Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Técnicas efectivas para la alimentación y el cultivo ex situ de un coral escleractiniano incubador, Pocillopora acuta

Published: June 23, 2023 doi: 10.3791/65395
Automatic Translation
1, 1, 2, 1, 1,2
1Department of Planning and Research, National Museum of Marine Biology & Aquarium, 2Department of Marine Biotechnology and Resources, National Sun Yat-sen University

Summary

El cambio climático está afectando a los ecosistemas de arrecifes de coral en todo el mundo. Los corales procedentes de sistemas de acuicultura ex situ pueden ayudar a apoyar los esfuerzos de restauración e investigación. En este trabajo, se describen las técnicas de alimentación y cultivo de corales que se pueden utilizar para promover el mantenimiento a largo plazo de los corales escleractinianos incubados ex situ .

Abstract

El cambio climático está afectando la supervivencia, el crecimiento y el reclutamiento de corales en todo el mundo, y se esperan cambios a gran escala en la abundancia y la composición de la comunidad en los ecosistemas de arrecifes en las próximas décadas. El reconocimiento de esta degradación de los arrecifes ha dado lugar a una serie de nuevas intervenciones activas basadas en la investigación y la restauración. La acuicultura ex situ puede desempeñar un papel de apoyo mediante el establecimiento de protocolos sólidos de cultivo de corales (por ejemplo, para mejorar la salud y la reproducción en experimentos a largo plazo) y mediante la provisión de un suministro constante de reproductores (por ejemplo, para su uso en proyectos de restauración). Aquí, se describen técnicas simples para la alimentación y el cultivo ex situ de corales escleractinianos incubadores utilizando como ejemplo el coral común y bien estudiado, Pocillopora acuta. Para demostrar este enfoque, las colonias de coral fueron expuestas a diferentes temperaturas (24 °C vs. 28 °C) y tratamientos de alimentación (alimentados vs. no alimentados) y se comparó la producción reproductiva y el momento, así como la factibilidad de alimentar a los corales con nauplios de Artemia a ambas temperaturas. La producción reproductiva mostró una alta variación entre las colonias, observándose diferentes tendencias entre los tratamientos de temperatura; a 24 °C, las colonias alimentadas produjeron más larvas que las colonias no alimentadas, pero lo contrario se encontró en las colonias cultivadas a 28 °C. Todas las colonias se reprodujeron antes de la luna llena, y solo se encontraron diferencias en el tiempo reproductivo entre las colonias no alimentadas en el tratamiento de 28 °C y las colonias alimentadas en el tratamiento de 24 °C (día lunar medio de reproducción ± desviación estándar: 6,5 ± 2,5 y 11,1 ± 2,6, respectivamente). Las colonias de coral se alimentaron eficientemente de nauplios de Artemia a ambas temperaturas de tratamiento. Estas técnicas de alimentación y cultivo propuestas se centran en la reducción del estrés de los corales y la promoción de la longevidad reproductiva de una manera rentable y personalizable, con una aplicabilidad versátil tanto en sistemas acuícolas de flujo continuo como de recirculación.

Introduction

Muchos ecosistemas de arrecifes de coral en todo el mundo se están perdiendo y degradando como resultado del estrés de las altas temperaturas provocado por el cambio climático 1,2. El blanqueamiento de los corales (es decir, la ruptura de la simbiosis coral-algas3) se consideraba relativamente raro en los últimos4 años, pero ahora está ocurriendo con mayor frecuencia5, y se espera que el blanqueamiento anual ocurra en muchas regiones a mediados o finales de siglo 6,7. Este acortamiento del período intermedio entre los eventos de blanqueamiento puede limitar la capacidad de resiliencia de los arrecifes8. Los efectos directos del estrés causado por las altas temperaturas en las colonias de coral (por ejemplo, daños en los tejidos9; agotamiento de la energía10) están intrínsecamente vinculados a los efectos indirectos a escala de arrecife, de los cuales la reducción de la capacidad reproductiva o de reclutamiento es motivo de especial preocupación11. Esto ha estimulado una serie de investigaciones aplicadas que exploran, por ejemplo, la mejora activa in situ del reclutamiento (por ejemplo, la siembra de arrecifes12), nuevas tecnologías para ampliar la restauración de corales 13 y la simulación de señales reproductivas para inducir la reproducción en sistemas ex situ 14. Complementariamente a estas intervenciones activas se encuentra el reciente reconocimiento de las ventajas de la alimentación heterótrofa en corales sometidos a estrés por altas temperaturas15 y la exploración del papel que puede desempeñar el suministro de alimentos en la reproducción16.

Se sabe que la alimentación heterótrofa influye en el rendimiento de los corales17 y se ha relacionado específicamente con un mayor crecimiento de los corales18,19, así como con la resistencia térmica y la resiliencia20,21. Sin embargo, los beneficios de la heterótrofia no son omnipresentes entre las especies de coral22 y pueden diferir según el tipo de alimento que se consuma 23, así como el nivel de exposición a la luz24. En el contexto de la reproducción de los corales, la alimentación heterótrofa ha mostrado resultados variables, con observaciones de una mayor capacidad reproductiva25 y una menor26 después de la alimentación heterótrofa. La influencia de la alimentación heterótrofa en la reproducción de los corales en un espectro de temperaturas rara vez se evalúa, sin embargo, en el coral templado Cladocora caespitosa, se encontró que la heterótrofia es más importante para la reproducción en condiciones de temperatura más bajas27. Es probable que se necesite una mejor comprensión del papel de la temperatura y la alimentación en los resultados reproductivos para determinar si arrecifes específicos (por ejemplo, los arrecifes asociados con una alta disponibilidad de alimentos28) poseen una mayor capacidad de reclutamiento bajo el cambio climático.

Al igual que en el caso de la producción reproductiva, el efecto de la temperatura y la alimentación en el tiempo reproductivo de los corales sigue siendo relativamente poco estudiado, a pesar de que la sincronización de la reproducción con las condiciones abióticas/bióticas es una consideración importante para el éxito del reclutamiento en un océano que se calienta29. Se ha demostrado que las temperaturas más cálidas dan lugar a una reproducción más temprana en los estudios de acondicionamiento térmico de los corales realizados en el laboratorio30, y esto también se ha observado en los corales recolectados de los arrecifes naturales a lo largo de las estaciones31. Sin embargo, curiosamente, recientemente se observó la tendencia opuesta en corales alimentados cultivados en el transcurso de 1 año en un sistema de flujo ex situ (es decir, la reproducción ocurrió más temprano en el ciclo lunar a temperaturas invernales más frías y más tarde en el ciclo lunar a temperaturas estivales más cálidas)32. Este resultado contrastante sugiere que el tiempo reproductivo puede desviarse de los patrones típicos en condiciones asociadas con abundantes recursos energéticos.

Los experimentos controlados a largo plazo bajo diferentes escenarios de temperatura podrían contribuir a una mejor comprensión de la influencia de la heterótrofia en la reproducción en corales escleractinianos. Sin embargo, mantener colonias de coral reproductoras en condiciones ex situ durante múltiples ciclos reproductivos puede ser un desafío (pero ver investigaciones previas32,33). En este trabajo se describen técnicas sencillas y efectivas para la alimentación activa (fuente de alimento: nauplios de Artemia) y el cultivo a largo plazo de un coral incubador (Pocillopora acuta) en un sistema acuícola de flujo continuo; Sin embargo, cabe señalar que todas las técnicas descritas también pueden utilizarse en sistemas acuícolas de recirculación. Para demostrar estas técnicas, se realizó una comparación preliminar de la producción reproductiva y el momento de las colonias de coral mantenidas a 24 °C y 28 °C bajo tratamientos "alimentados" y "no alimentados". Estas temperaturas se eligieron para aproximarse a las temperaturas del agua de mar en invierno y verano, respectivamente, en el sur de Taiwán30,34; No se eligió una temperatura más alta porque la promoción del cultivo ex situ a largo plazo, en lugar de probar la respuesta de los corales al estrés térmico, era un objetivo principal de este experimento. Además, se cuantificó la densidad de nauplios de Artemia antes y después de las sesiones de alimentación para comparar la viabilidad de la alimentación heterótrofa en ambos tratamientos de temperatura.

En concreto, se obtuvieron 24 colonias de P. acuta (extensión lineal total media ± desviación estándar: 21,3 cm ± 2,8 cm) a partir de tanques de flujo continuo en las instalaciones de investigación del Museo Nacional de Biología Marina y Acuario, en el sur de Taiwán. Pocillopora acuta es una especie de coral común que posee una estrategia reproductiva de desove al voleo, pero típicamente incubadora35,36. Las colonias progenitoras de estos corales fueron recolectadas originalmente en el arrecife Outlet (21.931°E, 120.745°N) aproximadamente 2 años antes para otro experimento32. En consecuencia, las colonias de coral utilizadas en el presente experimento habían sido criadas durante toda su vida en condiciones de cultivo ex situ; específicamente, las colonias fueron expuestas a temperatura ambiente y a un ciclo de luz: oscuridad de 12 h:12 h a 250 μmol cuantos m−2·s−1 y fueron alimentadas con nauplios de Artemia dos veces por semana. Reconocemos que este cultivo ex situ a largo plazo podría haber afectado la forma en que las colonias respondieron a las condiciones de tratamiento en este experimento. Por lo tanto, nos gustaría enfatizar que el objetivo principal aquí es ilustrar cómo las técnicas descritas se pueden utilizar de manera efectiva para cultivar corales ex situ mediante la demostración de un ejemplo aplicado en el que se evaluaron los efectos de la temperatura y la alimentación en la reproducción de los corales.

Las colonias de coral se distribuyeron uniformemente en seis tanques de cultivo del sistema de flujo continuo (largo interior del tanque x ancho x alto: 175 cm x 62 cm x 72 cm; régimen de luz del tanque: ciclo de luz: luz y oscuridad de 12 h:12 h a 250 μmol quanta m−2·s−1) (Figura 1A). La temperatura en tres de los tanques se fijó en 28 °C, y la temperatura en los otros tres tanques se fijó en 24 °C; cada tanque tenía un registrador que registraba la temperatura cada 10 minutos (ver la Tabla de Materiales). La temperatura se controló de forma independiente en cada tanque mediante enfriadores y calentadores, y la circulación del agua se mantuvo mediante motores de flujo (ver la Tabla de Materiales). La mitad de las colonias de cada tanque (n = 2 colonias/tanque) fueron alimentadas con nauplios de Artemia dos veces por semana, mientras que las otras colonias no fueron alimentadas. Cada sesión de alimentación tuvo una duración de 4 h y se llevó a cabo en dos tanques de alimentación independientes con temperatura específica. Durante la alimentación, todas las colonias se trasladaron a los tanques de alimentación, incluidas las colonias no alimentadas, para estandarizar el efecto de estrés potencial de mover las colonias entre los tanques. Las colonias en los tratamientos alimentados y no alimentados se colocaron en su propio compartimiento utilizando un marco de malla dentro de los tanques de alimentación de temperatura específica para que solo las colonias en la condición de alimentación recibieran alimento. La producción reproductiva y el momento reproductivo de los corales se evaluaron diariamente a las 09:00 a.m. para cada colonia contando el número de larvas que habían sido liberadas en los contenedores de recolección de larvas durante la noche.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Colonias de coral colgantesen tanques de acuicultura ex situ

  1. Coloque una barra con muescas (largo x ancho x alto: 75 cm x 1 cm x 3 cm), en lo sucesivo denominada "barra colgante", a través del tanque de cultivo en preparación para colgar las colonias de coral.
    NOTA: La barra para colgar utilizada en este experimento fue hecha a medida, pero un simple tubo de PVC con tornillos que sobresalgan (es decir, que actúen como muescas) sería suficiente siempre que se pueda colocar de manera estable en la parte superior del tanque de cultivo y sea lo suficientemente fuerte como para sostener los corales.
  2. Mida un trozo de hilo de pescar (consulte la Tabla de materiales) a ~ 1,5 m de longitud y luego dóblelo por la mitad dos veces.
    NOTA: La longitud inicial de la línea de pesca debe elegirse en función de la posición final deseada de la colonia de coral en el tanque de cultivo.
  3. Haz un pequeño nudo simple en el extremo del hilo de pescar doblado que tiene los extremos iniciales del hilo de pescar.
    NOTA: Después de hacer el nudo, debe haber dos bucles grandes en la parte inferior y un bucle pequeño en la parte superior.
  4. Coloque la colonia de coral en el medio de los dos bucles grandes de modo que los bucles se coloquen alrededor de la colonia y puedan sujetar el coral de forma segura cuando se cuelgue en el agua.
  5. Enganche el pequeño lazo superior del hilo de pescar en una muesca en la barra para colgar (Figura 1B).

2. Alimentación de los corales

  1. Fabricación del recipiente de alimentación
    1. Construye un marco rectangular con un tubo acrílico (largo x ancho x alto: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Haga dos compartimentos separados en el marco donde se puedan colocar los corales alimentados y no alimentados, respectivamente (Figura 1C).
      NOTA: Se utilizó un tubo acrílico porque es liviano (es decir, a diferencia del tubo de PVC más pesado) y, por lo tanto, podría facilitar el movimiento del recipiente de alimentación dentro / fuera de los tanques de cultivo.
    2. Utilice una pistola de pegamento caliente para adherir 100 μm de malla de plancton en la parte inferior y los lados del marco.
    3. Taladre un total de ~ 10 agujeros pequeños (0,5 cm de diámetro) en las tuberías (especialmente a lo largo de los lados y la parte inferior del marco) para evitar que el recipiente de alimentación flote cuando se coloque en el tanque de cultivo.
    4. Taladre agujeros (~0,5 cm de diámetro) a través de la malla de plancton en cada esquina del recipiente de alimentación.
    5. Coloque un tubo de 8 cm de longitud y 0,5 cm de diámetro a través de los orificios de las esquinas y use una pistola de pegamento caliente para fijarlo en su posición.
      NOTA: Estos trozos de tubería se conectarán a una bomba de aire y a piedras de burbujas durante la alimentación (consulte el paso 2.3.2 para obtener más detalles).
  2. Cultivo de Artemia
    1. Recoja 2 litros de agua de mar de un tanque de alimentación independiente y vierta el agua de mar en un recipiente de incubación de Artemia (Figura 1D).
      NOTA: En el presente experimento utilizado para demostrar los protocolos, se utilizaron dos tanques de alimentación independientes específicos para el tratamiento, lo que requirió la preparación de dos contenedores de incubación para el cultivo de Artemia .
    2. Conecte una bomba de aire a un tubo conectado al fondo del recipiente de incubación durante aproximadamente 10 minutos antes de agregar quistes de artemia .
    3. Mientras espera, use una balanza para medir 8 g de quistes de Artemia (consulte la Tabla de materiales).
      NOTA: Para obtener una densidad media de 35 nauplios individuales de Artemia /mL, como sugieren Huang et al.19, utilizar una proporción de 4 g de quistes de Artemia por 1 L de agua de mar.
    4. Después de 10 minutos, vierta los 8 g de quistes de Artemia en el recipiente de incubación.
    5. Incubar los quistes de Artemia durante 48 h.
  3. Preparación del tanque de alimentación
    1. Coloque el recipiente de alimentación en el tanque de alimentación de modo que la parte superior del recipiente esté por encima de la superficie del agua.
    2. Conecte la parte exterior del tubo de la esquina del recipiente de alimentación a una bomba de aire, que suministrará aire a las piedras de burbujas para facilitar la circulación del agua durante la alimentación.
    3. Encienda la bomba de aire ~ 5 minutos antes del inicio de la alimentación.
  4. Enriquecimiento y recolección de nauplios de Artemia
    1. Añadir 1,5 ml de dieta de enriquecimiento (ver la Tabla de Materiales) al recipiente de incubación 2 h antes de la hora de alimentación deseada.
      NOTA: Huang et al. recomiendan una proporción de 0,75 mL de dieta de enriquecimiento por 1 L de agua de mar.19.
    2. Después de 2 h, cierre la válvula que suministra aire al contenedor de incubación.
    3. Cubra el contenedor de incubación con una caja de cartón para excluir la luz ambiental y coloque una fuente de luz (una linterna de teléfono celular es suficiente) en la base del contenedor de incubación durante 5 minutos para atraer nauplios de Artemia al fondo del contenedor y así facilitar la separación de los nauplios vivos de Artemia de las conchas vacías.
    4. Después de 5 minutos, retire la caja y la fuente de luz.
    5. Coloque una jarra medidora de 3 L debajo del recipiente de incubación.
    6. Separe el tubo del recipiente de incubación para permitir que los nauplios de Artemia y la solución de agua de mar fluyan hacia la jarra medidora; recoger 1 L de nauplios de Artemia y solución de agua de mar.
      NOTA: Recoja solo la mitad del volumen en el contenedor de sombreado para excluir las cáscaras vacías no deseadas.
    7. Mientras está parado muy cerca del tanque de alimentación, vierta los nauplios de Artemia y la solución de agua de mar a través de un colador de 100 μm para separar los nauplios de Artemia (que permanecerán en el colador) del agua de mar.
    8. Enjuague los nauplios de Artemia que se encuentran dentro del colador dos veces con agua del tanque de alimentación.
    9. Los nauplios de Artemia ya están listos para ser utilizados.
  5. Alimentar a las colonias de coral
    1. Descargue los nauplios de Artemia colocando el colador del paso 2.4.8 en el tanque de alimentación.
    2. Revuelva el agua en el tanque a mano para distribuir uniformemente los nauplios de Artemia .
      NOTA: Recoja muestras para la cuantificación "previa a la alimentación" de la densidad de nauplios de Artemia después de este paso (consulte el paso 3.1 para obtener más detalles).
    3. Mueva cada barra colgante (con las colonias de coral aún colgando de la barra) del tanque de cultivo al tanque de alimentación, y coloque la barra de modo que descanse de forma segura en la parte superior del tanque de alimentación. El tiempo de exposición de los corales al aire debe ser lo más corto posible.
      NOTA: Asegúrese de que las colonias no se toquen entre sí y tengan suficiente espacio para capturar alimentos (por ejemplo, a ~ 5 cm de distancia).
    4. Apague las luces de los tanques de alimentación o use una tapa no hermética para cubrir el tanque de alimentación y evitar perturbaciones ligeras durante la alimentación.
    5. Deje que las colonias se alimenten sin ser molestadas durante 4 h.
    6. Después de 4 h, recoja las muestras para la cuantificación "post-alimentación" de la densidad de nauplios de Artemia (ver paso 3.1 para más detalles).
  6. Limpieza posterior a la alimentación
    1. Una vez finalizada la sesión de alimentación, retire las colonias de coral. Saque las barras colgantes del tanque de alimentación individualmente y enjuague bien cada coral con agua de mar de su respectivo tanque de cultivo para eliminar cualquier nauplio residual de Artemia .
      NOTA: Enjuague las colonias sobre una superficie estable en lugar de mientras están colgadas para reducir el riesgo de daño que podría ocurrir si las colonias se balancearan hacia adelante y hacia atrás durante el enjuague. De acuerdo con la transferencia inicial, mantenga el tiempo durante el cual los corales están expuestos al aire lo más corto posible.
    2. Vuelva a colocar las barras colgantes (con corales colgados) en los tanques de cultivo.
    3. Separe los tubos que conectan el recipiente de alimentación a la bomba de aire y retire el recipiente de alimentación del tanque de alimentación.
    4. Enjuague bien el recipiente de alimentación con agua dulce para eliminar todos los nauplios de Artemia restantes.

3. Cuantificación de la densidad de nauplios de Artemia antes y después de la alimentación

  1. Recogida de las muestras
    1. Recoja las muestras en dos momentos: primero, cuando los nauplios de Artemia se hayan descargado y distribuido uniformemente en el recipiente de alimentación (paso 2.5.2), y nuevamente después de que se haya completado la sesión de alimentación (paso 2.5.6).
    2. Para cada punto de tiempo, use tres jeringas para extraer 20 ml de agua de la superficie, la capa intermedia y la capa inferior del recipiente de alimentación, respectivamente.
  2. Dilución de la muestra
    1. Para cada jeringa, transfiera la muestra de 20 ml de agua a un vaso de precipitados independiente de 500 ml.
    2. Añadir 180 ml de agua caliente (~60 °C) al vaso de precipitados (dilución 1:10).
      NOTA: El agua caliente se utiliza para inmovilizar los nauplios de Artemia para aumentar la precisión de la enumeración.
    3. Agregue 2 ml de la muestra de agua del vaso de precipitados en cada pocillo de una placa de 9 pocillos.
      NOTA: Mezcle la muestra en el vaso de precipitados para distribuir los nauplios de Artemia uniformemente en la columna de agua antes de extraer los 2 ml de muestra.
    4. Cuente el número de nauplios de Artemia en cada pocillo bajo un microscopio estereoscópico usando un aumento de 6.5x (ver la Tabla de Materiales).
  3. Cálculo de la densidad de nauplios de Artemia
    1. Divida el número de nauplios de Artemia en cada pocillo por 2 para obtener el número de nauplios de Artemia por ml. Luego, multiplique ese número por 10 (para tener en cuenta la dilución) para calcular la densidad de nauplios de Artemia.
    2. Calcule la densidad media de los nauplios de Artemia (es decir, la densidad media de las 27 réplicas de pocillos antes y después de la alimentación) para comparar la densidad de nauplios de Artemia entre antes y después de la alimentación.

4. Colección de larvas de coral

  1. Fabricación del recipiente de recolección de larvas (Figura 1E)
    1. Selecciona una botella de agua de plástico de 6 litros y corta la parte inferior de la botella por completo.
      NOTA: Esta abertura se utilizará para transferir las colonias dentro y fuera del contenedor de recolección de larvas.
    2. Crea dos ventanas recortando un rectángulo de ~15 cm x 20 cm de cada lado de la botella.
      NOTA: Una botella de agua de plástico de 6 L es apropiada para corales de ~15 cm de diámetro; Modifique el tamaño de la botella en función del tamaño de los corales que se están estudiando.
    3. Use una pistola de pegamento caliente y luego epoxi para adherir una malla de plancton de 100 μm en cada una de las ventanas.
    4. Crea dos agujeros pequeños (~0,5 cm de diámetro) a cada lado del fondo de la botella.
    5. Pase una cuerda a través de los dos agujeros pequeños y ate ambos extremos para crear un asa para enganchar el recipiente de recolección de larvas en la barra para colgar.
    6. Antes del uso inicial, coloque las botellas en un tanque de flujo continuo (sin corales) durante al menos 24 horas para eliminar cualquier residuo de pegamento.
  2. Preparación para la recolección de corales
    1. Sumerja el recipiente de recolección de larvas completamente en el tanque de cultivo.
    2. Coloque la colonia en el recipiente de recolección de larvas mientras mantiene tanto la colonia como el recipiente sumergidos en agua.
    3. Enganche el asa del recipiente de recolección de larvas en la barra para colgar.
      NOTA: Después de colgar, asegúrese de que la parte superior del recipiente de recolección esté ~ 3 cm por encima del agua.
    4. Repita los pasos 4.2.1-4.2.3 hasta que todas las colonias estén en sus contenedores de recolección de larvas.
  3. Recolección y enumeración de las larvas de coral
    1. Prepare una jarra medidora de 3 litros, un recipiente, una pipeta de 3 ml y tubos de 50 ml.
    2. Desenganche el hilo de pescar de la barra colgante y retire una colonia de su contenedor de recolección de larvas. Vuelva a colocar la colonia en el tanque de cultivo inmediatamente.
      NOTA: Asegúrese de que la duración de la exposición al aire sea lo más corta posible.
    3. Coloque una mano en el extremo de la tapa del recipiente de recolección de larvas.
      NOTA: Cuando el recipiente de recolección de larvas está lleno de agua, puede ser pesado. Sin el soporte adecuado, el recipiente puede romperse cuando se retira del agua.
    4. Desenganche el "asa" del recipiente de recolección de larvas de la barra para colgar.
    5. Levante lentamente el recipiente de recolección de larvas fuera del agua.
    6. Sostenga el recipiente de recolección en un ángulo de aproximadamente 45° por encima del tanque de cultivo durante unos segundos para permitir que el exceso de agua fluya de regreso al tanque a través de las ventanas del contenedor de recolección de larvas.
      NOTA: No incline el recipiente más allá de 45° para mitigar la posibilidad de que las larvas salgan de la parte superior del recipiente.
    7. Retire el recipiente de recolección de larvas del tanque y colóquelo encima de la jarra medidora.
    8. Antes de desenroscar la tapa, use un dedo para aplicar una cantidad moderada de presión contra la tapa y luego desenrosque la tapa.
      NOTA: El agua dentro del recipiente de recolección se puede liberar rápidamente cuando se retira la tapa si no se apoya primero en el dedo (es decir, lo que podría provocar la pérdida de larvas).
    9. Transfiera un poco del agua dentro de la jarra medidora a un tazón.
    10. Cuente manualmente el número de larvas en el recipiente utilizando una pipeta de 3 ml para mover las larvas a un tubo de 50 ml.
      NOTA: Tenga en cuenta que algunas de las larvas pueden atascarse dentro de la pipeta. Si esto sucede, introduzca un poco de agua de mar en la pipeta y agítela suavemente mientras sella la pipeta con un dedo para aflojar las larvas.
    11. Continúe con los pasos 4.3.9 y 4.3.10 hasta que se hayan contado todas las larvas. En esta etapa, las larvas se pueden utilizar en experimentos posteriores.
    12. Repita los pasos 4.3.2 a 4.3.10 para todas las demás colonias de coral.
      NOTA: La jarra medidora y el tazón deben enjuagarse entre colonias.
    13. Una vez finalizado el conteo, enjuague bien cada recipiente de recolección con agua dulce, especialmente las ventanas.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Los protocolos descritos permitieron (1) la comparación de la producción reproductiva y el momento de las colonias de coral individuales entre distintos tratamientos de alimentación y temperatura, y (2) una evaluación de la viabilidad de la alimentación de nauplios de Artemia a diferentes temperaturas. En este documento se ofrece una breve descripción general de los hallazgos, pero se debe tener precaución con respecto a la interpretación amplia de los efectos reportados de la temperatura y la alimentación en la reproducción de los corales debido a la naturaleza a corto plazo de este experimento (es decir, solo un ciclo reproductivo) y el uso de colonias de coral aclimatadas a condiciones ex situ .

Cada colonia se reprodujo en el transcurso de nuestro período de monitoreo (septiembre lunar de 2022), y la producción reproductiva mensual total mostró una alta variación entre las colonias. El número total de larvas liberadas por las colonias varió de 6 a 319, excepto una colonia (en el tratamiento sin alimentación a 24 °C) que produjo 528 larvas; Los datos de todas las colonias se muestran en la Figura 2, pero la colonia atípica de alta producción no se incluyó en el análisis de datos. El rendimiento reproductivo se vio afectado por la temperatura (modelo lineal generalizado de efectos mixtos; z = 5.35, p < 0.001) y la alimentación (z = 3.01, p < 0.003), encontrándose una interacción significativa entre la temperatura y los tratamientos de alimentación (z = 12.22, p < 0.001). Las colonias cultivadas a 28 °C liberaron más larvas cuando no se alimentaron (media ± desviación estándar; 151 ± 82) que cuando se alimentaron (131 ± 133) (modelo lineal generalizado de efectos mixtos, contraste post hoc; z = 3.01, p = 0.014), pero la tendencia opuesta se encontró en las colonias cultivadas a 24 °C, donde las colonias alimentadas (80 ± 78) produjeron más larvas que las colonias no alimentadas (12 ± 6) (z = 11.91, p < 0,001).

La reproducción en todas las colonias ocurrió antes de la luna llena (día lunar 15) (Figura 3). El día lunar medio (DLM) de liberación larvaria (ponderado por la producción reproductiva) osciló entre el día lunar 6,5 y el día lunar 11,1, con una diferencia significativa entre los tratamientos que solo se detectaron entre las colonias "no alimentadas a 28 °C", que se reprodujeron antes en el ciclo lunar, y las colonias "alimentadas a 24 °C", que se reprodujeron más tarde en el ciclo lunar (modelo lineal de efectos mixtos, contraste post hoc, t = 4,10, p = 0,006).

En el mes previo al monitoreo formal de reproducción (agosto lunar 2022), se evaluó la densidad de nauplios de Artemia antes y después de las sesiones de alimentación; esto se repitió en tres momentos: al inicio del cultivo de corales para este experimento (T0) y a las 2 y 4 semanas de cultivo de corales en condiciones de tratamiento (Figura 4). La evaluación inicial en T0 no mostró diferencias entre la densidad pre y post-alimentación de los nauplios de Artemia en ambos tratamientos de temperatura. Después de 2 semanas y 4 semanas de cultivo, la densidad de nauplios de Artemia fue menor después de la alimentación en ambos tratamientos de temperatura (semana 2: ANOVA de dos vías, F 1,104 = 128,45, p < 0,001; semana 4: ANOVA de dos vías, F 1,104 = 294,71, p < 0,001). No hubo diferencia en la densidad previa a la alimentación entre los tratamientos de temperatura (p > 0,05) ni en la densidad posterior a la alimentación entre los tratamientos de temperatura (p > 0,05) en ninguno de los tres puntos temporales evaluados.

Todos los análisis se realizaron en R utilizando los paquetes lme437, lmerTest 38, emmeans39, car 40 y Hmisc41. Los datos y el script de R utilizados para los análisis están disponibles públicamente en GitHub (https://github.com/CJ-McRae/Lam-et-al_JoVE-submission).

Figure 1
Figura 1: Esquema del diseño experimental y materiales representativos para la alimentación y cultivo ex situ de un coral escleractiniano incubador. (A) Las colonias de Pocillopora acuta se cultivaron en tanques acuícolas de flujo continuo a 24 °C o 28 °C en condiciones de alimentación y no alimentación; Los círculos negros representan las colonias. (B) Las colonias fueron colgadas con líneas de pesca para reducir el estrés de manejo y promover un movimiento eficiente entre los tanques de cultivo y alimentación. (C) Durante las sesiones de alimentación, todas las colonias se trasladaron a un marco de malla dentro de tanques de alimentación de temperatura específica. Las colonias alimentadas se colocaron en un compartimento del marco, y las colonias no alimentadas se colocaron en el otro compartimento del marco; Solo las colonias alimentadas recibían alimentos. (D) Se administraron nauplios de Artemia enriquecidos a las colonias en el tratamiento alimentado dos veces por semana. (E) Las colonias se colocaron en contenedores de recolección de larvas durante la noche para cuantificar la producción reproductiva diariamente en el transcurso de un ciclo lunar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Producción reproductiva de colonias de Pocillopora acuta bajo diferentes temperaturas (24 °C vs. 28 °C) y tratamientos de alimentación (alimentados vs. no alimentados). Las letras son representativas de las diferencias significativas en la producción reproductiva entre los tratamientos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Tiempo reproductivo de colonias de Pocillopora acuta bajo diferentes temperaturas (24 °C vs. 28 °C) y tratamientos de alimentación (alimentados vs. no alimentados). La línea discontinua vertical muestra el día lunar medio (DLM) de reproducción para cada tratamiento. Los tonos de color dentro de cada barra de las parcelas específicas del tratamiento (A-D) indican la contribución de las colonias individuales a la reproducción total diaria. Las cartas son representativas de diferencias significativas en el tiempo reproductivo entre los tratamientos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Densidad de nauplios de Artemia antes y después de las sesiones de alimentación de corales dentro de los tratamientos de temperatura de 24 °C y 28 °C. La densidad previa a la alimentación se calculó antes de la alimentación de los corales, y la densidad posterior a la alimentación se calculó después de completar una sesión de alimentación de corales de 4 horas. La densidad de nauplios de Artemia se evaluó al inicio del cultivo de coral (T0) y luego después de 2 semanas y 4 semanas bajo condiciones de tratamiento en un sistema acuícola de flujo continuo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Esta evaluación preliminar del efecto de la temperatura y la alimentación en la reproducción de los corales reveló diferencias en la producción reproductiva y el momento entre las colonias cultivadas en distintas condiciones de tratamiento. Además, se encontró que alimentar con nauplios de Artemia a las colonias de coral parecía ser efectivo a temperaturas relativamente frías (24 ° C) como cálidas (28 ° C). Estos hallazgos combinados ponen de relieve la aplicabilidad de estas sencillas técnicas para la alimentación y el cultivo de corales escleractinianos en reproducción (utilizando P. acuta como ejemplo) en sistemas de acuicultura ex situ .

En el contexto de la producción reproductiva, se encontró que la alimentación tenía una influencia diferente dependiendo del tratamiento de temperatura en el que se cultivaron las colonias, por lo que la alimentación solo pareció tener un efecto positivo en la producción reproductiva en las colonias mantenidas en el tratamiento a 24 °C. Este resultado es algo sorprendente ya que en otros organismos marinos, el suministro limitado de alimento a altas temperaturas ha mostrado un efecto negativo en la reproducción (por ejemplo, la reducción del desove en las castañuelas de la damisela42) y se ha asociado con un desarrollo deficiente en las primeras etapas de la vida (por ejemplo, una mayor mortalidad y un crecimiento reducido en los cangrejos durante la metamorfosis43). En los corales, las evaluaciones específicas de los efectos interactivos de la alimentación y la temperatura se han centrado principalmente en el rendimiento fotoquímico de los simbiontes de algas de los corales44,45, y estos efectos interactivos rara vez se exploran en el contexto de la reproducción. Se necesitan estudios futuros que tengan como objetivo una evaluación exhaustiva de los efectos basados en la reproducción de la alimentación a diferentes temperaturas a lo largo de múltiples ciclos reproductivos. Esto, sin embargo, no era el objetivo del presente experimento. En cambio, este experimento se utilizó principalmente para demostrar la eficacia de las técnicas de alimentación y cultivo presentadas. Mediante el uso de estas técnicas, se pueden evaluar fácilmente las tendencias reproductivas claras de las colonias individuales, lo cual es importante, ya que la variación entre colonias en la producción reproductiva no es infrecuente. Por ejemplo, se ha encontrado una amplia gama de producción reproductiva entre colonias, así como a lo largo del tiempo para la misma colonia individual, en múltiples estudios 30,32,46,47. Las posibles explicaciones de la alta variabilidad en el rendimiento reproductivo incluyen la plasticidad en las estrategias reproductivas y/o los cambios en la priorización de la asignación de energía48,49. Las técnicas que permiten evaluaciones específicas de la producción reproductiva de cada colonia, como las descritas en este experimento, pueden ayudar a identificar los impulsores ambientales/genéticos de la capacidad reproductiva, pertinentes para nuestra comprensión del reclutamiento de corales (es decir, relevantes para la resiliencia natural de los arrecifes) y el potencial de suministro de reproductores (es decir, relevantes para el cultivo ex situ destinado a apoyar la restauración de corales).

La evaluación del tiempo reproductivo en este experimento reveló que sólo las colonias en el tratamiento "sin alimentación a 28 °C" liberaron larvas significativamente antes que las colonias en el tratamiento "alimentado a 24 °C"; El tiempo se mantuvo similar entre los otros tratamientos. Se ha observado plasticidad impulsada por la temperatura en el tiempo reproductivo en múltiples especies de coral, con un tiempo avanzado observado a temperaturas más cálidas50,51,52. Este cambio en el tiempo probablemente se explica por el desarrollo acelerado de los gametos y embriones a temperaturas más cálidas53, que bajo el cambio climático, en última instancia, podría tener una influencia adaptativa o disruptiva en la reproducción y el reclutamiento de corales54,55,56. Los experimentos que examinan explícitamente la posible relación interactiva entre la alimentación y la temperatura en el tiempo reproductivo podrían proporcionar una mejor comprensión de las consecuencias de los cambios de tiempo y también podrían probar la viabilidad de aumentar la frecuencia de los ciclos reproductivos para mejorar la producción acuícola ex situ.

Se requieren técnicas eficaces de alimentación ex situ para llevar a cabo experimentos controlados que exploren la posible relación interactiva entre la temperatura y la alimentación de la reproducción de los corales. En este experimento, las colonias de coral se alimentaron en tanques de alimentación de temperatura específica a 24 °C y 28 °C, y se encontraron patrones similares en la densidad previa y posterior a la alimentación de los nauplios de Artemia a través de los tratamientos de temperatura (es decir, menor densidad de nauplios de Artemia después de la alimentación frente a la prealimentación). Esto es indicativo de tres puntos importantes: (1) el tratamiento con temperatura no pareció afectar la salud de los nauplios de Artemia; (2) las tasas de alimentación de las colonias de coral fueron aproximadamente las mismas a ambas temperaturas; y (3) las colonias de coral consumieron nauplios de Artemia durante las sesiones de alimentación a ambas temperaturas (excepto en el punto temporal T0, que puede ser indicativo de estrés de la colonia al aclimatarse a las condiciones experimentales). Es importante señalar que la interpretación de las tendencias de densidad entre los tratamientos de temperatura y a lo largo del tiempo sirve solo como una evaluación basada en indirectos. Se necesitaría una investigación sólida para confirmar la alimentación (p. ej., examen del contenido intestinal57) y la fisiología de los nauplios de Artemia (p. ej., expresión de la proteína de choque térmico58) para llegar a conclusiones definitivas sobre la viabilidad de la alimentación; Una evaluación de esta naturaleza estaba fuera del alcance de este experimento. Sin embargo, basándonos en los datos del experimento junto con la confirmación visual durante la alimentación, estamos seguros de que las colonias de coral en este experimento se alimentaron activamente bajo ambas temperaturas de tratamiento. Los corales pueden mostrar respuestas contrastantes a la alimentación a altas temperaturas, con algunas especies mostrando una reducción y otras mostrando un aumento en la tasa de alimentación45. Por lo tanto, la tolerancia a la temperatura específica de la especie y el lugar debe tenerse en cuenta al determinar las temperaturas de alimentación en futuros experimentos.

Las técnicas de alimentación y cultivo descritas proporcionan varias ventajas que buscan mejorar tanto la calidad de la salud de los corales como la longevidad de la reproducción en la acuicultura ex situ. El objetivo general que guía este enfoque descrito se basa en minimizar las fuentes potenciales de estrés de los corales. Para empezar, se eliminó la necesidad de manipulación directa de las colonias de coral mediante el uso de líneas de pesca para colgar los corales. Esto facilita el movimiento eficiente de las colonias entre los tanques de cultivo y alimentación y permite ajustes simples y rápidos a la posición de la colonia (por ejemplo, acortar o alargar la línea de pesca para cambiar la profundidad de la colonia en el tanque). A diferencia de las colonias que se colocan en un soporte o en el fondo de un tanque de cultivo, colgar las colonias promueve el crecimiento en todas las dimensiones, reduce la acumulación de algas y crea más espacio utilizable en el tanque (por ejemplo, se pueden suspender varios corales verticalmente en una sola línea de pesca si es necesario)59. Además de reducir la necesidad de compensaciones energéticas60, que pueden ayudar a promover la reproducción a largo plazo32, las técnicas de alimentación descritas también ayudaron a reducir el estrés de los corales. Se recomienda la alimentación en tanques independientes19,61 (en lugar de hacerlo directamente en los tanques de cultivo) para mitigar la exposición de los corales a niveles potencialmente altos de nutrientes, que pueden ser perjudiciales para la salud de los corales y conducir a un crecimiento abundante de algas62,63,64,65. Además, si surgen problemas de calidad del agua, el mantenimiento y el cambio del agua dentro de los tanques de alimentación se pueden hacer fácilmente sin perturbar las colonias de coral. Los contenedores de recolección de larvas también se diseñaron teniendo en cuenta la reducción del estrés de los corales, por lo que la reproducción específica de la colonia podría lograrse sin manipulación directa ni necesidad de cultivo en tanques de una sola colonia. Tener múltiples colonias en grandes tanques de cultivo puede ayudar a mejorar la longevidad reproductiva (especialmente en especies de coral con modos de reproducción mixtos49), que se ha demostrado que disminuye con el tiempo en sistemas ex situ 66,67. Además, el uso de botellas de plástico grandes como contenedores de recolección de larvas proporciona a las larvas abundante espacio, lo que puede reducir el asentamiento en el contenedor de recolección en sí; El asentamiento rápido puede ser problemático cuando se utilizan contenedores de recolección pequeños (McRae y Lam, observaciones personales). Por último, estas técnicas de alimentación y cultivo ex situ utilizan materiales que son rentables, fáciles de fabricar y que pueden personalizarse según las necesidades específicas del experimento.

Las principales limitaciones de las técnicas de alimentación y cultivo descritas incluyen 1) un límite finito en el número de colonias que se pueden cultivar debido a los requisitos de espacio en el tanque, 2) la incapacidad de estandarizar el modo reproductivo (sexual vs. asexual) debido a que se cultivan múltiples colonias dentro del mismo tanque, y 3) el uso de una sola especie de un solo sitio de arrecife para probar la eficacia de las técnicas descritas. La investigación futura se beneficiaría de probar cómo se comportan otras especies de coral utilizando estas técnicas de alimentación y cultivo, así como de explorar el uso de otros tipos de alimentos para satisfacer mejor las necesidades dietéticas específicas de cada especie.

En conclusión, se reconoce que las críticas a otras intervenciones activas68,69,70 probablemente también sean aplicables a la promoción del cultivo ex situ para la reproducción de corales, ya que las limitaciones clave (por ejemplo, escalabilidad, diversidad genética) siguen siendo relevantes. Sin embargo, al igual que otras intervenciones activas, el cultivo de coral ex situ no debe considerarse como una solución singular, sino más bien como un enfoque de apoyo que debe explorarse junto con mitigaciones significativas del cambio climático. Mediante el uso de las técnicas descritas, se puede reducir el estrés de los corales para mejorar la longevidad reproductiva de un coral escleractiniano, P. acuta, en sistemas de acuicultura ex situ, de los cuales las colonias (y sus crías) pueden contribuir a los esfuerzos de investigación y restauración.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Los autores no tienen intereses financieros contrapuestos ni otros conflictos de intereses.

Acknowledgments

Esta investigación fue financiada por el Ministerio de Ciencia y Tecnología de Taiwán, con los números de subvención MOST 111-2611-M-291-005 y MOST 111-2811-M-291-001.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Artemia cysts  Supreme plus NA Food source 
Chiller Resun CL650 To cool down water temperature if needed
Conductivity portable meter WTW Cond 3110 To measure salinity
Enrichment diets Omega NA Used in Artemia cultivation
Fishing line Super Nylon monofilament To hang the coral colonies
Flow motors Maxspect GP03 To create water flow
Heater 350 W ISTA NA Heaters used in tanks
HOBO pendant temperature logger Onset Computer UA-002-08 To record water temperature
LED lights Mean Well FTS: HLG-185H-36B NA
Light portable meter LI-COR LI-250A Device used with light sensor to measure light intensity in PAR
Light sensor LI-COR LI-193SA NA
Plankton net 100 µm mesh size Omega NA To collect larvae and artemia 
Primary pump 6000 L/H Mr. Aqua BP6000 To draw water from tanks into chiller
Propeller-type current meter KENEK GR20 Device used with propeller-type detector to measure flow rate
Propeller-type detector KENEK GR3T-2-20N NA
Stereo microscope Zeiss Stemi 2000-C  To count the number of artemia 
Temperature controller 1000 W Rep Park O-RP-SDP-1 To set and maintain water temperature

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019).
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , Springer. Cham, Switzerland. 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510 (2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830 (2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443 (2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -L., Mayfield, A. B., Fan, T. -Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988 (2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644 (2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956 (2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -B., Fan, T. -Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218 (2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976 (2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388 (2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362 (2019).
  36. Yeoh, S. -R., Dai, C. -F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. An R Companion to Applied Regression. Third edition. , SAGE Publications, Inc. Newbury Park, CA. (2019).
  41. Harell, F. E. Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27 (2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -Y., Dai, C. -F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -L., Weis, V. M., Fan, T. -Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906 (2014).
  52. Lin, C. -H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246 (2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200 (2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68 (2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466 (2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631 (2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399 (2020).

Tags

Técnicas De Alimentación Cultivo Ex Situ Cría De Coral Scleractiniano Pocillopora Acuta Cambio Climático Degradación De Arrecifes Protocolos De Cultivo De Coral Salud Y Reproducción Suministro De Reproductores Proyectos De Restauración Efectos De La Temperatura Tratamientos De Alimentación Producción Reproductiva
Técnicas efectivas para la alimentación y el cultivo <em>ex situ</em> de un coral escleractiniano incubador, <em>Pocillopora acuta</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lam, K. W., McRae, C. J., Liu, Z.… More

Lam, K. W., McRae, C. J., Liu, Z. T., Zhang, X. C., Fan, T. Y. Effective Techniques for the Feeding and Ex Situ Culture of a Brooding Scleractinian Coral, Pocillopora acuta. J. Vis. Exp. (196), e65395, doi:10.3791/65395 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter