Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Effektiva tekniker för utfodring och ex situ-odling av en ruvande Scleractinian Coral, Pocillopora acuta

Published: June 23, 2023 doi: 10.3791/65395
Automatic Translation
1, 1, 2, 1, 1,2
1Department of Planning and Research, National Museum of Marine Biology & Aquarium, 2Department of Marine Biotechnology and Resources, National Sun Yat-sen University

Summary

Klimatförändringarna påverkar korallrevens ekosystem globalt. Koraller som kommer från ex situ-vattenbrukssystem kan bidra till att stödja restaurerings- och forskningsinsatser. Här beskrivs utfodrings- och korallodlingstekniker som kan användas för att främja det långsiktiga underhållet av ruvande skleractinska koraller ex situ .

Abstract

Klimatförändringarna påverkar överlevnaden, tillväxten och rekryteringen av koraller globalt, med storskaliga förändringar i förekomst och samhällssammansättning som förväntas i revens ekosystem under de kommande decennierna. Erkännandet av denna nedbrytning av rev har föranlett en rad nya forsknings- och restaureringsbaserade aktiva interventioner. Ex situ-vattenbruk kan spela en stödjande roll genom att upprätta robusta protokoll för korallodling (t.ex. för att förbättra hälsa och reproduktion i långsiktiga försök) och genom att tillhandahålla en jämn tillgång på avelsbestånd (t.ex. för användning i restaureringsprojekt). Här beskrivs enkla tekniker för utfodring och ex situ-odling av ruvande skleractinska koraller med den vanliga och välstuderade korallen, Pocillopora acuta, som exempel. För att demonstrera detta tillvägagångssätt exponerades korallkolonier för olika temperaturer (24 °C jämfört med 28 °C) och utfodringsbehandlingar (utfodrade kontra omatade) och reproduktionsproduktionen och tidpunkten, samt möjligheten att mata Artemia nauplii till koraller vid båda temperaturerna, jämfördes. Reproduktionsproduktionen uppvisade stor variation mellan kolonierna, med olika trender observerade mellan temperaturbehandlingarna. Vid 24 °C producerade utfodrade kolonier fler larver än omatade kolonier, men motsatsen sågs i kolonier odlade vid 28 °C. Alla kolonier förökade sig före fullmåne, och skillnader i reproduktionstid hittades endast mellan omatade kolonier vid 28 °C och utfodrade samhällen vid 24 °C (genomsnittlig reproduktionsdag under månen ± standardavvikelse: 6,5 ± 2,5 respektive 11,1 ± 2,6). Korallkolonierna livnärde sig effektivt på Artemia nauplii vid båda behandlingstemperaturerna. Dessa föreslagna utfodrings- och odlingstekniker fokuserar på att minska korallstress och främja reproduktiv livslängd på ett kostnadseffektivt och anpassningsbart sätt, med mångsidig tillämpning i både genomströmnings- och recirkulerande vattenbrukssystem.

Introduction

Många korallrevsekosystem globalt går förlorade och försämras till följd av högtemperaturstress som drivs av klimatförändringar 1,2. Korallblekning (dvs. nedbrytningen av korall-algsymbios3) ansågs vara relativt sällsynt under de senaste4 men förekommer nu oftare5, med årlig blekning som förväntas inträffa i många regioner i mitten till slutet av århundradet 6,7. Denna förkortning av mellanperioden mellan blekningshändelser kan begränsa kapaciteten för revens motståndskraft8. De direkta effekterna av högtemperaturstress på korallkolonier (t.ex. vävnadsskador9, energiutarmning10) är nära kopplade till indirekta effekter på revnivå, där en minskning av reproduktions-/rekryteringskapaciteten är särskilt oroande11. Detta har gett upphov till en rad tillämpad forskning som till exempel har undersökt den aktiva förbättringen av rekryteringen in situ (t.ex. sådd av rev12), ny teknik för uppskalning av korallrestaurering13 och simulering av reproduktionssignaler för att inducera reproduktion i ex situ-system 14. Som komplement till dessa aktiva interventioner finns det senaste erkännandet av fördelarna med heterotrofisk utfodring hos koraller under högtemperaturstress15 och utforskningen av den roll som födotillförsel kan spela i reproduktionen16.

Heterotrofisk utfodring är känt för att påverka korallernas prestanda17 och har specifikt kopplats till ökad koralltillväxt18,19, samt termisk motståndskraft och motståndskraft20,21. Ändå är fördelarna med heterotrofi inte allestädes närvarande bland korallarter22 och kan skilja sig åt beroende på vilken typ av mat som konsumeras 23, såväl som nivån av ljusexponering24. I samband med korallreproduktion har heterotrofisk utfodring visat varierande resultat, med observationer av högre25 såväl som lägre26 reproduktionsförmåga efter heterotrofisk födosök som rapporterats. Inverkan av heterotrofisk utfodring på korallreproduktion över ett spektrum av temperaturer utvärderas sällan, men i den tempererade korallen Cladocora caespitosa visade sig heterotrofi vara viktigare för reproduktion under lägre temperaturförhållanden27. En bättre förståelse av temperaturens och födosökets roll för reproduktionsproduktionen behövs sannolikt för att avgöra om specifika rev (t.ex. rev som är förknippade med hög födotillgång28) har en högre kapacitet för rekrytering under klimatförändringar.

I likhet med reproduktionsproduktion är effekten av temperatur och utfodring på reproduktionstiden hos koraller fortfarande relativt understuderad, trots att synkroniseringen av reproduktion med abiotiska/biotiska förhållanden är en viktig faktor för rekryteringsframgång i ett varmare hav29. Varmare temperaturer har visat sig resultera i tidigare reproduktion i korallvärmekonditioneringsstudier utförda i labb30, och detta har också observerats i koraller som samlats in från naturliga rev under säsong31. Intressant nog observerades den motsatta trenden nyligen hos utfodrade koraller som odlats under loppet av ett år i ett ex situ genomströmningssystem (dvs. reproduktionen skedde tidigare i måncykeln vid svalare vintertemperaturer och senare i måncykeln vid varmare sommartemperaturer)32. Detta kontrasterande resultat tyder på att reproduktionstiden kan avvika från typiska mönster under förhållanden som är förknippade med rikliga energiresurser.

Långsiktiga kontrollerade experiment under olika temperaturscenarier skulle kunna bidra till en bättre förståelse av heterotrofiens inverkan på reproduktionen hos skleractinska koraller. Att upprätthålla reproducerande korallkolonier under ex situ-förhållanden under flera reproduktionscykler kan dock vara utmanande (men se tidigare forskning32,33). Här beskrivs enkla och effektiva tekniker för aktiv utfodring (födokälla: Artemia nauplii) och långtidsodling av en ruvande korall (Pocillopora acuta) i ett genomströmningsvattenbrukssystem. Det bör dock noteras att alla de beskrivna teknikerna också kan användas i recirkulerande vattenbrukssystem. För att demonstrera dessa tekniker genomfördes en preliminär jämförelse av reproduktionskapaciteten och tidpunkten för korallkolonier som hölls vid 24 °C och 28 °C under "matade" och "omatade" behandlingar. Dessa temperaturer valdes för att approximera havsvattentemperaturerna på vintern respektive sommaren i södra Taiwan30,34; En högre temperatur valdes inte eftersom främjandet av långsiktig ex situ-odling, snarare än att testa korallernas respons på termisk stress, var ett primärt mål med detta experiment. Vidare kvantifierades tätheten av Artemia nauplii före och efter utfodringstillfällena för att jämföra genomförbarheten av heterotrofisk utfodring vid båda temperaturbehandlingarna.

Närmare bestämt erhölls 24 kolonier av P. acuta (genomsnittlig total linjär förlängning ± standardavvikelse: 21,3 cm ± 2,8 cm) från genomströmningstankar vid forskningsanläggningarna vid National Museum of Marine Biology & Aquarium i södra Taiwan. Pocillopora acuta är en vanlig korallart som har både en lekande lek, men vanligtvis ruvande reproduktionsstrategi35,36. Moderkolonierna till dessa koraller samlades ursprungligen in från Outlet-revet (21.931°E, 120.745°N) ungefär 2 år tidigare för ett annat experiment32. Följaktligen hade de korallkolonier som användes i det aktuella experimentet fötts upp under hela sitt liv under ex situ-odlingsförhållanden. Samhällena utsattes för omgivningstemperatur och en ljus-mörkercykel på 12 h:12 timmar vid 250 μmol kvanta m−2·s−1 och utfodrades med Artemia nauplii två gånger i veckan. Vi inser att denna långvariga ex situ-odling kan ha påverkat hur kolonierna svarade på behandlingsförhållandena i detta experiment. Vi vill därför betona att det primära syftet här är att illustrera hur de beskrivna teknikerna effektivt kan användas för att odla koraller ex situ genom att demonstrera ett tillämpat exempel där effekterna av temperatur och utfodring på korallreproduktion bedömdes.

Korallkolonierna var jämnt fördelade över sex odlingstankar med genomströmningssystem (tankens inre längd x bredd x höjd: 175 cm x 62 cm x 72 cm; tankens ljusregim: 12 timmar: 12 timmar ljus: mörk cykel vid 250 μmol kvanta m−2·s−1) (figur 1A). Temperaturen i tre av tankarna sattes till 28 °C och temperaturen i de övriga tre tankarna till 24 °C. varje tank hade en logger som registrerade temperaturen var 10:e minut (se materialtabellen). Temperaturen kontrollerades oberoende i varje tank med hjälp av kylaggregat och värmare, och vattencirkulationen upprätthölls med hjälp av flödesmotorer (se materialtabellen). Hälften av samhällena i varje akvarium (n = 2 samhällen/akvarium) utfodrades med Artemia nauplii två gånger i veckan, medan de andra samhällena inte utfodrades. Varje utfodringstillfälle varade i 4 timmar och genomfördes i två oberoende temperaturspecifika utfodringsbassänger. Under utfodringen flyttades alla samhällen till utfodringsbassängerna, inklusive de omatade samhällena, för att standardisera den potentiella stresseffekten av att flytta kolonierna mellan bassängerna. Samhällena i de utfodrade och omatade behandlingarna placerades i ett eget utrymme med hjälp av en maskad ram i de temperaturspecifika utfodringstankarna så att endast samhällena i utfodringstillstånd fick mat. Korallernas reproduktionsförmåga och tidpunkt bedömdes för varje koloni dagligen kl. 09.00 genom att räkna antalet larver som hade släppts ut i larvuppsamlingsbehållarna under natten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Hängande korallkolonieri ex situ vattenbrukstankar

  1. Placera en skårad stång (längd x bredd x höjd: 75 cm x 1 cm x 3 cm), nedan kallad "hängande stång", tvärs över odlingstanken som förberedelse för upphängning av korallkolonierna.
    OBS: Upphängstången som användes i detta experiment var skräddarsydd, men ett enkelt PVC-rör med utskjutande skruvar (dvs. för att fungera som skåror) skulle vara tillräckligt så länge det kan placeras på ett stabilt sätt över toppen av odlingstanken och är tillräckligt starkt för att hålla korallerna.
  2. Mät en bit fiskelina (se materialtabellen) till ~1.5 m i längd och vik den sedan på mitten två gånger.
    OBS: Den initiala längden på fiskelinan bör väljas baserat på den önskade slutliga positionen för korallkolonin i odlingstanken.
  3. Gör en liten överhandsknut i änden av den vikta fiskelinan som har de första ändarna av fiskelinan.
    OBS: När du har gjort knuten ska det finnas två stora öglor i botten och en liten ögla i toppen.
  4. Placera korallkolonin i mitten av de två stora öglorna så att öglorna är placerade runt kolonin och kan hålla korallen säkert när den hängs i vattnet.
  5. Haka fast den lilla övre öglan på fiskelinan i en skåra på hängstången (Figur 1B).

2. Utfodring av koraller

  1. Tillverkning av matningsbehållaren
    1. Konstruera en rektangulär ram med akrylrör (längd x bredd x höjd: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Gör två separata fack i ramen där de matade respektive omatade korallerna kan placeras (Figur 1C).
      OBS: Akrylrör användes eftersom det är lätt (dvs. i motsats till tyngre PVC-rör) och därför kan underlätta enklare förflyttning av matningsbehållaren in/ut ur odlingstankarna.
    2. Använd limpistol för att fästa 100 μm planktonnät på botten och sidorna av ramen.
    3. Borra totalt ~10 små hål (0.5 cm i diameter) i rören (särskilt längs sidorna och botten av ramen) för att förhindra att matningsbehållaren flyter när den placeras i kulturtanken.
    4. Borra hål (~0,5 cm i diameter) genom planktonnätet i varje hörn av foderbehållaren.
    5. Placera en 8 cm lång slang med en diameter på 0,5 cm genom hörnhålen och använd en limpistol för att fixera den på plats.
      OBS: Dessa slangbitar kommer att anslutas till en luftpump och bubbelstenar under matning (se steg 2.3.2 för mer information).
  2. Odling av Artemia
    1. Samla upp 2 liter havsvatten från en oberoende matningstank och häll havsvattnet i en Artemia-kläckningsbehållare (figur 1D).
      OBS: I det aktuella experimentet som användes för att demonstrera protokollen användes två oberoende behandlingsspecifika fodertankar, vilket gjorde det nödvändigt att förbereda två kläckningsbehållare för Artemia-odling .
    2. Anslut en luftpump till slangen som är ansluten till botten av kläckningsbehållaren i cirka 10 minuter innan du tillsätter Artemia-cystor .
    3. Medan du väntar, använd en våg för att mäta upp 8 g Artemia-cystor (se materialtabellen).
      OBS: För att få en genomsnittlig densitet på 35 individuella Artemia nauplii/ml, som föreslagits av Huang et al.19, använd ett förhållande på 4 g Artemia-cystor till 1 L havsvatten.
    4. Efter 10 minuter häller du 8 g Artemia-cystor i kläckningsbehållaren.
    5. Inkubera Artemia-cystorna i 48 timmar.
  3. Förbereda matningstanken
    1. Placera matningsbehållaren i matningstanken så att behållarens topp är ovanför vattenytan.
    2. Anslut den yttre delen av foderbehållarens hörnslang till en luftpump, som tillför luft till bubbelstenar för att underlätta vattencirkulationen under utfodringen.
    3. Slå på luftpumpen ~5 min innan matningen börjar.
  4. Artemia nauplii berikning och samling
    1. Tillsätt 1,5 ml berikningsfoder (se materialtabellen) till kläckningsbehållaren 2 timmar före önskad utfodringstid.
      OBS: Ett förhållande på 0.75 ml berikningsfoder till 1 liter havsvatten rekommenderas av Huang et al.19.
    2. Efter 2 timmar, stäng av ventilen som tillför luft till kläckningsbehållaren.
    3. Täck kläckningsbehållaren med en kartong för att stänga ute omgivande ljus och placera en ljuskälla (en mobiltelefonficklampa räcker) i botten av kläckningsbehållaren i 5 minuter för att locka Artemia nauplii till botten av behållaren och därigenom underlätta separationen av levande Artemia nauplii från tomma skal.
    4. Efter 5 minuter tar du bort lådan och ljuskällan.
    5. Placera en 3 L mätkanna under kläckningsbehållaren.
    6. Lossa slangen från kläckningsbehållaren så att Artemia nauplii och havsvattenlösningen kan rinna in i mätkannan; samla upp 1 liter av Artemia nauplii och havsvattenlösning.
      OBS: Samla endast hälften av volymen i kläckningsbehållaren för att utesluta oönskade tomma skal.
    7. Medan du står i närheten av matningstanken, häll Artemia nauplii och havsvattenlösningen genom en 100 μm sil för att separera Artemia nauplii (som kommer att finnas kvar i silen) från havsvattnet.
    8. Skölj Artemia nauplii som hålls i silen två gånger med vatten från matningstanken.
    9. Artemia nauplii är nu redo att användas.
  5. Utfodring av korallkolonierna
    1. Lossa Artemia nauplii genom att placera silen från steg 2.4.8 i matningstanken.
    2. Rör om vattnet i tanken för hand för att jämnt fördela Artemia nauplii.
      OBS: Samla in samples för "pre-feeding"-kvantifiering av Artemia nauplii-densiteten efter detta steg (se steg 3.1 för mer information).
    3. Flytta varje hängstång (med korallkolonierna fortfarande hängande från stången) från odlingstanken till matningstanken och placera stången så att den vilar säkert över toppen av matningstanken. Den tid under vilken korallerna exponeras för luften bör hållas så kort som möjligt.
      OBS: Se till att kolonierna inte vidrör varandra och att de har tillräckligt med utrymme för att fånga mat (t.ex. ~5 cm från varandra).
    4. Släck lamporna i foderbehållarna eller använd ett icke-lufttätt lock för att täcka fodertanken för att undvika ljusstörningar under utfodringen.
    5. Låt samhällena äta ostört i 4 timmar.
    6. Efter 4 timmar samlas proverna in för kvantifiering av Artemia nauplii-densiteten efter matning (se steg 3.1 för mer information).
  6. Rengöring efter utfodring
    1. När utfodringssessionen är klar, ta bort korallkolonierna. Ta ut hängstängerna ur matningstanken individuellt och skölj noggrant varje korall med havsvatten från respektive odlingstank för att ta bort eventuella rester av Artemia nauplii.
      OBS: Skölj kolonierna på en stabil yta snarare än när de hänger för att minska risken för skador som kan uppstå om kolonierna skulle svänga fram och tillbaka under sköljningen. Enligt den första överföringen, håll den tid under vilken korallerna utsätts för luften så kort som möjligt.
    2. Sätt tillbaka hängstängerna (med koraller hängda) i odlingstankarna.
    3. Lossa rören som ansluter matningsbehållaren till luftpumpen och ta bort matningsbehållaren från matningstanken.
    4. Skölj foderbehållaren noggrant med rent vatten för att ta bort all kvarvarande Artemia nauplii.

3. Kvantifiering av Artemia nauplii densitet före och efter utfodring

  1. Insamling av prover
    1. Samla in proverna vid två tidpunkter: först när Artemia nauplii har lossats och fördelats jämnt i utfodringsbehållaren (steg 2.5.2), och igen efter att utfodringen har avslutats (steg 2.5.6).
    2. Använd tre sprutor för varje tidpunkt för att dra upp 20 ml vatten från ytan, mellanlagret respektive det nedre lagret av matningsbehållaren.
  2. Utspädning av provet
    1. För varje spruta, överför 20 ml vattenprov till en oberoende 500 ml bägare.
    2. Tillsätt 180 ml varmt vatten (~60 °C) till bägaren (spädning 1:10).
      OBS: Det varma vattnet används för att immobilisera Artemia nauplii för att öka noggrannheten i uppräkningen.
    3. Tillsätt 2 ml av vattenprovet från bägaren i varje brunn på en platta med 9 brunnar.
      OBS: Blanda provet i bägaren för att fördela Artemia nauplii jämnt i vattenpelaren innan du drar upp 2 ml provet.
    4. Räkna antalet Artemia nauplii i varje brunn under ett stereomikroskop med 6,5x förstoring (se materialtabellen).
  3. Beräkning av densiteten av Artemia nauplii
    1. Dividera antalet Artemia nauplii i varje brunn med 2 för att få fram antalet Artemia nauplii per ml. Multiplicera sedan det talet med 10 (för att ta hänsyn till utspädning) för att beräkna Artemia nauplii-densiteten.
    2. Beräkna den genomsnittliga tätheten av Artemia nauplii (dvs. den genomsnittliga tätheten över de 27 brunnsreplikaten före kontra efter utfodring) för att jämföra Artemia nauplii-densiteten mellan för- och eftermatning.

4. Insamling av koralllarver

  1. Tillverkning av uppsamlingsbehållaren för larver (Figur 1E)
    1. Välj en 6 L vattenflaska i plast och skär av botten på flaskan helt.
      OBS: Denna öppning kommer att användas för att överföra kolonierna in och ut ur larvuppsamlingsbehållaren.
    2. Skapa två fönster genom att skära ut en rektangel på ~15 cm x 20 cm från varje sida av flaskan.
      OBS: En 6 L vattenflaska i plast är lämplig för koraller som är ~15 cm i diameter; Ändra storleken på flaskan baserat på storleken på korallerna som studeras.
    3. Använd limpistol och sedan epoxi för att fästa ett 100 μm planktonnät på vart och ett av fönstren.
    4. Skapa två små hål (~0,5 cm i diameter) på varje sida av flaskans botten.
    5. Sätt ett snöre genom de två små hålen och knyt båda ändarna för att skapa ett handtag för att haka fast larvuppsamlingsbehållaren på hängstången.
    6. Före första användningen, placera flaskorna i en genomströmningstank (utan koraller) i minst 24 timmar för att ta bort eventuella limrester.
  2. Förbereder för korallsamling
    1. Sänk ner larvuppsamlingsbehållaren helt i odlingstanken.
    2. Placera kolonin i larvuppsamlingsbehållaren samtidigt som du håller både kolonin och behållaren nedsänkta i vatten.
    3. Haka fast handtaget på larvuppsamlingsbehållaren på hängstången.
      OBS: Efter upphängning, se till att toppen av uppsamlingsbehållaren är ~3 cm över vattnet.
    4. Upprepa steg 4.2.1-4.2.3 tills alla samhällen är i sina uppsamlingsbehållare för larver.
  3. Insamling och uppräkning av koralllarver
    1. Förbered en 3 l måttkanna, en skål, en 3 ml pipett och 50 ml rör.
    2. Haka av fiskelinan från hängstången och ta bort ett samhälle från dess larvuppsamlingsbehållare. Sätt omedelbart tillbaka kolonin i odlingstanken.
      OBS: Se till att varaktigheten av luftexponeringen är så kort som möjligt.
    3. Placera en hand på lockänden av larvuppsamlingsbehållaren.
      OBS: När larvuppsamlingsbehållaren är fylld med vatten kan den vara tung. Utan ordentligt stöd kan behållaren gå sönder när den tas upp ur vattnet.
    4. Haka av larvuppsamlingsbehållarens "handtag" från hängstången.
    5. Lyft långsamt upp larvuppsamlingsbehållaren ur vattnet.
    6. Håll uppsamlingsbehållaren i cirka 45° vinkel ovanför odlingstanken i några sekunder så att överflödigt vatten kan rinna tillbaka in i tanken via larvuppsamlingsbehållarens fönster.
      OBS: Vinkla inte behållaren över 45° för att minska risken för att larver hälls ut från toppen av behållaren.
    7. Ta bort larvuppsamlingsbehållaren från tanken och placera den ovanpå mätkannan.
    8. Innan du skruvar av locket, använd ett finger för att applicera ett måttligt tryck mot locket och skruva sedan av locket.
      OBS: Vatten inuti uppsamlingsbehållaren kan släppas ut snabbt när locket tas bort om det inte först stöds av fingret (dvs. vilket kan leda till förlust av larver).
    9. Överför lite av vattnet inuti mätkannan till en skål.
    10. Räkna antalet larver manuellt i skålen genom att använda en 3 ml pipett för att flytta larverna till ett 50 ml rör.
      OBS: Tänk på att några av larverna kan fastna inuti pipetten. Om detta händer, dra in lite havsvatten i pipetten och skaka försiktigt samtidigt som du förseglar pipetten med ett finger för att lossa larverna.
    11. Fortsätt med punkt 4.3.9 och punkt 4.3.10 tills alla larver har räknats. I detta skede kan larverna användas i efterföljande experiment.
    12. Upprepa steg 4.3.2-4.3.10 för alla andra korallkolonier.
      OBS: Mätkannan och skålen ska sköljas mellan kolonierna.
    13. När räkningen är klar, skölj varje uppsamlingsbehållare noggrant med färskt vatten, särskilt fönstren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

De beskrivna protokollen möjliggjorde (1) jämförelse av reproduktionsproduktion och tidpunkt för enskilda korallkolonier mellan olika födo- och temperaturbehandlingar och (2) en bedömning av genomförbarheten av Artemia nauplii-utfodring vid olika temperaturer. Här ges en kort översikt över resultaten, men försiktighet bör iakttas när det gäller den breda tolkningen av de rapporterade effekterna av temperatur och utfodring på korallreproduktion på grund av experimentets kortsiktiga karaktär (dvs. endast en reproduktionscykel) och användningen av korallkolonier som acklimatiseras till ex situ-förhållanden .

Varje samhälle förökade sig under vår övervakningsperiod (månen september 2022), och den totala månatliga reproduktionsproduktionen visade stor variation mellan samhällena. Det totala antalet larver som släpptes ut av kolonierna varierade mellan 6 och 319, med undantag för ett samhälle (i den omatade 24 °C-behandlingen) som producerade 528 larver. data för alla samhällen visas i figur 2, men den högproducerande extrempopulationen inkluderades inte i dataanalysen. Reproduktionseffekten påverkades av temperatur (generaliserad linjär mixed-effects modell; z = 5,35, p < 0,001) och födointag (z = 3,01, p < 0,003), med en signifikant interaktion mellan temperatur och födobehandling (z = 12,22, p < 0,001). Kolonier odlade vid 28 °C frigjorde fler larver när de inte utfodrades (medelvärde ± standardavvikelse; 151 ± 82) än när de utfodrades (131 ± 133) (generaliserad linjär mixed-effects-modell, post hoc-kontrast; z = 3,01, p = 0,014), men den motsatta trenden sågs i kolonier odlade vid 24 °C, där de utfodrade samhällena (80 ± 78) producerade fler larver än de omatade samhällena (12 ± 6) (z = 11,91, p < 0,001).

Reproduktion i alla kolonier skedde före fullmånen (måndagar 15) (Figur 3). Den genomsnittliga måndagen (MLD) för larvfrisättning (viktad efter reproduktionsproduktion) varierade från måndagsdag 6,5 till måndagsdag 11,1, med en signifikant skillnad mellan behandlingarna som endast upptäcktes mellan de "omatade 28 °C"-kolonierna, som förökade sig tidigare i måncykeln, och de "matade 24 °C"-kolonierna, som förökade sig senare i måncykeln (linjär mixed-effects-modell, post hoc-kontrast, t = 4,10, p = 0,006).

Under månaden före den formella reproduktionsövervakningen (månen augusti 2022) bedömdes Artemia nauplii-tätheten före och efter utfodringssessioner; Detta upprepades vid tre tidpunkter: vid början av korallodlingen för detta experiment (T0) och 2 veckor och 4 veckor in i korallodlingen under behandlingsförhållanden (Figur 4). Den initiala bedömningen vid T0 visade ingen skillnad mellan tätheten före och efter matning av Artemia nauplii i de båda temperaturbehandlingarna. Efter 2 veckor och 4 veckors odling var Artemia nauplii-densiteten lägre efter utfodring i båda temperaturbehandlingarna (vecka 2: tvåvägs ANOVA, F 1 104 = 128,45, p < 0,001; vecka 4: tvåvägs ANOVA, F 1 104 = 294,71, p < 0,001 ). Det fanns ingen skillnad i tätheten före utfodring mellan temperaturbehandlingarna (p > 0,05) eller densiteten efter utfodring mellan temperaturbehandlingarna (p > 0,05) vid någon av de tre bedömda tidpunkterna.

Alla analyser utfördes i R med hjälp av paketen lme437, lmerTest 38, emmeans39, car 40 och Hmisc41. De data och R-skript som används för analyserna är offentligt tillgängliga på GitHub (https://github.com/CJ-McRae/Lam-et-al_JoVE-submission).

Figure 1
Figur 1: Schematisk bild av försöksdesign och representativt material för utfodring och ex situ-odling av ruvande skleractinska koraller. A) Kolonier av Pocillopora acuta odlades i genomströmningsbassänger vid antingen 24 °C eller 28 °C under utfodrade och omatade förhållanden. De svarta cirklarna representerar kolonierna. (B) Samhällena hängdes upp med fiskelinor för att minska hanteringsstressen och för att främja effektiv förflyttning mellan odlingen och foderbassängerna. (C) Under utfodringssessionerna flyttades alla samhällen till en maskad ram i temperaturspecifika utfodringsbassänger. Matade kolonier placerades i ett fack av ramen, och omatade kolonier placerades i det andra facket av ramen; Endast utfodrade samhällen försågs med mat. (D) Anrikad Artemia nauplii gavs till samhällena i den utfodrade behandlingen två gånger i veckan. (E) Samhällena placerades i behållare för uppsamling av larver över natten för att kvantifiera reproduktionsförmågan dagligen under loppet av en måncykel. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 2
Figur 2: Reproduktionsproduktion hos Pocillopora acuta-kolonier vid olika temperaturer (24 °C jämfört med 28 °C) och utfodringsbehandling (utfodrad kontra omatad). Breven är representativa för signifikanta skillnader i reproduktionskapacitet mellan behandlingar. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 3
Figur 3: Reproduktionstidpunkt för Pocillopora acuta-kolonier under olika temperaturer (24 °C jämfört med 28 °C) och utfodringsbehandlingar (utfodrade kontra omatade). Den lodräta streckade linjen visar den genomsnittliga reproduktionen under en måndygn (MLD) för varje behandling. Färgtonerna inom varje stapel i de behandlingsspecifika diagrammen (A-D) indikerar de enskilda samhällenas bidrag till den dagliga totala reproduktionen. Breven är representativa för signifikanta skillnader i reproduktionstidpunkt mellan behandlingar. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 4
Figur 4: Täthet av Artemia nauplii före och efter korallfödosök inom temperaturbehandlingarna 24 °C och 28 °C. Tätheten före utfodring beräknades före korallmatning, och tätheten efter utfodring beräknades efter avslutad 4 timmars korallmatning. Tätheten av Artemia nauplii bedömdes i början av korallodlingen (T0) och sedan efter 2 veckor och 4 veckor under behandlingsförhållanden i ett genomströmningsvattenbrukssystem. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denna preliminära bedömning av effekten av temperatur och utfodring på korallreproduktionen avslöjade skillnader i reproduktionskapacitet och tidpunkt mellan kolonier som odlats under olika behandlingsförhållanden. Vidare visade det sig att utfodring av Artemia nauplii till korallkolonier verkade vara effektivt vid relativt svala (24 °C) såväl som varma temperaturer (28 °C). Dessa kombinerade fynd belyser tillämpligheten av dessa enkla tekniker för utfodring och odling av reproducerande skleractinska koraller (med P. acuta som exempel) i ex situ vattenbrukssystem.

När det gäller reproduktionsproduktionen visade det sig att utfodringen hade olika inverkan beroende på vilken temperaturbehandling samhällena odlades i, varvid utfodring endast verkade ha en positiv effekt på reproduktionskapaciteten i samhällen som hölls i 24 °C-behandlingen. Detta resultat är något förvånande eftersom begränsad födotillgång vid höga temperaturer har visat en negativ effekt på reproduktionen (t.ex. minskad lek hos frökenfiskar42) och har associerats med dålig utveckling tidigt i livet (t.ex. högre dödlighet och minskad tillväxt hos krabbor under metamorfos43). I koraller har specifika bedömningar av de interaktiva effekterna av födosök och temperatur främst fokuserats på den fotokemiska prestandan hos korallens algsymbionter44,45, och dessa interaktiva effekter utforskas sällan i samband med reproduktion. Det behövs framtida studier som syftar till en omfattande bedömning av de reproduktionsbaserade effekterna av utfodring vid olika temperaturer under flera reproduktionscykler. Detta var dock inte målet för det aktuella experimentet. Istället användes detta experiment främst för att demonstrera effektiviteten av de presenterade utfodrings- och odlingsteknikerna. Genom att använda dessa tekniker kan tydliga reproduktionstrender för enskilda samhällen enkelt bedömas, vilket är viktigt, eftersom variation i reproduktionsproduktion mellan kolonier inte är ovanligt. Till exempel har ett brett spektrum av reproduktionsproduktion hittats bland kolonier, såväl som över tid för samma enskilda koloni, i flera studier 30,32,46,47. Möjliga förklaringar till den stora variationen i reproduktionsproduktion inkluderar plasticitet i reproduktionsstrategier och/eller förändringar i prioriteringen av energiallokering48,49. Tekniker som möjliggör kolonispecifika bedömningar av reproduktionsproduktion, såsom de som beskrivs i detta experiment, kan hjälpa till att identifiera de miljömässiga/genetiska drivkrafterna för reproduktionsförmåga, relevanta för vår förståelse av korallrekrytering (dvs. relevant för naturliga revs motståndskraft) och yngelbeståndsförsörjningspotential (dvs. relevant för ex situ-odling som syftar till att stödja korallrestaurering).

Bedömningen av reproduktionstidpunkten i detta experiment visade att endast samhällena i "unfed 28 °C"-behandlingen släppte larver betydligt tidigare än kolonierna i "feeded 24 °C"-behandlingen; Tidpunkten förblev densamma bland de andra behandlingarna. Temperaturdriven plasticitet i reproduktionstiden har observerats hos flera korallarter, med avancerad timing observerad vid varmare temperaturer50,51,52. Denna förändring i tidpunkten förklaras sannolikt av den accelererade utvecklingen av könsceller och embryon vid varmare temperaturer53, vilket under klimatförändringar i slutändan kan ha antingen en adaptiv eller störande inverkan på korallernas reproduktion och rekrytering54,55,56. Experiment som uttryckligen undersöker det möjliga samspelet mellan utfodring och temperatur på reproduktionstidpunkten skulle kunna ge en bättre förståelse för konsekvenserna av tidsförskjutningar och skulle också kunna testa det praktiska i att öka reproduktionscyklernas frekvens för att öka vattenbruksproduktionen ex situ.

Effektiva ex situ-utfodringstekniker krävs för att genomföra kontrollerade experiment som utforskar det potentiella interaktiva förhållandet mellan temperatur och utfodring på korallreproduktion. I detta experiment utfodrades korallkolonier i temperaturspecifika utfodringsbassänger vid 24 °C och 28 °C, och liknande mönster i tätheten före och efter utfodring av Artemia nauplii hittades över temperaturbehandlingarna (dvs. lägre täthet av Artemia nauplii efter utfodring jämfört med förutfodring). Detta är en indikation på tre viktiga punkter: (1) temperaturbehandlingen verkade inte påverka Artemia naupliis hälsa; (2) korallkoloniernas födointag var ungefär detsamma vid båda temperaturerna; och (3) korallkolonierna konsumerade Artemia nauplii under födosökssessionerna vid båda temperaturerna (förutom T0-tidpunkten, vilket kan tyda på kolonistress när de acklimatiserar sig till de experimentella förhållandena). Det är viktigt att påpeka att tolkningen av densitetstrenderna mellan temperaturbehandlingarna och över tid endast fungerar som en proxybaserad bedömning. Robusta undersökningar för att bekräfta utfodring (t.ex. undersökning av tarminnehåll57) och Artemia nauplii fysiologi (t.ex. värmechockproteinuttryck58) skulle behövas för att dra definitiva slutsatser om utfodringens genomförbarhet; En sådan bedömning låg utanför ramen för detta experiment. Men baserat på experimentdata i kombination med visuell bekräftelse under utfodringen, är vi övertygade om att korallkolonierna i detta experiment aktivt åt under båda behandlingstemperaturerna. Koraller kan uppvisa kontrasterande svar på födosök vid höga temperaturer, där vissa arter visar en minskning och andra visar en ökning av födosökshastigheten45. Därför bör art- och platsspecifik temperaturtolerans beaktas vid bestämning av födotemperaturer i framtida försök.

De beskrivna utfodrings- och odlingsteknikerna ger flera fördelar som syftar till att förbättra både kvaliteten på korallhälsan och reproduktionslivslängden i ex situ-vattenbruk. Det övergripande målet som vägleder detta beskrivna tillvägagångssätt grundades på att minimera potentiella källor till korallstress. Till att börja med eliminerades behovet av direkt hantering av korallkolonierna genom att använda fiskelinor för att hänga korallerna. Detta underlättar en effektiv förflyttning av kolonier mellan odlings- och utfodringsbassänger och möjliggör enkla och snabba justeringar av kolonins position (t.ex. förkortning eller förlängning av fiskelinan för att ändra djupet på kolonin i akvariet). Till skillnad från kolonier som placeras på ett stativ eller på botten av en odlingstank, främjar hängning av kolonierna tillväxt i alla dimensioner, minskar ackumuleringen av alger och skapar mer användbart utrymme i akvariet (t.ex. kan flera koraller hängas vertikalt på en enda fiskelina om det behövs)59. Förutom att minska behovet av energimässiga avvägningar60, vilket kan bidra till att främja långsiktig reproduktion32, bidrog de beskrivna utfodringsteknikerna också till att minska korallstressen. Utfodring i oberoende tankar rekommenderas19,61 (i motsats till direkt i odlingsbassängerna) för att mildra korallernas exponering för potentiellt höga näringsnivåer, vilket kan vara skadligt för korallhälsan och leda till riklig algtillväxt62,63,64,65. Dessutom, om problem med vattenkvaliteten uppstår, kan underhåll och byte av vattnet i utfodringstankarna enkelt göras utan att störa korallkolonierna. Larvinsamlingsbehållarna utformades också med korallstressreducering i åtanke, varigenom kolonispecifik reproduktion kunde uppnås utan direkt hantering eller behov av odling i enkolonitankar. Att ha flera kolonier i stora odlingsbassänger kan bidra till att förbättra reproduktionslivslängden (särskilt hos korallarter med blandade reproduktionssätt49), som har visat sig minska med tiden i ex situ-system 66,67. Dessutom ger användningen av stora plastflaskor som uppsamlingsbehållare för larver larverna rikligt med utrymme, vilket kan minska sättningen på själva uppsamlingsbehållaren; snabb avveckling kan vara problematisk när små insamlingsbehållare används (McRae och Lam, personliga observationer). Slutligen använder dessa ex situ-utfodrings- och odlingstekniker material som är kostnadseffektiva, lätta att tillverka och kan anpassas efter experimentspecifika behov.

De huvudsakliga begränsningarna för de beskrivna utfodrings- och odlingsteknikerna inkluderar 1) en begränsad gräns för antalet kolonier som kan odlas på grund av krav på bassängutrymme, 2) oförmågan att standardisera reproduktionssättet (sexuellt kontra asexuellt) på grund av att flera kolonier odlas inom samma akvarium, och 3) användningen av en enda art från en enda revplats för att testa effektiviteten av de beskrivna teknikerna. Framtida forskning skulle gynnas av att testa hur andra korallarter presterar med hjälp av dessa utfodrings- och odlingstekniker, samt utforska användningen av andra livsmedelstyper för att bäst tillgodose artspecifika kostbehov.

Sammanfattningsvis är det erkänt att kritik av andra aktiva interventioner68,69,70 sannolikt också är tillämpliga på främjandet av ex situ-odling för reproduktion av koraller, eftersom de viktigaste begränsningarna (t.ex. skalbarhet, genetisk mångfald) fortfarande är relevanta. Men i likhet med andra aktiva interventioner är ex situ korallodling inte avsedd att ses som en enda lösning utan snarare som en stödjande strategi som bör utforskas tillsammans med meningsfulla åtgärder för att begränsa klimatförändringarna. Genom att använda de beskrivna teknikerna kan korallstressen minskas för att förbättra den reproduktiva livslängden hos en skleractinsk korall, P. acuta, i ex situ vattenbrukssystem, från vilka kolonierna (och deras avkomma) kan bidra till forskning och restaureringsinsatser.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inga konkurrerande ekonomiska intressen eller andra intressekonflikter.

Acknowledgments

Denna forskning finansierades av ministeriet för vetenskap och teknik (Taiwan), anslagsnummer MOST 111-2611-M-291-005 och MOST 111-2811-M-291-001.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Artemia cysts  Supreme plus NA Food source 
Chiller Resun CL650 To cool down water temperature if needed
Conductivity portable meter WTW Cond 3110 To measure salinity
Enrichment diets Omega NA Used in Artemia cultivation
Fishing line Super Nylon monofilament To hang the coral colonies
Flow motors Maxspect GP03 To create water flow
Heater 350 W ISTA NA Heaters used in tanks
HOBO pendant temperature logger Onset Computer UA-002-08 To record water temperature
LED lights Mean Well FTS: HLG-185H-36B NA
Light portable meter LI-COR LI-250A Device used with light sensor to measure light intensity in PAR
Light sensor LI-COR LI-193SA NA
Plankton net 100 µm mesh size Omega NA To collect larvae and artemia 
Primary pump 6000 L/H Mr. Aqua BP6000 To draw water from tanks into chiller
Propeller-type current meter KENEK GR20 Device used with propeller-type detector to measure flow rate
Propeller-type detector KENEK GR3T-2-20N NA
Stereo microscope Zeiss Stemi 2000-C  To count the number of artemia 
Temperature controller 1000 W Rep Park O-RP-SDP-1 To set and maintain water temperature

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019).
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , Springer. Cham, Switzerland. 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510 (2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830 (2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443 (2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -L., Mayfield, A. B., Fan, T. -Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988 (2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644 (2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956 (2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -B., Fan, T. -Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218 (2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976 (2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388 (2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362 (2019).
  36. Yeoh, S. -R., Dai, C. -F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. An R Companion to Applied Regression. Third edition. , SAGE Publications, Inc. Newbury Park, CA. (2019).
  41. Harell, F. E. Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27 (2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -Y., Dai, C. -F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -L., Weis, V. M., Fan, T. -Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906 (2014).
  52. Lin, C. -H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246 (2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200 (2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68 (2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466 (2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631 (2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399 (2020).

Tags

Utfodringstekniker ex situ-kultur ruvande skleraktinkoraller Pocillopora acuta klimatförändringar revnedbrytning korallodlingsprotokoll hälsa och reproduktion yngelförsörjning restaureringsprojekt temperatureffekter utfodringsbehandlingar reproduktionsproduktion
Effektiva tekniker för utfodring och <em>ex situ-odling</em> av en ruvande Scleractinian Coral, <em>Pocillopora acuta</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lam, K. W., McRae, C. J., Liu, Z.… More

Lam, K. W., McRae, C. J., Liu, Z. T., Zhang, X. C., Fan, T. Y. Effective Techniques for the Feeding and Ex Situ Culture of a Brooding Scleractinian Coral, Pocillopora acuta. J. Vis. Exp. (196), e65395, doi:10.3791/65395 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter