Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Эффективные методы кормления и культивирования ex situ выводкового склерактиниевого коралла, Pocillopora acuta

Published: June 23, 2023 doi: 10.3791/65395
Automatic Translation
1, 1, 2, 1, 1,2
1Department of Planning and Research, National Museum of Marine Biology & Aquarium, 2Department of Marine Biotechnology and Resources, National Sun Yat-sen University

Summary

Изменение климата влияет на экосистемы коралловых рифов во всем мире. Кораллы, полученные из систем аквакультуры ex situ, могут помочь в восстановлении и исследованиях. В этой статье описаны методы кормления и культивирования кораллов, которые могут быть использованы для содействия долгосрочному поддержанию выводковых склерактиниевых кораллов ex situ .

Abstract

Изменение климата влияет на выживание, рост и пополнение кораллов во всем мире, при этом в течение следующих нескольких десятилетий в рифовых экосистемах ожидаются крупномасштабные изменения в численности и составе сообществ. Признание этой деградации рифов послужило толчком к проведению ряда новых активных мероприятий, основанных на исследованиях и восстановлении. Аквакультура ex situ может играть вспомогательную роль путем создания надежных протоколов культивирования кораллов (например, для улучшения здоровья и воспроизводства в долгосрочных экспериментах) и путем обеспечения постоянного запаса маточного стада (например, для использования в проектах по восстановлению). Здесь описаны простые методы кормления и культивирования ex situ выводковых склерактиниевых кораллов на примере распространенного и хорошо изученного коралла Pocillopora acuta. Чтобы продемонстрировать этот подход, колонии кораллов подвергались воздействию различных температур (24 °C против 28 °C) и кормления (кормление и некормление), а также сравнивались репродуктивная продуктивность и сроки, а также возможность кормления кораллов науплиями артемий при обеих температурах. Репродуктивная производительность показала высокую вариабельность между колониями, при этом различные тенденции наблюдались между температурными обработками; При 24 °C откормленные колонии производили больше личинок, чем некормленные колонии, но в колониях, культивируемых при 28 °С, наблюдалось обратное. Все колонии размножались до полнолуния, и различия в сроках размножения были обнаружены только между некормленными колониями при 28 °C и накормленными колониями при 24 °C (средний лунный день размножения ± стандартное отклонение: 6,5 ± 2,5 и 11,1 ± 2,6 соответственно). Колонии кораллов эффективно питались науплиями артемий при обеих температурах обработки. Эти предлагаемые методы кормления и культивирования направлены на снижение стресса кораллов и содействие репродуктивному долголетию экономически эффективным и настраиваемым способом, с универсальной применимостью как в проточных, так и в оборотных системах аквакультуры.

Introduction

Многие экосистемы коралловых рифов во всем мире утрачиваются и деградируют в результате высокотемпературного стресса, вызванного изменением климата 1,2. Обесцвечивание кораллов (т.е. разрушение симбиоза кораллов и водорослей3) считалось относительно редким явлением впрошлом4, но в настоящее время происходит все чаще5, а ежегодное обесцвечивание, как ожидается, произойдет во многих регионах к середине-концу века 6,7. Такое сокращение промежуточного периода между обесцвечиванием может ограничивать способность рифов к устойчивости8. Прямое воздействие высокотемпературного стресса на колонии кораллов (например, повреждение тканей9; истощение энергии10) неразрывно связано с косвенными воздействиями на уровне рифов, из которых особую озабоченность вызывает снижение репродуктивной способности и способности к пополнению популяции11. Это послужило толчком к проведению целого ряда прикладных исследований, изучающих, например, активное увеличение рекрутинга in situ (например, засев рифов12), новые технологии для расширения масштабов восстановления кораллов13 и моделирование репродуктивных сигналов для стимуляции размножения в системах ex situ 14. В дополнение к этим активным мероприятиям недавнее признание преимуществ гетеротрофного питания кораллов в условиях высокотемпературного стресса15 и изучение роли, которую обеспечение пищей может играть в воспроизводстве16.

Известно, что гетеротрофное питание влияет на продуктивность кораллов17 и конкретно связано с усилением роста кораллов18,19, а также с термическим сопротивлением и устойчивостью20,21. Тем не менее, преимущества гетеротрофии не являются повсеместными среди видов кораллов22 и могут различаться в зависимости от типа потребляемой пищи23, а также уровня воздействия света24. В контексте размножения кораллов гетеротрофное питание показало различные результаты, при этом сообщалось о наблюдениях более высокой и более низкой репродуктивной способности25, а также более низкой26 после гетеротрофного питания. Влияние гетеротрофного питания на размножение кораллов в диапазоне температур оценивается редко, однако у кораллов умеренного пояса Cladocora caespitosa было обнаружено, что гетеротрофия более важна для размножения в более низких температурных условиях27. Вероятно, потребуется более глубокое понимание роли температуры и питания в репродуктивной продуктивности, чтобы определить, обладают ли конкретные рифы (например, рифы, связанные с высокой доступностью пищи) более высокой способностью к пополнению популяции в условиях изменения климата.

Как и в случае с репродуктивной продуктивностью, влияние температуры и питания на сроки размножения кораллов остается относительно малоизученным, несмотря на то, что синхронизация размножения с абиотическими/биотическими условиями является важным фактором для успешного пополнения популяции в условиях потепления океана29. Было показано, что более высокие температуры приводят к более раннему размножению в исследованиях теплового кондиционирования кораллов, проведенных в лаборатории30, и это также наблюдалось у кораллов, собранных с естественных рифов в течение31 сезона. Тем не менее, интересно, что противоположная тенденция недавно наблюдалась у кораллов, культивируемых в течение 1 года в проточной системе ex situ (т.е. размножение происходило в начале лунного цикла при более низких зимних температурах и позже в лунном цикле при более теплых летних температурах)32. Этот контрастный результат говорит о том, что репродуктивные сроки могут отклоняться от типичных закономерностей в условиях, связанных с обильными энергетическими ресурсами.

Длительные контролируемые эксперименты при различных температурных сценариях могут способствовать лучшему пониманию влияния гетеротрофии на размножение склерактиниевых кораллов. Однако поддержание воспроизводящихся колоний кораллов в условиях ex situ в течение нескольких репродуктивных циклов может быть сложной задачей (см. предыдущее исследование32,33). В данной работе описаны простые и эффективные методы активного кормления (источник пищи: науплии артемий) и длительного культивирования выводкового коралла (Pocillopora acuta) в проточной системе аквакультуры; Тем не менее, следует отметить, что все описанные методы могут быть использованы и в системах рециркуляционной аквакультуры. Чтобы продемонстрировать эти методы, было проведено предварительное сравнение репродуктивной продуктивности и сроков содержания коралловых колоний при температуре 24 °C и 28 °C при «кормлении» и «некормлении». Эти температуры были выбраны для приближения температуры морской воды зимой и летом, соответственно, на юге Тайваня30,34; Более высокая температура была выбрана не потому, что основной целью этого эксперимента было продвижение долгосрочного культивирования ex situ, а не тестирование реакции кораллов на термический стресс. Кроме того, плотность науплиусов артемий до и после сеансов кормления была количественно определена для сравнения возможности гетеротрофного кормления при обеих температурных обработках.

В частности, 24 колонии P. acuta (среднее суммарное линейное удлинение ± стандартное отклонение: 21,3 см ± 2,8 см) были получены из проточных резервуаров в исследовательских центрах Национального музея морской биологии и аквариума на юге Тайваня. Pocillopora acuta - распространенный вид кораллов, обладающий как широковещательной нерестовой, так и типично насиживающей репродуктивной стратегией35,36. Родительские колонии этих кораллов были первоначально собраны с рифа Аутлет (21,931° в. д., 120,745° с. ш.) примерно за 2 года до этого для другого эксперимента32. Следовательно, колонии кораллов, использованные в настоящем эксперименте, выращивались в течение всей своей жизни в условиях культивирования ex situ; В частности, колонии подвергались воздействию температуры окружающей среды и цикла 12 ч:12 ч свет: темнота при 250 мкмоль квантов м−2·с−1 и кормили науплиями артемий два раза в неделю. Мы признаем, что эта долгосрочная культура ex situ могла повлиять на то, как колонии реагировали на условия лечения в этом эксперименте. Поэтому мы хотели бы подчеркнуть, что основная цель здесь – проиллюстрировать, как описанные методы могут быть эффективно использованы для культивирования кораллов ex situ, демонстрируя прикладной пример, в котором оценивалось влияние температуры и питания на размножение кораллов.

Колонии кораллов были равномерно распределены по шести проточным резервуарам для культивирования (внутренняя длина резервуара x ширина x высота: 175 см x 62 см x 72 см; режим освещения резервуара: цикл 12 ч:12 ч свет:темнота при 250 мкмоль квантов м−2·с−1) (рис. 1A). Температура в трех резервуарах была установлена на уровне 28 °C, а в трех других — на уровне 24 °C; В каждом резервуаре имелся регистратор, который регистрировал температуру каждые 10 минут (см. Таблицу материалов). Температура в каждом резервуаре регулировалась независимо друг от друга с помощью чиллеров и нагревателей, а циркуляция воды поддерживалась с помощью проточных двигателей (см. Таблицу материалов). Половину колоний в каждом аквариуме (n = 2 колонии/аквариум) кормили науплиями артемий два раза в неделю, в то время как остальные колонии не кормили. Каждый сеанс кормления длился 4 часа и проводился в двух независимых резервуарах для кормления с определенной температурой. Во время кормления все колонии были перемещены в резервуары для кормления, включая некормленные колонии, чтобы стандартизировать потенциальный стрессовый эффект от перемещения колоний между резервуарами. Колонии, находящиеся на корме и без кормления, были размещены в отдельном отсеке с помощью сетчатой рамы внутри резервуаров для кормления, зависящих от температуры, таким образом, чтобы корм получали только те колонии, которые находились в условиях кормления. Репродуктивную продуктивность и время размножения кораллов оценивали для каждой колонии ежедневно в 09:00 утра путем подсчета количества личинок, которые были выпущены в контейнеры для сбора личинок за ночь.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Подвешивание колоний коралловв резервуарах для аквакультуры ex situ

  1. Расположите зубчатую планку (длина x ширина x высота: 75 см x 1 см x 3 см), далее именуемую «подвесной планкой», поперек резервуара для культивирования, чтобы подготовиться к подвешиванию колоний кораллов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Штанга для подвешивания, используемая в этом эксперименте, была изготовлена на заказ, но простой трубы из ПВХ с выступающими винтами (т.е. выступающими в качестве насечек) было бы достаточно, если бы она могла быть устойчиво расположена в верхней части аквариума с культурой и достаточно прочна, чтобы удерживать кораллы.
  2. Отмерьте кусок лески (см. Таблицу материалов) до ~1,5 м в длину, а затем сложите его пополам дважды.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Начальная длина лески должна быть выбрана исходя из желаемого конечного положения колонии кораллов в аквариуме с культурой.
  3. Завяжите небольшой верхний узел на конце сложенной лески, который имеет начальные концы лески.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После завязывания узла должны остаться две большие петли внизу и одна маленькая петля вверху.
  4. Поместите коралловую колонию в середину двух больших петель так, чтобы петли располагались вокруг колонии и могли надежно удерживать коралл, когда он подвешен в воде.
  5. Зацепите маленькую верхнюю петлю лески за выемку на перекладине для подвешивания (рисунок 1B).

2. Подкормка кораллов

  1. Изготовление контейнера для кормления
    1. Соорудите прямоугольную раму, используя акриловую трубу (длина х ширина х высота: 25 см х 60 см х 25 см). Сделайте два отдельных отсека в рамке, куда можно поместить кормленные и некормленные кораллы соответственно (рис. 1C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Акриловая труба была использована, потому что она легкая (т.е. в отличие от более тяжелой трубы из ПВХ) и, следовательно, может облегчить перемещение контейнера для кормления внутрь/из резервуаров для культивирования.
    2. Используйте пистолет для горячего клея, чтобы приклеить 100 мкм планктонной сетки к нижней и боковым сторонам рамы.
    3. Просверлите в общей сложности ~10 небольших отверстий (0,5 см в диаметре) в трубах (особенно по бокам и в нижней части рамы), чтобы контейнер для кормления не всплывал при помещении в резервуар для культивирования.
    4. Просверлите отверстия (~0,5 см в диаметре) через планктонную сетку в каждом углу контейнера для кормления.
    5. Поместите трубку длиной 8 см и диаметром 0,5 см в угловые отверстия и с помощью пистолета для горячего клея зафиксируйте ее на месте.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эти части трубки будут соединены с воздушным насосом и пузырьковыми камнями во время кормления (см. шаг 2.3.2 для получения более подробной информации).
  2. Выращивание артемии
    1. Наберите 2 л морской воды из отдельного резервуара для кормления и налейте морскую воду в контейнер для инкубации артемии (Рисунок 1D).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В настоящем эксперименте, используемом для демонстрации протоколов, использовались два независимых резервуара для кормления, специфичных для лечения, что потребовало подготовки двух инкубационных контейнеров для выращивания артемии .
    2. Подключите воздушный насос к трубке, прикрепленной ко дну контейнера для инкубации, примерно за 10 минут до добавления цист артемии .
    3. Во время ожидания с помощью весов отмерьте 8 г цист артемии (см. Таблицу материалов).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для получения средней плотности 35 отдельных науплиусов артемий /мл, как предложено Huang et al.19, используйте соотношение 4 г цист артемии к 1 л морской воды.
    4. Через 10 мин высыпьте 8 г цист артемии в емкость для инкубации.
    5. Инкубируют цисты артемии в течение 48 ч.
  3. Подготовка емкости для кормления
    1. Поместите контейнер для кормления в резервуар для кормления так, чтобы верхняя часть контейнера находилась над поверхностью воды.
    2. Подсоедините внешнюю часть угловой трубки контейнера для кормления к воздушному насосу, который будет подавать воздух к пузырьковым камням для облегчения циркуляции воды во время кормления.
    3. Включите воздушный насос за ~5 мин до начала кормления.
  4. Обогащение и сбор науплиусов артемий
    1. Добавьте 1,5 мл обогащенного рациона (см. таблицу материалов) в инкубационный контейнер за 2 ч до желаемого времени кормления.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Соотношение 0,75 мл обогащенной диеты к 1 л морской воды рекомендовано Huang et al.19.
    2. Через 2 ч перекройте вентиль, подающий воздух в контейнер для вывода.
    3. Накройте контейнер для инкубации картонной коробкой, чтобы исключить попадание окружающего света, и поместите источник света (достаточно фонарика для мобильного телефона) на дно контейнера для инкубации на 5 мин, чтобы привлечь науплии артемий ко дну контейнера и тем самым облегчить отделение живых науплиусов артемий от пустых оболочек.
    4. Через 5 минут снимите коробку и источник света.
    5. Поставьте мерный кувшин объемом 3 л под контейнер для инкубации.
    6. Отсоедините трубку от инкубационного контейнера, чтобы в мерный кувшин стекали науплиусы артемии и раствор морской воды; набрать по 1 л науплиуса артемии и раствор морской воды.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Соберите только половину объема в контейнер для инкубации, чтобы исключить нежелательные пустые скорлупы.
    7. Стоя в непосредственной близости от емкости для кормления, налейте науплии артемий и раствор морской воды через ситечко 100 мкм, чтобы отделить науплии артемий (которые останутся в ситечке) от морской воды.
    8. Дважды промойте науплии артемий , удерживаемые в сетчатом фильтре, водой из резервуара для кормления.
    9. Теперь науплии артемий готовы к использованию.
  5. Кормление коралловых колоний
    1. Выгрузите науплии артемий , поместив ситечко из шага 2.4.8 в емкость для подачи.
    2. Перемешайте воду в емкости вручную, чтобы равномерно распределить науплиусы артемий .
      ПРИМЕЧАНИЕ: После этого этапа соберите образцы для количественной оценки плотности науплиусов артемий перед кормлением (см. шаг 3.1 для получения более подробной информации).
    3. Переместите каждую подвесную планку (с колониями кораллов, все еще свисающими с перекладины) из резервуара для культуры в резервуар для кормления и расположите стержень так, чтобы он надежно опирался на верхнюю часть резервуара для кормления. Продолжительность, в течение которой кораллы находятся на воздухе, должна быть как можно короче.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что колонии не соприкасаются друг с другом и имеют достаточно места для захвата пищи (например, на расстоянии ~5 см друг от друга).
    4. Выключите свет в резервуарах для кормления или накройте резервуар для кормления герметичной крышкой, чтобы избежать световых помех во время кормления.
    5. Дайте колониям спокойно питаться в течение 4 часов.
    6. Через 4 ч соберите пробы для количественного определения плотности науплиусов артемий «после кормления» (более подробную информацию см. в шаге 3.1).
  6. Уборка после кормления
    1. После завершения сеанса кормления удалите колонии кораллов. Выньте подвесные стержни из резервуара для кормления по отдельности и тщательно промойте каждый коралл морской водой из соответствующего резервуара для культивирования, чтобы удалить остатки науплиусов артемий .
      ПРИМЕЧАНИЕ: Промывайте колонии на устойчивой поверхности, а не в подвешенном состоянии, чтобы снизить риск повреждения, которое может произойти, если колонии будут раскачиваться вперед и назад во время промывки. В соответствии с первоначальной пересадкой, продолжительность, в течение которой кораллы находятся на воздухе, должна быть как можно короче.
    2. Поместите подвесные стержни (с подвешенными кораллами) обратно в резервуары для культивирования.
    3. Отсоедините трубки, соединяющие контейнер для кормления с воздушным насосом, и извлеките контейнер для кормления из резервуара для кормления.
    4. Тщательно промойте емкость для кормления пресной водой, чтобы удалить все оставшиеся науплиусы артемий .

3. Количественная оценка плотности науплиусов артемий до и после кормления

  1. Сбор образцов
    1. Отбирайте пробы в двух временных точках: во-первых, когда науплиусы артемий будут выгружены и равномерно распределены в контейнере для кормления (шаг 2.5.2), а затем после завершения сеанса кормления (шаг 2.5.6).
    2. В каждый момент времени используйте три шприца, чтобы набрать 20 мл воды с поверхности, среднего слоя и нижнего слоя емкости для кормления соответственно.
  2. Разбавление образца
    1. Для каждого шприца перелейте 20 мл образца воды в независимый стакан объемом 500 мл.
    2. Добавьте в стакан 180 мл горячей воды (~60 °C) (разбавление 1:10).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Горячая вода используется для иммобилизации науплиусов артемий для повышения точности подсчета.
    3. Добавьте 2 мл пробы воды из стакана в каждую лунку 9-луночного планшета.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Смешайте образец в стакане, чтобы равномерно распределить науплиусы артемий в толще воды, прежде чем брать 2 мл образца.
    4. Подсчитайте количество науплиусов артемий в каждой лунке под стереомикроскопом с 6,5-кратным увеличением (см. таблицу материалов).
  3. Расчет плотности науплиусов артемий
    1. Разделите количество науплиусов артемий в каждой лунке на 2, чтобы получить количество науплиусов артемий на мл. Затем умножьте это число на 10 (чтобы учесть разбавление), чтобы рассчитать плотность науплиусов артемий.
    2. Рассчитайте среднюю плотность науплиусов артемий (т.е. среднюю плотность в 27 лунках до и после кормления), чтобы сравнить плотность науплиусов артемий между кормлением до и после кормления.

4. Сбор личинок кораллов

  1. Изготовление контейнера для сбора личинок (рис. 1E)
    1. Выберите пластиковую бутылку для воды объемом 6 л и полностью отрежьте дно бутылки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это отверстие будет использоваться для перемещения колоний в контейнер для сбора личинок и из него.
    2. Создайте два окна, вырезав прямоугольник ~15 см х 20 см с каждой стороны бутылки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Пластиковая бутылка для воды объемом 6 л подходит для кораллов диаметром ~15 см; Изменяйте размер бутылки в зависимости от размера изучаемых кораллов.
    3. Используйте пистолет для горячего клея, а затем эпоксидную смолу, чтобы приклеить планктонную сетку толщиной 100 мкм к каждому из окон.
    4. Создайте два небольших отверстия (~0,5 см в диаметре) с каждой стороны дна бутылки.
    5. Проденьте веревку через два небольших отверстия и завяжите оба конца, чтобы создать ручку для зацепления контейнера для сбора личинок за перекладину для подвешивания.
    6. Перед первым использованием поместите бутылки в проточный резервуар (без кораллов) не менее чем на 24 часа, чтобы удалить остатки клея.
  2. Подготовка к сбору кораллов
    1. Полностью погрузите контейнер для сбора личинок в резервуар для культивирования.
    2. Поместите колонию в контейнер для сбора личинок, при этом и колония, и контейнер должны быть погружены в воду.
    3. Зацепите ручку контейнера для сбора личинок за штангу для подвешивания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: После подвешивания убедитесь, что верхняя часть контейнера для сбора находится на ~3 см над водой.
    4. Повторяйте шаги 4.2.1-4.2.3 до тех пор, пока все колонии не окажутся в контейнерах для сбора личинок.
  3. Сбор и подсчет личинок кораллов
    1. Подготовьте мерный кувшин объемом 3 л, миску, пипетку объемом 3 мл и пробирки объемом 50 мл.
    2. Отцепите леску от штанги для подвешивания и извлеките одну колонию из контейнера для сбора личинок. Немедленно поместите колонию обратно в культуральный резервуар.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что продолжительность пребывания на воздухе как можно короче.
    3. Положите одну руку на конец крышки контейнера для сбора личинок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Когда контейнер для сбора личинок наполнен водой, он может быть тяжелым. Без надлежащей опоры контейнер может сломаться при извлечении из воды.
    4. Отцепите «ручку» контейнера для сбора личинок от штанги для подвешивания.
    5. Медленно поднимите контейнер для сбора личинок из воды.
    6. Держите контейнер для сбора под углом примерно 45° над резервуаром для культивирования в течение нескольких секунд, чтобы лишняя вода стекала обратно в резервуар через окна контейнера для сбора личинок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не наклоняйте контейнер более чем на 45°, чтобы снизить вероятность высыпания личинок из верхней части контейнера.
    7. Извлеките контейнер для сбора личинок из резервуара и установите его на мерный кувшин.
    8. Прежде чем отвинтить колпачок, одним пальцем приложите умеренное давление к колпачку, а затем отвинтите колпачок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Вода внутри контейнера для сбора может быть быстро выпущена при снятии крышки, если ее предварительно не поддерживать пальцем (т.е. это может привести к потере личинок).
    9. Перелейте немного воды из мерного кувшина в миску.
    10. Вручную подсчитайте количество личинок в чаше, используя пипетку объемом 3 мл, чтобы переместить личинки в пробирку объемом 50 мл.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Имейте в виду, что некоторые личинки могут застрять внутри пипетки. В этом случае наберите в пипетку немного морской воды и осторожно встряхните, запечатав пипетку одним пальцем, чтобы ослабить личинок.
    11. Продолжайте шаги 4.3.9 и 4.3.10 до тех пор, пока не будут подсчитаны все личинки. На этом этапе личинки могут быть использованы в последующих экспериментах.
    12. Повторите шаги 4.3.2-4.3.10 для всех остальных колоний кораллов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мерный кувшин и чаша следует промывать между колониями.
    13. После окончания подсчета тщательно промойте каждую емкость для сбора пресной водой, особенно окна.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Описанные протоколы позволили (1) сравнить репродуктивную продуктивность и сроки отдельных колоний кораллов при различных кормлениях и температурных обработках и (2) оценить возможность питания науплиусов артемий при различных температурах. В данной работе дается краткий обзор полученных результатов, но следует проявлять осторожность в отношении широкой интерпретации сообщений о влиянии температуры и питания на размножение кораллов из-за краткосрочного характера этого эксперимента (т.е. только один репродуктивный цикл) и использования колоний кораллов, акклиматизированных к условиям ex situ .

Каждая колония размножалась в течение периода мониторинга (лунный сентябрь 2022 года), и общий месячный репродуктивный выход показал высокую вариабельность между колониями. Общее количество личинок, выпущенных колониями, варьировало от 6 до 319, за исключением одной колонии (при нескармленной обработке 24 °C), которая произвела 528 личинок; Данные по всем колониям показаны на рисунке 2, но высокопродуктивная колония-выброс не была включена в анализ данных. На репродуктивную продуктивность влияли температура (обобщенная линейная модель смешанных эффектов; z = 5,35, p < 0,001) и кормление (z = 3,01, p < 0,003), при этом было обнаружено значимое взаимодействие между температурой и кормлением (z = 12,22 , p < 0,001). Колонии, культивируемые при 28 °C, выделяли больше личинок при отсутствии корма (среднее ± стандартное отклонение; 151 ± 82), чем при кормлении (131 ± 133) (обобщенная линейная модель смешанных эффектов, post hoc contrast; z = 3,01, p = 0,014), но противоположная тенденция была обнаружена в колониях, культивируемых при 24 °C, в результате чего откормленные колонии (80 ± 78) произвели больше личинок, чем некормимые колонии (12 ± 6) (z = 11,91, стр. < 0,001).

Размножение во всех колониях происходило до полнолуния (15-й лунный день) (рис. 3). Средние лунные сутки (MLD) высвобождения личинок (взвешенные по репродуктивной продуктивности) варьировались от 6,5 лунных суток до 11,1 лунных суток, при этом значимая разница между обработками была обнаружена только между колониями «некормленными 28 °C», которые размножались ранее в лунном цикле, и колониями «питаемыми 24 °C», которые размножались позже в лунном цикле (линейная модель смешанных эффектов, post hoc contrast, t = 4,10, p = 0,006).

За месяц, предшествовавший официальному мониторингу воспроизводства (лунный август 2022 г.), плотность науплиусов артемий оценивалась до и после кормления; В этом эксперименте это повторялось в трех временных точках: в начале культивирования кораллов (T0) и через 2 недели и 4 недели в условиях обработки кораллов (рис. 4). Первоначальная оценка при T0 не показала различий между плотностью науплиусов артемий до и после кормления при обеих температурных обработках. Через 2 недели и 4 недели культивирования плотность науплиусов артемий была ниже после кормления при обеих температурных обработках (неделя 2: двусторонняя ANOVA, F 1,104 = 128,45, p < 0,001; неделя 4: двусторонняя ANOVA, F 1,104 = 294,71, p < 0,001). Не было никакой разницы в плотности перед кормлением между температурными обработками (p > 0,05) или плотностью после кормления между температурными обработками (p > 0,05) ни в одном из трех оцениваемых временных точек.

Все анализы проводились в R с использованием пакетов lme437, lmerTest 38, emmeans39, car 40 и Hmisc41. Данные и скрипт R, используемые для анализа, находятся в открытом доступе на GitHub (https://github.com/CJ-McRae/Lam-et-al_JoVE-submission).

Figure 1
Рисунок 1: Схема экспериментального дизайна и репрезентативных материалов для кормления и культивирования ex situ выводящегося склерактиниевого коралла. (A) Колонии Pocillopora acuta культивировались в проточных резервуарах для аквакультуры при температуре 24 °C или 28 °C в условиях кормления и некормления; Черные круги обозначают колонии. (Б) Колонии были подвешены лесками, чтобы уменьшить стресс при обращении и способствовать эффективному перемещению между резервуарами для культуры и кормления. (C) Во время кормления все колонии были перемещены в сетчатую раму внутри резервуаров для кормления, зависящих от температуры. Откормленные колонии располагались в одном отсеке рамы, а непитаемые колонии располагались в другом отсеке рамы; Продовольствием обеспечивались только откормленные колонии. (D) Обогащенные науплии артемий давались колониям на откорме два раза в неделю. (E) Колонии были помещены в контейнеры для сбора личинок на ночь, чтобы количественно оценить репродуктивную продукцию ежедневно в течение одного лунного цикла. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Репродуктивная продуктивность колоний Pocillopora acuta при различных температурах (24 °C против 28 °C) и кормлении (откормленные и некормленные). Эти буквы свидетельствуют о существенных различиях в репродуктивной продуктивности при разных методах лечения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Сроки размножения колоний Pocillopora acuta при различных температурах (24 °C против 28 °C) и кормления (кормление и отсутствие кормления). Вертикальная пунктирная линия показывает средние лунные сутки (MLD) размножения для каждого лечения. Цветовые тона в пределах каждого столбца графиков (A-D), специфичных для обработки, указывают на вклад отдельных колоний в суточное общее воспроизводство. Эти письма свидетельствуют о существенных различиях в сроках репродуктивной функции при проведении лечения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Плотность науплиусов артемий до и после кормления кораллов при температурных обработках 24 °C и 28 °C. Плотность кормления до кормления была рассчитана до кормления кораллов, а плотность после кормления была рассчитана после завершения 4-часового сеанса кормления кораллов. Плотность науплиусов артемий оценивали в начале культивирования кораллов (Т0), а затем через 2 недели и 4 недели в условиях обработки в проточной системе аквакультуры. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Эта предварительная оценка влияния температуры и питания на размножение кораллов выявила различия в репродуктивной продуктивности и сроках между колониями, культивируемыми в различных условиях обработки. Кроме того, было обнаружено, что кормление колоний кораллов науплиями артемий оказалось эффективным как при относительно прохладных (24°С), так и при теплых температурах (28°С). Эти комбинированные результаты подчеркивают применимость этих простых методов для кормления и культивирования воспроизводящихся склерактиниевых кораллов (на примере P. acuta ) в системах аквакультуры ex situ .

Было обнаружено, что в контексте репродуктивной продукции кормление оказывает различное влияние в зависимости от температурной обработки, в которой культивировались колонии, при этом кормление, по-видимому, оказывало положительное влияние на репродуктивную продуктивность только в колониях, содержащихся в условиях обработки 24 °C. Этот результат несколько удивителен, поскольку у других морских организмов ограниченная кормовая обеспеченность при высоких температурах оказала негативное влияние на размножение (например, сокращение нереста у самцов42) и была связана с плохим развитием на ранних стадиях жизни (например, более высокая смертность и снижение роста крабов во время метаморфоза)43). В кораллах специфические оценки интерактивных эффектов питания и температуры были в основном сосредоточены на фотохимических характеристиках водорослей-симбионтов кораллов44,45, и эти интерактивные эффекты редко изучаются в контексте размножения. Необходимы дальнейшие исследования, направленные на всестороннюю оценку эффектов кормления при различных температурах в течение нескольких репродуктивных циклов, основанных на репродуктивной функции. Это, однако, не было целью настоящего эксперимента. Вместо этого этот эксперимент был в первую очередь использован для демонстрации эффективности представленных методов кормления и культивирования. С помощью этих методов можно легко оценить четкие репродуктивные тенденции отдельных колоний, что немаловажно, поскольку межколонные различия в репродуктивной продуктивности не являются редкостью. Например, в многочисленных исследованиях был обнаружен широкий диапазон репродуктивной продукции среди колоний, а также с течением времени для одной и той же отдельной колонии 30,32,46,47. Возможные объяснения высокой вариабельности репродуктивной продукции включают пластичность репродуктивных стратегий и/или сдвиги в расстановке приоритетов в распределении энергии48,49. Методы, позволяющие проводить оценку репродуктивной продуктивности для конкретных колоний, такие как те, которые описаны в этом эксперименте, могут помочь определить экологические/генетические факторы репродуктивной способности, имеющие отношение к нашему пониманию пополнения кораллов (т.е. имеющих отношение к естественной устойчивости рифов) и потенциала маточного стада (т.е. имеющих отношение к выращиванию ex situ, направленному на поддержку восстановления кораллов).

Оценка репродуктивных сроков в этом эксперименте показала, что только колонии, получавшие «нескармленную 28 °С», выпускали личинок значительно раньше, чем колонии, получавшие «24 °С»; Сроки оставались такими же, как и при других методах лечения. Пластичность репродуктивных сроков, обусловленная температурой, наблюдалась у многих видов кораллов, причем при более высоких температурахнаблюдалось более высокое время 50,51,52. Этот сдвиг во времени, вероятно, объясняется ускоренным развитием гамет и эмбрионов при болеевысоких температурах, что в условиях изменения климата может в конечном итоге оказать либо адаптивное, либо разрушительное влияние на размножение и пополнение кораллов54,55,56. Эксперименты, в ходе которых в явном виде изучается возможная взаимосвязь между кормлением и температурой в зависимости от репродуктивного времени, могут обеспечить лучшее понимание последствий сдвигов во времени, а также могут проверить практичность увеличения частоты репродуктивных циклов для повышения качества продукции аквакультуры ex situ.

Для проведения контролируемых экспериментов, изучающих потенциальную взаимосвязь между температурой и питанием при размножении кораллов, необходимы эффективные методы кормления ex situ. В этом эксперименте колонии кораллов кормили в резервуарах для кормления, зависящих от температуры, при температуре 24 °C и 28 °C, и были обнаружены аналогичные закономерности в плотности науплиусов артемий до и после кормления во время температурной обработки (т.е. более низкая плотность науплиусов артемий после кормления по сравнению с предыдущим кормлением). Это свидетельствует о трех важных моментах: (1) температурная обработка, по-видимому, не повлияла на здоровье науплиусов артемий; (2) скорость питания коралловых колоний была примерно одинаковой при обеих температурах; и (3) колонии кораллов потребляли науплии артемий во время кормления при обеих температурах (за исключением временной точки T0, которая может свидетельствовать о стрессе колонии при акклиматизации к условиям эксперимента). Важно отметить, что интерпретация тенденций плотности между температурными обработками и во времени служит только в качестве косвенной оценки. Для того, чтобы сделать окончательные выводы о целесообразности кормления, потребуются тщательные исследования для подтверждения кормления (например, изучение содержимого кишечника57) и физиологии науплиусов артемий (например, экспрессия белка теплового шока58); Оценка такого рода выходила за рамки данного эксперимента. Тем не менее, основываясь на данных эксперимента в сочетании с визуальным подтверждением во время кормления, мы уверены, что колонии кораллов в этом эксперименте активно питались при обеих температурах обработки. Кораллы могут демонстрировать контрастную реакцию на питание при высоких температурах, при этом некоторые виды демонстрируют снижение, а другие -увеличение скорости питания. Таким образом, при определении температуры кормления в будущих экспериментах следует принимать во внимание температурную толерантность, зависящую от вида и местоположения.

Описанные методы кормления и культивирования обеспечивают ряд преимуществ, направленных на улучшение как качества здоровья кораллов, так и продолжительности воспроизводства в аквакультуре ex situ. Основная цель, лежащая в основе описанного подхода, заключалась в минимизации потенциальных источников кораллового стресса. Во-первых, необходимость в прямом обращении с колониями кораллов была устранена за счет использования лески для подвешивания кораллов. Это способствует эффективному перемещению колоний между резервуарами для культивирования и кормления и позволяет легко и быстро регулировать положение колоний (например, укорачивать или удлинять леску для изменения глубины колонии в аквариуме). В отличие от размещения колоний на подставке или на дне аквариума, подвешивание колоний способствует росту во всех измерениях, уменьшает накопление водорослей и создает больше полезного пространства в аквариуме (например, при необходимости несколько кораллов можно подвешивать вертикально на одной леске)59. В дополнение к уменьшению потребности в энергетических компромиссах60, которые могут способствовать долгосрочному размножению32, описанные методы кормления также помогли уменьшить стресс кораллов. Кормление в независимых аквариумах рекомендуется19,61 (в отличие от непосредственно в резервуарах для культивирования), чтобы смягчить воздействие на кораллы потенциально высоких уровней питательных веществ, которые могут быть вредными для здоровья кораллов и привести к обильному росту водорослей62,63,64,65. Кроме того, если возникают проблемы с качеством воды, можно легко поддерживать и менять воду в резервуарах для кормления, не беспокоя колонии кораллов. Контейнеры для сбора личинок также были разработаны с учетом снижения стресса кораллов, благодаря чему воспроизводство колоний может быть достигнуто без прямой обработки или необходимости культивирования в аквариумах с одной колонией. Наличие нескольких колоний в больших культуральных резервуарах может помочь улучшить репродуктивное долголетие (особенно у видов кораллов со смешанными репродуктивными режимами49), которое, как было показано, со временем снижается в системах ex situ 66,67. Кроме того, использование больших пластиковых бутылок в качестве контейнеров для сбора личинок обеспечивает личинкам обильное пространство, что может уменьшить осадку на самом контейнере для сбора; быстрое осаждение может быть проблематичным при использовании небольших контейнеров для сбора (МакРей и Лэм, личные наблюдения). Наконец, в этих методах кормления и культивирования ex situ используются материалы, которые являются экономичными, простыми в изготовлении и могут быть адаптированы в соответствии с потребностями конкретного эксперимента.

Основные ограничения описанных методов кормления и культивирования включают в себя: 1) конечное ограничение на количество колоний, которые могут быть культивированы из-за требований к пространству аквариума, 2) невозможность стандартизировать репродуктивный режим (половой или бесполый) из-за того, что несколько колоний культивируются в одном аквариуме, и 3) использование одного вида из одного рифового участка для проверки эффективности описанных методов. Будущие исследования выиграют от проверки того, как другие виды кораллов ведут себя с использованием этих методов кормления и культивирования, а также изучения использования других типов пищи для наилучшего удовлетворения диетических потребностей конкретных видов.

В заключение следует отметить, что критика других активных вмешательств68,69,70, вероятно, применима и к поощрению культивирования ex situ для воспроизводства кораллов, поскольку ключевые ограничения (например, масштабируемость, генетическое разнообразие) остаются актуальными. Тем не менее, как и в случае с другими активными мероприятиями, культуру кораллов ex situ следует рассматривать не как единичное решение, а скорее как поддерживающий подход, который следует изучать в тандеме со значимыми мерами по смягчению последствий изменения климата. С помощью описанных методов можно уменьшить коралловый стресс для улучшения репродуктивного долголетия склерактиниевого коралла, P. acuta, в системах аквакультуры ex situ, из которых колонии (и их потомство) могут внести свой вклад в исследования и усилия по восстановлению.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не имеют конкурирующих финансовых интересов или иных конфликтов интересов.

Acknowledgments

Данное исследование финансировалось Министерством науки и технологий Тайваня, номера грантов MOST 111-2611-M-291-005 и MOST 111-2811-M-291-001.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Artemia cysts  Supreme plus NA Food source 
Chiller Resun CL650 To cool down water temperature if needed
Conductivity portable meter WTW Cond 3110 To measure salinity
Enrichment diets Omega NA Used in Artemia cultivation
Fishing line Super Nylon monofilament To hang the coral colonies
Flow motors Maxspect GP03 To create water flow
Heater 350 W ISTA NA Heaters used in tanks
HOBO pendant temperature logger Onset Computer UA-002-08 To record water temperature
LED lights Mean Well FTS: HLG-185H-36B NA
Light portable meter LI-COR LI-250A Device used with light sensor to measure light intensity in PAR
Light sensor LI-COR LI-193SA NA
Plankton net 100 µm mesh size Omega NA To collect larvae and artemia 
Primary pump 6000 L/H Mr. Aqua BP6000 To draw water from tanks into chiller
Propeller-type current meter KENEK GR20 Device used with propeller-type detector to measure flow rate
Propeller-type detector KENEK GR3T-2-20N NA
Stereo microscope Zeiss Stemi 2000-C  To count the number of artemia 
Temperature controller 1000 W Rep Park O-RP-SDP-1 To set and maintain water temperature

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019).
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , Springer. Cham, Switzerland. 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510 (2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830 (2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443 (2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -L., Mayfield, A. B., Fan, T. -Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988 (2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644 (2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956 (2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -B., Fan, T. -Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218 (2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976 (2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388 (2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362 (2019).
  36. Yeoh, S. -R., Dai, C. -F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. An R Companion to Applied Regression. Third edition. , SAGE Publications, Inc. Newbury Park, CA. (2019).
  41. Harell, F. E. Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27 (2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -Y., Dai, C. -F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -L., Weis, V. M., Fan, T. -Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906 (2014).
  52. Lin, C. -H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246 (2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200 (2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68 (2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466 (2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631 (2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399 (2020).

Tags

Методы кормления Культивирование ex situ Выводки склерактиниевых кораллов Pocillopora acuta Изменение климата Деградация рифов Протоколы культивирования кораллов Здоровье и воспроизводство Снабжение маточного стада Проекты восстановления Температурные эффекты Кормление Репродуктивный выход
Эффективные методы кормления и культивирования <em>ex situ</em> выводкового склерактиниевого коралла, <em>Pocillopora acuta</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lam, K. W., McRae, C. J., Liu, Z.… More

Lam, K. W., McRae, C. J., Liu, Z. T., Zhang, X. C., Fan, T. Y. Effective Techniques for the Feeding and Ex Situ Culture of a Brooding Scleractinian Coral, Pocillopora acuta. J. Vis. Exp. (196), e65395, doi:10.3791/65395 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter