Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Effektive teknikker for fôring og ex situ-kultur av en rugende skleraktinsk korall, Pocillopora acuta

Published: June 23, 2023 doi: 10.3791/65395
Automatic Translation
1, 1, 2, 1, 1,2
1Department of Planning and Research, National Museum of Marine Biology & Aquarium, 2Department of Marine Biotechnology and Resources, National Sun Yat-sen University

Summary

Klimaendringer påvirker korallrevets økosystemer globalt. Koraller hentet fra ex situ akvakultursystemer kan bidra til å støtte restaurering og forskningsinnsats. Her er fôrings- og korallkulturteknikker som kan brukes til å fremme langsiktig vedlikehold av rugende skleraktinske koraller ex situ skissert.

Abstract

Klimaendringer påvirker overlevelse, vekst og rekruttering av koraller globalt, med store skift i overflod og samfunnssammensetning forventet i revets økosystemer i løpet av de neste tiårene. Erkjennelsen av denne revforringelsen har ført til en rekke nye forsknings- og restaureringsbaserte aktive intervensjoner. Ex situ akvakultur kan spille en støttende rolle gjennom etablering av robuste korallkulturprotokoller (f.eks. for å forbedre helse og reproduksjon i langsiktige eksperimenter) og gjennom å tilby en konsekvent stamfiskforsyning (f.eks. til bruk i restaureringsprosjekter). Her skisseres enkle teknikker for fôring og ex situ-kultur av rugende skleraktinske koraller ved å bruke den vanlige og godt studerte korallen, Pocillopora acuta, som et eksempel. For å demonstrere denne tilnærmingen ble korallkolonier utsatt for forskjellige temperaturer (24 ° C vs. 28 ° C) og fôringsbehandlinger (matet vs. ikke matet) og reproduktiv produksjon og timing, samt muligheten for å mate Artemia nauplii til koraller ved begge temperaturer, ble sammenlignet. Reproduksjonsproduksjonen viste stor variasjon mellom koloniene, med forskjellige trender observert mellom temperaturbehandlingene; Ved 24 °C produserte fôrede kolonier flere larver enn kolonier uten mat, men det motsatte ble funnet i kolonier dyrket ved 28 °C. Alle koloniene reproduserte seg før fullmåne, og forskjeller i reproduksjonstidspunkt ble bare funnet mellom kolonier uten mat i 28 °C-behandlingen og matkolonier i 24 °C-behandlingen (gjennomsnittlig månedag for reproduksjon ± standardavvik: henholdsvis 6,5 ± 2,5 og 11,1 ± 2,6). Korallkoloniene spiste effektivt på Artemia nauplii ved begge behandlingstemperaturene. Disse foreslåtte fôrings- og kulturteknikkene fokuserer på reduksjon av korallstress og fremme reproduktiv levetid på en kostnadseffektiv og tilpassbar måte, med allsidig anvendelighet i både gjennomstrømnings- og resirkulerende akvakultursystemer.

Introduction

Mange korallrevøkosystemer globalt går tapt og forringes som følge av stress ved høye temperaturer drevet av klimaendringer 1,2. Korallbleking (dvs. nedbrytning av korall-algesymbiosen3) ble ansett som relativt sjelden de siste4, men forekommer nå oftere5, med årlig bleking forventet å forekomme i mange regioner innen midten til slutten av århundret 6,7. Denne forkortelsen av mellomperioden mellom blekingshendelser kan begrense kapasiteten til revets motstandskraft8. De direkte virkningene av stress ved høye temperaturer på korallkolonier (f.eks. vevsskade9; energiuttømming10) er iboende knyttet til indirekte påvirkninger på revskalanivå, hvorav en reduksjon i reproduksjons-/rekrutteringskapasitet er spesielt bekymringsfull11. Dette har ansporet en rekke anvendt forskning som utforsker, for eksempel aktiv in situ forbedring av rekruttering (f.eks. revsåing12), ny teknologi for oppskalering av korallrestaurering13 og simulering av reproduktive signaler for å indusere reproduksjon i ex situ-systemer 14. Komplementære til disse aktive inngrepene er den nylige anerkjennelsen av fordelene ved heterotrofisk fôring i koraller under høytemperaturstress15 og utforskningen av rollen som matforsyning kan spille i reproduksjon16.

Heterotrofisk fôring er kjent for å påvirke ytelsen til koraller17 og har vært spesielt knyttet til økt korallvekst18,19, samt termisk motstand og elastisitet20,21. Likevel er fordelene med heterotrofi ikke allestedsnærværende blant korallarter22 og kan variere basert på hvilken type mat som blir konsumert 23, samt nivået av lyseksponering24. I sammenheng med korallreproduksjon har heterotrofisk fôring vist variable resultater, med observasjoner av høyere25 samt lavere26 reproduksjonskapasitet etter heterotrofisk fôring rapportert. Påvirkningen av heterotrofisk fôring på korallreproduksjon over et temperaturspekter blir sjelden vurdert, men i den tempererte korallen Cladocora caespitosa ble heterotrofi funnet å være viktigere for reproduksjon under lavere temperaturforhold27. En bedre forståelse av rollen som temperatur og fôring på reproduktiv produksjon er sannsynligvis nødvendig for å avgjøre om spesifikke rev (f.eks. rev forbundet med høy mattilgjengelighet28) har en høyere kapasitet for rekruttering under klimaendringer.

I likhet med reproduktiv produksjon er effekten av temperatur og fôring på reproduktiv timing i koraller fortsatt relativt understudert, til tross for at synkronisering av reproduksjon med abiotiske / biotiske forhold er en viktig faktor for rekrutteringssuksess i et oppvarmende hav29. Varmere temperaturer har vist seg å resultere i tidligere reproduksjon i koralltermiske kondisjoneringsstudier utført i laboratoriet30, og dette har også blitt observert i koraller samlet fra naturlige rev over sesong31. Likevel, interessant nok ble den motsatte trenden nylig observert i matede koraller dyrket i løpet av 1 år i et ex situ gjennomstrømningssystem (dvs. reproduksjon skjedde tidligere i månens syklus ved kjøligere vintertemperaturer og senere i månens syklus ved varmere sommertemperaturer)32. Dette kontrasterende resultatet antyder at reproduktiv timing kan avvike fra typiske mønstre under forhold forbundet med rikelig energiske ressurser.

Langsiktige kontrollerte eksperimenter under forskjellige temperaturscenarier kan bidra til en bedre forståelse av heterotrofiens innflytelse på reproduksjon i skleraktinske koraller. Å opprettholde reproduserende korallkolonier under ex situ-betingelser for flere reproduktive sykluser kan imidlertid være utfordrende (men se tidligere forskning32,33). Her beskrives enkle og effektive teknikker for aktiv fôring (matkilde: Artemia nauplii) og langtidskultur av en rugende korall (Pocillopora acuta) i et gjennomstrømmingsoppdrettssystem; Likevel skal det bemerkes at alle de beskrevne teknikkene også kan brukes i resirkulerende akvakultursystemer. For å demonstrere disse teknikkene ble det utført en foreløpig sammenligning av reproduksjonsproduksjonen og tidspunktet for korallkolonier holdt ved 24 ° C og 28 ° C under "matet" og "umatet" behandlinger. Disse temperaturene ble valgt for å tilnærme sjøvannstemperaturer om vinteren og sommeren, henholdsvis i Sør-Taiwan30,34; En høyere temperatur ble ikke valgt fordi fremme av langsiktig ex situ-kultur, i stedet for å teste korallrespons på termisk stress, var et primært mål for dette eksperimentet. Videre ble tettheten av Artemia nauplii før og etter fôringsøktene kvantifisert for å sammenligne muligheten for heterotrofisk fôring ved begge temperaturbehandlingene.

Nærmere bestemt ble 24 kolonier av P. acuta (gjennomsnittlig total lineær forlengelse ± standardavvik: 21,3 cm ± 2,8 cm) oppnådd fra gjennomstrømningstanker ved forskningsanleggene til National Museum of Marine Biology & Aquarium, Sør-Taiwan. Pocillopora acuta er en vanlig korallart som har både en kringkastet gyting, men typisk rugende reproduksjonsstrategi35,36. Foreldrekoloniene til disse korallene ble opprinnelig samlet inn fra Outlet-revet (21.931°Ø, 120.745°N) omtrent 2 år tidligere for et annet eksperiment32. Følgelig hadde korallkoloniene som ble brukt i det nåværende eksperimentet blitt oppdrettet hele livet under ex situ kulturforhold; Spesielt ble koloniene utsatt for omgivelsestemperatur og en 12 timer: 12 h lys: mørk syklus ved 250 μmol quanta m-2 · s-1 og ble matet Artemia nauplii to ganger per uke. Vi erkjenner at denne langsiktige ex situ-kulturen kunne ha påvirket hvordan koloniene reagerte på behandlingsbetingelsene i dette eksperimentet. Vi vil derfor understreke at det primære målet her er å illustrere hvordan de beskrevne teknikkene effektivt kan brukes til å dyrke koraller ex situ ved å demonstrere et anvendt eksempel der effekten av temperatur og fôring på korallreproduksjon ble vurdert.

Korallkolonier ble jevnt fordelt over seks gjennomstrømningssystemkulturtanker (tankens indre lengde x bredde x høyde: 175 cm x 62 cm x 72 cm; tanklysregime: 12 timer: 12h lys: mørk syklus ved 250 μmol quanta m-2 · s-1) (figur 1A). Temperaturen i tre av tankene ble satt til 28 °C, og temperaturen i de tre andre tankene ble satt til 24 °C; hver tank hadde en logger som registrerte temperaturen hvert 10. minutt (se materialtabellen). Temperaturen ble uavhengig kontrollert i hver tank ved hjelp av kjølere og varmeovner, og vannsirkulasjonen ble opprettholdt ved hjelp av strømningsmotorer (se materialtabellen). Halvparten av koloniene i hver tank (n = 2 kolonier/tank) ble fôret med Artemia nauplii to ganger i uken, mens de andre koloniene ikke fikk mat. Hver fôringsøkt varte i 4 timer og ble gjennomført i to uavhengige temperaturspesifikke fôringstanker. Under fôring ble alle koloniene flyttet inn i fôringstankene, inkludert de ufôrede koloniene, for å standardisere den potensielle stresseffekten av å flytte koloniene mellom tankene. Koloniene i de matede og ikke-matede behandlingene ble plassert i sitt eget rom ved hjelp av en masket ramme i de temperaturspesifikke fôringstankene, slik at bare koloniene i matet tilstand mottok mat. Korallens reproduksjonsproduksjon og tidspunkt ble vurdert for hver koloni daglig kl. 09:00 ved å telle antall larver som hadde blitt sluppet ut i larveoppsamlingsbeholderne over natten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Hengende korallkolonieri ex situ akvakulturtanker

  1. Plasser en hakket stang (lengde x bredde x høyde: 75 cm x 1 cm x 3 cm), heretter kalt "hengestang", over kulturtanken som forberedelse til oppheng av korallkoloniene.
    MERK: Den hengende stangen som ble brukt i dette eksperimentet var skreddersydd, men et enkelt PVC-rør med utstående skruer (dvs. å fungere som hakk) ville være tilstrekkelig så lenge det kan plasseres på en stabil måte over toppen av kulturtanken og er sterk nok til å holde korallene.
  2. Mål et stykke fiskelinje (se materialfortegnelsen) til ~ 1,5 m i lengde, og brett den deretter i to to ganger.
    MERK: Den opprinnelige lengden på fiskelinjen bør velges basert på ønsket sluttposisjon av korallkolonien i kulturtanken.
  3. Lag en liten overhåndsknute på enden av det brettede fiskesnøret som har de første endene av fiskelinjen.
    MERK: Etter å ha laget knuten, bør det være to store løkker nederst og en liten løkke øverst.
  4. Plasser korallkolonien midt mellom de to store løkkene slik at løkkene plasseres rundt kolonien og kan holde korallen sikkert når den henges i vannet.
  5. Hekt den lille toppløkken på fiskesnøret i et hakk på hengestangen (figur 1B).

2. Korallfôring

  1. Å lage fôringsbeholderen
    1. Konstruer en rektangulær ramme ved hjelp av akrylrør (lengde x bredde x høyde: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Lag to separate rom i rammen der henholdsvis matede og umatede koraller kan plasseres (figur 1C).
      MERK: Akrylrør ble brukt fordi det er lett (dvs. i motsetning til tyngre PVC-rør) og derfor kunne lette lettere bevegelse av fôringsbeholderen inn / ut av kulturtankene.
    2. Bruk en varm limpistol til å feste 100 μm planktonnett til bunnen og sidene av rammen.
    3. Bor totalt ~10 små hull (0,5 cm i diameter) i rørene (spesielt langs sidene og bunnen av rammen) for å forhindre at matebeholderen flyter når den plasseres i kulturtanken.
    4. Bor hull (~0,5 cm i diameter) gjennom planktonnettet i hvert hjørne av fôringsbeholderen.
    5. Plasser en 8 cm lengde på 0,5 cm diameter slange gjennom hjørnehullene, og bruk en varm limpistol for å feste den på plass.
      MERK: Disse slangebitene vil bli koblet til en luftpumpe og boblesteiner under fôring (se trinn 2.3.2 for mer informasjon).
  2. Artemia dyrking
    1. Samle 2 liter sjøvann fra en uavhengig fôringstank, og hell sjøvannet i en Artemia klekkebeholder (figur 1D).
      MERK: I det nåværende eksperimentet som ble brukt til å demonstrere protokollene, ble det brukt to uavhengige behandlingsspesifikke fôringstanker, noe som nødvendiggjorde utarbeidelse av to klekkebeholdere for Artemia-dyrking .
    2. Koble en luftpumpe til slanger koblet til bunnen av klekkebeholderen i ca. 10 minutter før du tilsetter Artemia-cyster .
    3. Mens du venter, bruk en vekt for å måle 8 g Artemia-cyster (se materialfortegnelsen).
      MERK: For å oppnå en gjennomsnittlig tetthet på 35 individuelle Artemia nauplii / ml, som foreslått av Huang et al.19, bruk et forhold på 4 g Artemia-cyster til 1 liter sjøvann.
    4. Etter 10 minutter, hell 8 g Artemia-cyster i klekkebeholderen.
    5. Inkuber Artemia-cystene i 48 timer.
  3. Klargjøre fôringstanken
    1. Plasser fôringsbeholderen i fôringstanken slik at toppen av beholderen er over vannoverflaten.
    2. Koble den ytre delen av fôringsbeholderens hjørneslange til en luftpumpe, som vil levere luft til boblesteiner for å lette vannsirkulasjonen under fôring.
    3. Slå på luftpumpen ~5 min før fôringen starter.
  4. Artemia nauplii berikelse og samling
    1. Tilsett 1,5 ml anrikningsdiett (se materialfortegnelsen) i klekkebeholderen 2 timer før ønsket fôringstid.
      MERK: Et forhold på 0,75 ml anrikningsdiett til 1 liter sjøvann anbefales av Huang et al.19.
    2. Etter 2 timer, slå av ventilen som leverer luft til lukebeholderen.
    3. Dekk lukebeholderen med en pappeske for å utelukke omgivelseslys, og plasser en lyskilde (en lommelykt på mobiltelefon er tilstrekkelig) ved bunnen av klekkebeholderen i 5 minutter for å tiltrekke Artemia nauplii til bunnen av beholderen og derved lette separasjonen av levende Artemia nauplii fra tomme skall.
    4. Etter 5 min, fjern esken og lyskilden.
    5. Plasser en 3 l målekanne under klekkebeholderen.
    6. Løsne slangen fra klekkebeholderen slik at Artemia nauplii og sjøvannsløsningen kan strømme inn i målekannen; samle 1 l av Artemia nauplii og sjøvannsløsning.
      MERK: Samle bare halvparten av volumet i klekkebeholderen for å utelukke uønskede tomme skall.
    7. Mens du står i nærheten av fôringstanken, hell Artemia nauplii og sjøvannsløsningen gjennom en 100 μm sil for å skille Artemia nauplii ( som vil forbli i silen) fra sjøvannet.
    8. Skyll Artemia nauplii som holdes i silen to ganger med vann fra fôringstanken.
    9. Artemia nauplii er nå klar til bruk.
  5. Fôring av korallkoloniene
    1. Losse Artemia nauplii ved å plassere silen fra trinn 2.4.8 i fôringstanken.
    2. Rør vannet i tanken for hånd for å fordele Artemia nauplii jevnt.
      MERK: Samle prøver for "pre-feeding" kvantifisering av Artemia nauplii tetthet etter dette trinnet (se trinn 3.1 for mer informasjon).
    3. Flytt hver hengende stang (med korallkoloniene fortsatt hengende fra stangen) fra kulturtanken til fôringstanken, og plasser stangen slik at den hviler sikkert over toppen av fôringstanken. Varigheten som korallene er utsatt for luften, bør holdes så kort som mulig.
      MERK: Pass på at koloniene ikke berører hverandre og har nok plass til å fange mat (f.eks. ~ 5 cm fra hverandre).
    4. Slå av lysene i fôringstankene, eller bruk et ikke-lufttett lokk for å dekke fôringstanken for å unngå lysforstyrrelser under fôring.
    5. La koloniene mate uforstyrret i 4 timer.
    6. Etter 4 timer, samle prøvene for "post-feeding" kvantifisering av Artemia nauplii tetthet (se trinn 3.1 for mer informasjon).
  6. Opprydding etter fôring
    1. Etter at fôringsøkten er fullført, fjern korallkoloniene. Ta de hengende stengene ut av fôringstanken individuelt, og skyll hver korall grundig med sjøvann fra sin respektive kulturtank for å fjerne eventuelle gjenværende Artemia nauplii.
      MERK: Skyll koloniene på en stabil overflate i stedet for mens de henger for å redusere risikoen for skade som kan oppstå hvis koloniene skulle svinge frem og tilbake under skylling. I henhold til den første overføringen, hold varigheten som korallene blir utsatt for luften så kort som mulig.
    2. Plasser de hengende stengene (med koraller hengt) tilbake i kulturtankene.
    3. Løsne rørene som forbinder fôringsbeholderen til luftpumpen, og fjern fôringsbeholderen fra fôringstanken.
    4. Skyll fôringsbeholderen grundig med ferskvann for å fjerne alle gjenværende Artemia nauplii.

3. Kvantifisering av Artemia nauplii tetthet før og etter fôring

  1. Innsamling av prøvene
    1. Samle prøver på to tidspunkter: først når Artemia nauplii har blitt losset og fordelt jevnt i fôringsbeholderen (trinn 2.5.2), og igjen etter at fôringsøkten er fullført (trinn 2.5.6).
    2. For hvert tidspunkt, bruk tre sprøyter for å trekke 20 ml vann fra henholdsvis overflaten, mellomlaget og bunnlaget av fôringsbeholderen.
  2. Fortynning av prøve
    1. For hver sprøyte, overfør 20 ml vannprøven til et uavhengig 500 ml beger.
    2. Tilsett 180 ml varmt vann (~60 °C) i begeret (1:10 fortynning).
      MERK: Det varme vannet brukes til å immobilisere Artemia nauplii for å øke nøyaktigheten av oppregningen.
    3. Tilsett 2 ml av vannprøven fra begeret i hver brønn på en 9-brønnsplate.
      MERK: Bland prøven i begeret for å fordele Artemia nauplii jevnt i vannsøylen før du trekker 2 ml prøve.
    4. Tell antall Artemia nauplii i hver brønn under et stereomikroskop ved hjelp av 6,5x forstørrelse (se materialtabellen).
  3. Beregning av tettheten av Artemia nauplii
    1. Del antall Artemia nauplii i hver brønn med 2 for å oppnå antall Artemia nauplii per ml. Deretter multipliserer du tallet med 10 (for å ta hensyn til fortynning) for å beregne Artemia nauplii-tettheten.
    2. Beregn gjennomsnittlig tetthet av Artemia nauplii (dvs. gjennomsnittlig tetthet over de 27 brønnreplikatene før vs. etter fôring) for å sammenligne Artemia nauplii-tettheten mellom pre- og postfôring.

4. Koralllarver samling

  1. Fremstilling av larveoppsamlingsbeholderen (figur 1E)
    1. Velg en 6 L plast vannflaske, og kutt bunnen av flasken helt.
      MERK: Denne åpningen vil bli brukt til å overføre koloniene inn og ut av larveoppsamlingsbeholderen.
    2. Lag to vinduer ved å kutte ut et ~ 15 cm x 20 cm rektangel fra hver side av flasken.
      MERK: En 6 L plast vannflaske er egnet for koraller som er ~ 15 cm i diameter; Endre størrelsen på flasken basert på størrelsen på korallene som studeres.
    3. Bruk en varm limpistol og deretter epoksy for å feste et 100 μm planktonnett på hvert av vinduene.
    4. Lag to små hull (~0,5 cm i diameter) på hver side av bunnen av flasken.
    5. Sett en snor gjennom de to små hullene, og bind begge ender for å lage et håndtak for å hekte larveoppsamlingsbeholderen på hengestangen.
    6. Før første gangs bruk, plasser flaskene i en gjennomstrømningstank (uten koraller) i minst 24 timer for å fjerne eventuelle limrester.
  2. Forbereder korallsamling
    1. Fordyp larveoppsamlingsbeholderen helt ned i kulturtanken.
    2. Plasser kolonien i larveoppsamlingsbeholderen mens du holder både kolonien og beholderen nedsenket i vann.
    3. Hekt håndtaket på larveoppsamlingsbeholderen på hengestangen.
      NOTAT: Etter henging, sørg for at toppen av oppsamlingsbeholderen er ~ 3 cm over vannet.
    4. Gjenta trinn 4.2.1-4.2.3 til alle koloniene er i larveoppsamlingsbeholderne.
  3. Innsamling og oppregning av koralllarver
    1. Klargjør en 3 l målekanne, en bolle, en 3 ml pipette og 50 ml rør.
    2. Løsne fiskelinjen fra hengestangen, og fjern en koloni fra larveoppsamlingsbeholderen. Plasser kolonien tilbake i kulturtanken umiddelbart.
      MERK: Sørg for at varigheten av lufteksponeringen er så kort som mulig.
    3. Legg en hånd på hettenden av larveoppsamlingsbeholderen.
      NOTAT: Når larveoppsamlingsbeholderen er fylt med vann, kan den være tung. Uten riktig støtte kan beholderen gå i stykker når den fjernes fra vannet.
    4. Unhook larveoppsamlingsbeholderen "håndtak" fra hengende bar.
    5. Løft larveoppsamlingsbeholderen sakte ut av vannet.
    6. Hold oppsamlingsbeholderen i en ca. 45° vinkel over kulturtanken i noen sekunder for å la overflødig vann strømme tilbake i tanken via vinduene i larveoppsamlingsbeholderen.
      NOTAT: Ikke vinkle beholderen forbi 45 ° for å redusere sjansen for å helle ut larver fra toppen av beholderen.
    7. Fjern larveoppsamlingsbeholderen fra tanken, og plasser den på toppen av målekannen.
    8. Før du skru av hetten, bruk en finger til å påføre en moderat mengde trykk mot hetten, og skru deretter av hetten.
      MERK: Vann inne i oppsamlingsbeholderen kan frigjøres raskt når hetten fjernes hvis den ikke først støttes av fingeren (dvs. potensielt føre til tap av larver).
    9. Overfør noe av vannet inne i målekannen i en bolle.
    10. Tell antall larver i bollen manuelt ved å bruke en 3 ml pipette for å flytte larvene inn i et 50 ml rør.
      MERK: Vær oppmerksom på at noen av larvene kan sette seg fast inne i pipetten. Hvis dette skjer, trekk litt sjøvann inn i pipetten og rist forsiktig mens du forsegler pipetten med en finger for å løsne larvene.
    11. Fortsett trinn 4.3.9 og trinn 4.3.10 til alle larvene er talt opp. På dette stadiet kan larvene brukes i etterfølgende eksperimenter.
    12. Gjenta trinn 4.3.2-4.3.10 for alle de andre korallkoloniene.
      MERK: Målekannen og bollen skal skylles mellom koloniene.
    13. Etter at tellingen er ferdig, skyll hver oppsamlingsbeholder grundig med ferskvann, spesielt vinduene.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

De beskrevne protokollene tillot (1) sammenligning av reproduksjonsproduksjonen og tidspunktet for individuelle korallkolonier blant forskjellige fôrings- og temperaturbehandlinger og (2) en vurdering av muligheten for Artemia nauplii-fôring ved forskjellige temperaturer. Her gis en kort oversikt over funnene, men det bør utvises forsiktighet med hensyn til den brede tolkningen av de rapporterte effektene av temperatur og fôring på korallreproduksjon på grunn av eksperimentets kortsiktige karakter (dvs. bare en reproduksjonssyklus) og bruken av korallkolonier akklimatisert til ex situ-forhold .

Hver koloni reproduserte seg i løpet av vår overvåkingsperiode (måneseptember 2022), og den totale månedlige reproduksjonsproduksjonen viste stor variasjon mellom koloniene. Det totale antallet larver som ble sluppet ut av kolonier varierte fra 6 til 319, bortsett fra en koloni (i den ikke-fôrede 24 °C-behandlingen) som produserte 528 larver; data for alle koloniene er vist i figur 2, men den høyproduserende utliggerkolonien ble ikke inkludert i dataanalysen. Reproduksjonsproduksjonen ble påvirket av temperatur (generalisert lineær blandet effektmodell; z = 5,35, p < 0,001) og fôring (z = 3,01, p < 0,003), med en signifikant interaksjon funnet mellom temperatur og fôringsbehandlinger (z = 12,22, p < 0,001). Kolonier dyrket ved 28 °C slapp ut flere larver når de ikke fikk mat (gjennomsnitt ± standardavvik; 151 ± 82) enn når de ble matet (131 ± 133) (generalisert lineær blandet effektmodell, post hoc-kontrast; z = 3,01, p = 0,014), men den motsatte trenden ble funnet i kolonier dyrket ved 24 °C, der de fôrede koloniene (80 ± 78) produserte flere larver enn de ufôrede koloniene (12 ± 6) (z = 11,91, p < 0,001).

Reproduksjon i alle koloniene skjedde før fullmåne (månedag 15) (figur 3). Den gjennomsnittlige månedagen (MLD) for larvefrigjøring (vektet etter reproduksjonsproduksjon) varierte fra månedag 6,5 til månedag 11,1, med en signifikant forskjell mellom behandlinger som bare ble oppdaget mellom koloniene "uten mat 28 ° C", som reproduserte tidligere i månens syklus, og "matet 24 ° C" -koloniene, som reproduserte senere i månens syklus (lineær blandet effektmodell, post hoc-kontrast, t = 4,10, p = 0,006).

I måneden før formell reproduksjonsovervåking (måneaugust 2022) ble Artemia nauplii-tettheten vurdert før og etter fôringsøkter; Dette ble gjentatt ved tre tidspunkter: ved oppstart av korallkultur for dette eksperimentet (T0) og 2 uker og 4 uker inn i korallkultur under behandlingsbetingelser (figur 4). Den initiale vurderingen ved T0 viste ingen forskjell mellom pre- og postfôringstettheten av Artemia nauplii i begge temperaturbehandlingene. Etter 2 uker og 4 ukers dyrkning var Artemia nauplii-tettheten lavere etter fôring i begge temperaturbehandlingene (uke 2: toveis ANOVA, F 1 104 = 128,45, p < 0,001; uke 4: toveis ANOVA, F 1 104 = 294,71, p < 0,001). Det var ingen forskjell i tettheten før fôring mellom temperaturbehandlinger (p > 0,05) eller tettheten etter tilførsel mellom temperaturbehandlinger (p > 0,05) ved noen av de tre tidspunktene som ble vurdert.

Alle analysene ble utført i R med pakkene lme437, lmerTest 38, emmeans39, bil 40 og Hmisc41. Dataene og R-scriptet som brukes til analysene er offentlig tilgjengelig på GitHub (https://github.com/CJ-McRae/Lam-et-al_JoVE-submission).

Figure 1
Figur 1: Skjematisk fremstilling av eksperimentell design og representative materialer for fôring og ex situ kultur av en rugende skleraktinsk korall. (A) Kolonier av Pocillopora acuta ble dyrket i gjennomstrømningstanker for akvakultur ved enten 24 °C eller 28 °C under matede og ikke-matede forhold; De svarte sirklene representerer koloniene. (B) Koloniene ble hengt med fiskesnører for å redusere håndteringsstress og for å fremme effektiv bevegelse mellom kulturen og fôringstanker. (C) Under fôringsøkter ble alle koloniene flyttet inn i en masket ramme i temperaturspesifikke fôringstanker. Fed kolonier ble plassert i ett rom av rammen, og unfed kolonier ble plassert i det andre rommet av rammen; Bare matede kolonier ble forsynt med mat. (D) Beriket Artemia nauplii ble gitt til koloniene i fôret behandling to ganger per uke. (E) Koloniene ble satt i larveoppsamlingsbeholdere over natten for å kvantifisere reproduksjonsproduksjonen daglig i løpet av en månesyklus. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Reproduksjonsproduksjon av Pocillopora acuta-kolonier under forskjellige temperaturer (24 °C vs. 28 °C) og fôringsbehandlinger (matet vs. uten mat). Bokstavene er representative for signifikante forskjeller i reproduksjonsproduksjon mellom behandlinger. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Reproduksjonstidspunkt for Pocillopora acuta-kolonier under forskjellige temperaturer (24 °C vs. 28 °C) og fôringsbehandlinger (matet vs. uten mat). Den vertikale stiplede linjen viser gjennomsnittlig månedag (MLD) for reproduksjon for hver behandling. Fargetonene innenfor hver stolpe i de behandlingsspesifikke plottene (A-D) indikerer bidraget fra individuelle kolonier til den daglige totale reproduksjonen. Bokstavene er representative for signifikante forskjeller i reproduktiv timing mellom behandlinger. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Tetthet av Artemia nauplii før og etter korallfôringsøkter innenfor temperaturbehandlingene 24 °C og 28 °C. Forfôringstettheten ble beregnet før korallfôring, og tettheten etter fôring ble beregnet etter ferdigstillelse av en 4 timers korallfôringsøkt. Tettheten av Artemia nauplii ble vurdert i begynnelsen av korallkultur (T0) og deretter etter 2 uker og 4 uker under rensebetingelser i et gjennomstrømningsvannanlegg. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne foreløpige vurderingen av effekten av temperatur og fôring på korallreproduksjon avslørte forskjeller i reproduksjonsproduksjon og timing mellom kolonier dyrket under forskjellige behandlingsbetingelser. Videre ble det funnet at fôring av Artemia nauplii til korallkolonier syntes å være effektiv ved relativt kjølig (24 ° C) så vel som varme temperaturer (28 ° C). Disse kombinerte funnene fremhever anvendeligheten av disse enkle teknikkene for fôring og kultur for reproduksjon av skleraktinske koraller (med P. acuta som et eksempel) i ex situ akvakultursystemer.

I sammenheng med reproduksjonsutbytte ble fôring funnet å ha forskjellig innflytelse avhengig av temperaturbehandlingen der koloniene ble dyrket, hvorved fôring bare syntes å ha en positiv effekt på reproduksjonsproduksjonen i kolonier som ble holdt i 24 °C-behandlingen. Dette resultatet er noe overraskende siden begrenset mattilbud ved høye temperaturer i andre marine organismer har vist en negativ effekt på reproduksjon (f.eks. reduksjon i gyting i damselfish42) og har vært forbundet med dårlig tidlig livsfaseutvikling (f.eks. høyere dødelighet og redusert vekst hos krabber under metamorfose43). I koraller har spesifikke vurderinger av de interaktive effektene av fôring og temperatur primært vært fokusert på den fotokjemiske ytelsen til korallens algesymbionter44,45, og disse interaktive effektene blir sjelden utforsket i sammenheng med reproduksjon. Fremtidige studier som tar sikte på en omfattende vurdering av reproduksjonsbaserte effekter av fôring ved forskjellige temperaturer over flere reproduksjonssykluser, er nødvendig. Dette var imidlertid ikke målet med det nåværende eksperimentet. I stedet ble dette eksperimentet primært brukt til å demonstrere effekten av de presenterte fôrings- og kulturteknikkene. Gjennom bruk av disse teknikkene kan klare reproduksjonstrender for individuelle kolonier lett vurderes, noe som er viktig, da interkolonial variasjon i reproduktiv produksjon ikke er uvanlig. For eksempel har et bredt spekter av reproduktiv produksjon blitt funnet blant kolonier, så vel som over tid for samme individuelle koloni, i flere studier 30,32,46,47. Mulige forklaringer på den høye variasjonen i reproduktiv produksjon inkluderer plastisitet i reproduktive strategier og / eller skift i prioriteringen av energiallokering48,49. Teknikker som muliggjør kolonispesifikke vurderinger av reproduktiv produksjon, som de som er beskrevet i dette eksperimentet, kan bidra til å identifisere miljømessige / genetiske drivere av reproduksjonskapasitet, relevant for vår forståelse av korallrekruttering (dvs. relevant for naturlig revets motstandskraft) og stamfiskforsyningspotensial (dvs. relevant for ex situ dyrking rettet mot å støtte korallrestaurering).

Vurderingen av reproduksjonstiming i dette eksperimentet viste at bare koloniene i "unfed 28 ° C" -behandlingen slapp larver betydelig tidligere enn kolonier i "matet 24 ° C" -behandlingen; Tidspunktet forble likt blant de andre behandlingene. Temperaturdrevet plastisitet i reproduktiv timing har blitt observert på tvers av flere korallarter, med avansert timing observert ved varmere temperaturer50,51,52. Dette skiftet i timing forklares sannsynligvis av den akselererte utviklingen av kjønnsceller og embryoer ved varmere temperaturer53, som under klimaendringer til slutt kan ha enten en adaptiv eller forstyrrende innflytelse på korallreproduksjon og rekruttering54,55,56. Eksperimenter som eksplisitt undersøker det mulige interaktive forholdet mellom fôring og temperatur på reproduktiv timing, kan gi en bedre forståelse av konsekvensene av tidsskift og kan også teste det praktiske ved å øke frekvensen av reproduktive sykluser for å forbedre ex situ akvakulturproduksjon.

Effektive ex situ fôringsteknikker er nødvendig for å gjennomføre kontrollerte eksperimenter som utforsker det potensielle interaktive forholdet mellom temperatur og fôring på korallreproduksjon. I dette eksperimentet ble korallkolonier matet i temperaturspesifikke fôringstanker ved 24 ° C og 28 ° C, og lignende mønstre i pre- og post-fôringstettheten av Artemia nauplii ble funnet på tvers av temperaturbehandlingene (dvs. lavere tetthet av Artemia nauplii etter fôring vs. forfôring). Dette indikerer tre viktige punkter: (1) temperaturbehandlingen så ikke ut til å påvirke helsen til Artemia nauplii; (2) korallkoloniens fôringshastigheter var omtrent de samme ved begge temperaturer; og (3) korallkoloniene konsumerte Artemia nauplii under fôringsøkter ved begge temperaturer (unntatt T0-tidspunktet, som kan indikere kolonistress når de akklimatiserer seg til eksperimentelle forhold). Det er viktig å påpeke at tolkningen av tetthetstrender mellom temperaturbehandlingene og over tid bare fungerer som en proxy-basert vurdering. Robust undersøkelse for å bekrefte fôring (f.eks. undersøkelse av tarminnhold57) og Artemia nauplii-fysiologi (f.eks. varmesjokkproteinuttrykk58) ville være nødvendig for å trekke endelige konklusjoner om fôringsmuligheten; En slik vurdering lå utenfor rammen av dette forsøket. Likevel, basert på eksperimentdataene kombinert med visuell bekreftelse under fôring, er vi sikre på at korallkoloniene i dette forsøket aktivt fôret under begge behandlingstemperaturene. Koraller kan vise kontrasterende responser på fôring ved høye temperaturer, med noen arter som viser en reduksjon og andre som viser en økning i fôringshastighet45. Derfor bør arts- og stedsspesifikk temperaturtoleranse tas i betraktning ved bestemmelse av fôringstemperaturer i fremtidige forsøk.

Fôrings- og kulturteknikkene som er beskrevet gir flere fordeler som søker å forbedre både kvaliteten på korallhelsen og levetiden til reproduksjon i ex situ akvakultur. Det overordnede målet som styrer denne beskrevne tilnærmingen var basert på å minimere potensielle kilder til korallstress. Til å begynne med ble behovet for direkte håndtering av korallkoloniene eliminert ved å bruke fiskelinjer til å henge korallene. Dette muliggjør effektiv bevegelse av kolonier mellom kultur og fôringstanker og muliggjør enkle og raske justeringer av koloniens posisjon (f.eks. forkorte eller forlenge fiskelinjen for å endre dybden på kolonien i tanken). I motsetning til kolonier som plasseres på et stativ eller i bunnen av en kulturtank, fremmer henging av koloniene vekst i alle dimensjoner, reduserer opphopningen av alger og skaper mer brukbar plass i tanken (f.eks. kan flere koraller henges vertikalt på en enkelt fiskelinje om nødvendig)59. I tillegg til å redusere behovet for energiske avveininger60, som kan bidra til å fremme langsiktig reproduksjon32, bidro de beskrevne fôringsteknikkene også til å redusere korallstress. Fôring i uavhengige tanker anbefales19,61 (i motsetning til direkte i kulturtankene) for å redusere korallenes eksponering for potensielt høye næringsnivåer, noe som kan være skadelig for korallhelsen og føre til rikelig algevekst62,63,64,65. Videre, hvis vannkvalitetsproblemer oppstår, kan vedlikehold og endring av vannet i fôringstankene gjøres enkelt uten å forstyrre korallkoloniene. Larveoppsamlingsbeholderne ble også designet med korallspenningsreduksjon i tankene, slik at kolonispesifikk reproduksjon kunne oppnås uten direkte håndtering eller behov for kultur i enkolonitanker. Å ha flere kolonier i store kulturtanker kan bidra til å forbedre reproduktiv levetid (spesielt i korallarter med blandede reproduksjonsmoduser49), som har vist seg å avta over tid i ex situ-systemer 66,67. I tillegg gir bruk av store plastflasker som larveoppsamlingsbeholdere larvene rikelig plass, noe som kan redusere setninger på selve oppsamlingsbeholderen; rask oppgjør kan være problematisk når små oppsamlingsbeholdere brukes (McRae og Lam, personlige observasjoner). Til slutt bruker disse ex situ fôrings- og kulturteknikkene materialer som er kostnadseffektive, enkle å lage og kan tilpasses i henhold til eksperimentspesifikke behov.

Hovedbegrensningene i de beskrevne fôrings- og kulturteknikkene inkluderer 1) en endelig grense for antall kolonier som kan dyrkes på grunn av krav til tankplass, 2) manglende evne til å standardisere reproduksjonsmodusen (seksuell vs. aseksuell) på grunn av at flere kolonier blir dyrket i samme tank, og 3) bruken av en enkelt art fra et enkelt revsted for å teste effekten av de beskrevne teknikkene. Fremtidig forskning vil ha nytte av å teste hvordan andre korallarter utfører ved hjelp av disse fôrings- og kulturteknikkene, samt å utforske bruken av andre mattyper for best å imøtekomme artsspesifikke diettbehov.

Avslutningsvis erkjennes det at kritikk av andre aktive intervensjoner68,69,70 sannsynligvis også gjelder for å fremme ex situ-kultur for reproduksjon av koraller, da de viktigste begrensningene (f.eks. skalerbarhet, genetisk mangfold) fortsatt er relevante. Likevel, i likhet med andre aktive intervensjoner, er ex situ korallkultur ikke ment å bli sett på som en enkelt løsning, men heller som en støttende tilnærming som bør utforskes sammen med meningsfulle klimaendringer. Gjennom bruk av de beskrevne teknikkene kan korallstress reduseres for å forbedre den reproduktive levetiden til en skleraktinsk korall, P. acuta, in ex situ akvakultursystemer, hvorfra koloniene (og deres avkom) kan bidra til forskning og restaureringsarbeid.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingen konkurrerende økonomiske interesser eller andre interessekonflikter.

Acknowledgments

Denne forskningen ble finansiert av departementet for vitenskap og teknologi (Taiwan), tilskuddsnummer MOST 111-2611-M-291-005 og MOST 111-2811-M-291-001.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Artemia cysts  Supreme plus NA Food source 
Chiller Resun CL650 To cool down water temperature if needed
Conductivity portable meter WTW Cond 3110 To measure salinity
Enrichment diets Omega NA Used in Artemia cultivation
Fishing line Super Nylon monofilament To hang the coral colonies
Flow motors Maxspect GP03 To create water flow
Heater 350 W ISTA NA Heaters used in tanks
HOBO pendant temperature logger Onset Computer UA-002-08 To record water temperature
LED lights Mean Well FTS: HLG-185H-36B NA
Light portable meter LI-COR LI-250A Device used with light sensor to measure light intensity in PAR
Light sensor LI-COR LI-193SA NA
Plankton net 100 µm mesh size Omega NA To collect larvae and artemia 
Primary pump 6000 L/H Mr. Aqua BP6000 To draw water from tanks into chiller
Propeller-type current meter KENEK GR20 Device used with propeller-type detector to measure flow rate
Propeller-type detector KENEK GR3T-2-20N NA
Stereo microscope Zeiss Stemi 2000-C  To count the number of artemia 
Temperature controller 1000 W Rep Park O-RP-SDP-1 To set and maintain water temperature

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019).
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , Springer. Cham, Switzerland. 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510 (2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830 (2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443 (2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -L., Mayfield, A. B., Fan, T. -Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988 (2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644 (2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956 (2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -B., Fan, T. -Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218 (2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976 (2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388 (2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362 (2019).
  36. Yeoh, S. -R., Dai, C. -F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. An R Companion to Applied Regression. Third edition. , SAGE Publications, Inc. Newbury Park, CA. (2019).
  41. Harell, F. E. Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27 (2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -Y., Dai, C. -F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -L., Weis, V. M., Fan, T. -Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906 (2014).
  52. Lin, C. -H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246 (2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200 (2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68 (2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466 (2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631 (2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399 (2020).

Tags

Fôringsteknikker Ex Situ Kultur Brooding Scleractinian Coral Pocillopora Acuta klimaendringer Reef nedbrytning Coral Culture Protocols helse og reproduksjon Broodstock Supply Restaurering Prosjekter Temperatur Effekter Fôring behandlinger Reproduktiv Output
Effektive teknikker for fôring og <em>ex situ-kultur</em> av en rugende skleraktinsk korall, <em>Pocillopora acuta</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lam, K. W., McRae, C. J., Liu, Z.… More

Lam, K. W., McRae, C. J., Liu, Z. T., Zhang, X. C., Fan, T. Y. Effective Techniques for the Feeding and Ex Situ Culture of a Brooding Scleractinian Coral, Pocillopora acuta. J. Vis. Exp. (196), e65395, doi:10.3791/65395 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter