47 (2000).
