Summary
Ce protocole décrit le modèle d’ischémie cérébrale focale transitoire chez la souris par occlusion intraluminale de l’artère cérébrale moyenne. De plus, des exemples d’évaluation des résultats sont présentés à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique et de tests comportementaux.
Abstract
L’AVC est l’une des principales causes de décès ou d’invalidité chronique dans le monde. Néanmoins, les traitements optimaux existants se limitent aux thérapies de reperfusion pendant la phase aiguë de l’AVC ischémique. Pour mieux comprendre la physiopathologie de l’AVC et développer des approches thérapeutiques innovantes, les modèles in vivo d’AVC chez les rongeurs jouent un rôle fondamental. La disponibilité d’animaux génétiquement modifiés a particulièrement favorisé l’utilisation de souris comme modèles expérimentaux d’AVC.
Chez les patients victimes d’un AVC, l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (ACM) est un phénomène fréquent. Par conséquent, le modèle expérimental le plus répandu implique l’occlusion intraluminale de l’ACM, une technique peu invasive qui ne nécessite pas de craniectomie. Cette procédure consiste à insérer un monofilament à travers l’artère carotide externe (ECA) et à le faire progresser à travers l’artère carotide interne (ICA) jusqu’à ce qu’il atteigne le point de ramification de l’ACM. Après une occlusion artérielle de 45 min, le monofilament est retiré pour permettre la reperfusion. Tout au long du processus, le flux sanguin cérébral est surveillé pour confirmer la réduction lors de l’occlusion et la récupération ultérieure lors de la reperfusion. Les résultats neurologiques et tissulaires sont évalués à l’aide de tests comportementaux et d’études d’imagerie par résonance magnétique (IRM).
Introduction
L’accident vasculaire cérébral est une maladie dévastatrice qui touche environ 15 millions de personnes dans le monde chaque année, selon l’OMS. Environ un tiers des patients succombent à la maladie, tandis qu’un autre tiers souffre d’une invalidité permanente. L’accident vasculaire cérébral est une pathologie complexe impliquant divers types de cellules, telles que les cellules immunitaires neurales et périphériques, le système vasculaire et les réponses systémiques1. Le réseau complexe de réactions déclenchées par un accident vasculaire cérébral au niveau du système ne peut actuellement pas être reproduit à l’aide de modèles in vitro . Ainsi, les modèles animaux expérimentaux sont essentiels pour approfondir les mécanismes de la maladie et pour développer et tester de nouvelles thérapies. À l’heure actuelle, la reperfusion tissulaire précoce est la seule intervention approuvée, soit par thrombolyse avec activateur du plasminogène de type tissulaire (tPA), soit par thrombectomieendovasculaire 1.
Les occlusions de l’artère cérébrale moyenne (ACM) sont fréquentes chez les patients victimes d’un AVC. Par conséquent, des modèles d’occlusion transitoire de MCA (tMCAo) chez les rongeurs ont été initialement développés chez le rat 2,3,4. De nos jours, les souris génétiquement modifiées sont les animaux les plus couramment utilisés dans les modèles expérimentaux d’AVC. Dans cette étude, nous décrivons un modèle mini-invasif de tMCAo intraluminal chez la souris. L’approche est réalisée par l’artère carotide au niveau du cou, sans craniectomie.
La durée de la période d’occlusion est un facteur critique qui détermine l’étendue de la lésion ischémique. Même de courtes occlusions de 10 minutes peuvent provoquer une mort neuronale sélective sans infarctus apparent, tandis que des occlusions plus longues, généralement d’une durée de 30 à 60 minutes, entraînent un certain degré d’infarctus cérébral. Contrairement aux branches proximales et distales de l’ACM qui alimentent le cortex et possèdent des collatérales, les artères lenticulo-striatales qui irriguent le striatum n’ont pas de collatérales5. En conséquence, il y a une plus grande réduction du flux sanguin dans le striatum que dans le cortex après tMCAo. Ainsi, les occlusions de 30 min ou moins affectent généralement le striatum mais pas le cortex, tandis que les occlusions plus longues, à partir de 45 min, génèrent souvent une lésion ischémique dans l’ensemble du territoire de l’ACM, y compris le striatum et le cortex dorsolatéral.
Pour assurer le bien-être des souris, nous administrons des analgésiques avant l’intervention et utilisons l’anesthésie pendant la chirurgie. Néanmoins, l’anesthésie peut potentiellement introduire des altérations artificielles dans la physiologie de la souris et affecter certaines mesures de résultats6. L’intervention chirurgicale, lorsqu’elle est effectuée par du personnel expérimenté, dure généralement environ 15 minutes pour induire le MCAo. Par la suite, la durée totale sous anesthésie dépend de la période d’occlusion. Pour les expériences où la minimisation de l’anesthésie est cruciale, une étape alternative de la procédure consiste à arrêter l’anesthésie pendant la période d’occlusion et à la limiter uniquement aux étapes chirurgicales d’insertion et de retrait du filament occlusant le MCA. Cette approche permet de réduire la durée de l’anesthésie et de minimiser ses effets artifiques potentiels sur le modèle expérimental 7,8. Par conséquent, la méthode d’induction de l’ischémie focale transitoire est présentée par occlusion intraluminale du MCA avec deux variantes : avec la souris anesthésiée pendant toute la période d’occlusion ou avec la souris éveillée pendant cette période. Dans les deux cas, une chirurgie simulée doit être réalisée en parallèle de l’intervention effectuée sur les souris ischémiques. De plus, des données sur l’évaluation des résultats sont fournies, mesurées par des tests comportementaux et une IRM à différents moments après la reperfusion. Enfin, les principaux facteurs à prendre en compte lors de la mise en œuvre de la procédure expérimentale sont discutés.
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Protocol
Le travail sur les animaux a été réalisé conformément aux lois catalane et espagnole (Real Decreto 53/2013) et aux directives européennes, avec l’approbation du Comité Esthétique d’Expérimentation Animale (CEEA) de l’Université de Barcelone et des organismes de réglementation locaux de la Generalitat de Catalunya. Les études sont rapportées conformément aux lignes directrices d’ARRIVE. Cette procédure est conçue pour être réalisée chez des souris adultes, à partir de l’âge de 8 semaines, sans limite d’âge. Des exemples d’intervention chirurgicale développée chez des souris C57BL/6 âgées de 10 à 12 semaines sont fournis ici. Les différences anatomiques en fonction de la souche de la souris doivent être prises en compte.
1. Préparation des animaux
- Avant de commencer l’intervention chirurgicale, rassemblez et stérilisez tout le matériel et les outils nécessaires. Installez la table d’opération avec tout le matériel chirurgical nécessaire (répertorié dans le tableau des matériaux).
- Anesthésier l’animal par inhalation d’isoflurane dans un mélange d’oxygène et de protoxyde d’azote (30%/70%).
- Administrer de la buprénorphine (voir le tableau des matériaux) par voie sous-cutanée à une dose de 0,05 mg/kg de poids corporel pour procurer une analgésie et soulager la douleur et l’inconfort.
REMARQUE : L’analgésie est obligatoire, mais différents protocoles sont acceptés. Les signes de douleur et d’inconfort doivent également être contrôlés pendant les premiers jours suivant l’ACM (voir étape 4). Appliquer des solutions correctives si nécessaire. - Placer l’animal dans une boîte d’induction d’anesthésie (voir le tableau des matériaux) avec 5 % d’isoflurane jusqu’à ce qu’il atteigne un état d’anesthésie profonde (perte de réflexe lors de la ponction de la patte et du réflexe oculaire).
- Positionnez la souris sur la table d’opération et diminuez le taux d’isoflurane à 1,5 %, délivré par le masque facial. Appliquez une pommade vétérinaire pour éviter la sécheresse oculaire pendant la procédure.
- Maintenir la température corporelle à 37 ± 0,5 °C contrôlée par une sonde rectale reliée à un coussin chauffant (voir le tableau des matériaux).
- Rasez la partie ventrale du cou et la tête (calvaria) avec un rasoir électrique. Enlevez soigneusement les débris de fourrure et désinfectez les zones de la peau trois fois en mouvements circulaires avec un désinfectant à base d’iode et d’alcool à 70%.
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2. Évaluation du débit sanguin cérébral (CBF) avec débitmétrie laser Doppler (LDF)
- À l’aide de ciseaux, faites une incision sur la peau de la tête, en direction de la suture sagittale, des oreilles jusqu’à la zone entre les yeux.
- Rétractez la peau et retirez le périoste sur le côté droit du crâne.
- Trouvez les coordonnées (2,5 mm latérales de Bregma) et fixez le support Doppler (voir tableau des matériaux) à l’aide de cyanoacrylate. Une fois la colle sèche, connectez la sonde Doppler et vérifiez que la lecture du signal est correcte.
3. Occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne (tMCAo)
- Retournez la souris en position couchée sur le dos et fixez-la à la table d’opération avec du ruban adhésif médical.
- Faites une incision médiane sur le cou. Tirez latéralement la peau et les glandes salivaires vers l’arrière à l’aide d’écarteurs (voir le tableau des matériaux) pour exposer le territoire carotidien.
- Identifier l’anatomie vasculaire de l’artère carotide commune (ACC), de l’ICA et de l’ECA, ainsi que les différentes artères qui en sont dérivées (maxillaire et linguale, thyroïde supérieure, occipitale et ptérygopalatine) (Figure 1A).
- Détachez les artères principales du tissu conjonctif adjacent afin qu’elles puissent être manipulées.
REMARQUE : Faites particulièrement attention à ne pas endommager les nerfs, en particulier le nerf vague, qui est parallèle à l’ACC. - Enroulez une suture de soie 6-0 (voir le tableau des matériaux) autour de l’ECA au niveau de la bifurcation maxillaire/linguale. Fixez fermement un nœud pour interrompre définitivement la circulation.
- Passez une deuxième suture autour de la même artère, entre le premier nœud et la bifurcation de l’ACC, et gardez ce nœud lâche.
- Placez un troisième fil autour du CCA et faites un nœud coulant qui peut être facilement dénoué.
REMARQUE : Cela peut également être effectué avec un clip vasculaire, mais le fil permet plus de mouvement et de flexibilité. A ce stade, il est possible d’observer une première diminution du CBF dans le signal LDF. - Placez une pince vasculaire (voir le tableau des matériaux) en interrompant la circulation sanguine de l’ICA.
- Faites une petite incision dans l’ECA, près de la zone où se trouve le nœud serré.
- Insérez le monofilament jusqu’à ce que le revêtement épais ait complètement pénétré dans la lumière artérielle.
- Serrez le deuxième nœud pour maintenir le monofilament à l’intérieur de l’artère et éviter que la pression exercée par le sang ne le pousse vers l’extérieur (Figure 1B).
- Retirez le clip vasculaire de l’ICA.
- Coupez l’ECA sous le premier nœud et faites pivoter la souche pour l’orienter dans la direction de l’ICA (Figure 1C).
- Faites avancer le monofilament via l’ICA jusqu’au point où le MCA se ramifie.
REMARQUE : L’occlusion se traduit par une chute brutale du flux sanguin dans la lecture du LDF. On considère qu’une occlusion est réussie lorsque la baisse du CBF est supérieure à 70 % par rapport à la valeur basale. Si les systèmes de mesure du CBF ne sont pas disponibles, le point d’occlusion peut être noté par la résistance à l’avancement, qui chez les souris adultes est généralement d’environ 11 mm de la bifurcation de l’ACC.- Si l’anesthésie est poursuivie pendant la période d’occlusion, surveillez la souris et gardez-la sous observation constante pendant 45 min.
- Dans le cas où la souris est réveillée pendant la période d’occlusion, suturez la peau du cou avec plusieurs points de suture. Sans débrancher la sonde LDF, placez la souris dans la boîte à température contrôlée, permettant la récupération après l’anesthésie.
REMARQUE : Il est courant que la souris présente un comportement d’encerclement spontané pendant cette période, ce qui indique une occlusion réussie. - Après 40 min, anesthésier à nouveau la souris en suivant les mêmes procédures d’anesthésie et de désinfection que celles indiquées aux points 1.4, 1.5 et 1.7. Replacez-le sur la table d’opération et retirez les points de suture du cou.
- Après 45 min d’occlusion, desserrez le nœud qui maintient le monofilament en place. Tirez lentement et doucement sur le filament et vérifiez que la recanalisation tissulaire se produit.
- Retirez le filament et serrez le nœud pour éviter la perte de sang.
- Défaire le nœud de l’ACC. Assurez-vous qu’il n’y a pas de dommages à la paroi artérielle.
- Retirez les écarteurs et repositionnez les muscles, les glandes et la peau. Suturez la peau (6-0) et appliquez un désinfectant.
- Débranchez la sonde Doppler et détachez le support. Suturer et désinfecter la peau de la tête.
- Pendant la période de récupération de l’anesthésie, laissez la souris dans une cage munie d’un chauffage pour maintenir la température. Gardez-le sous observation constante jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli de l’anesthésie. Une fois récupérée, la souris peut être replacée dans sa cage.
NOTE : Il est fortement recommandé d’utiliser un logement à enrichissement social. Cependant, ne mélangez jamais des souris opérées avec des souris non opérées dans la même cage sans aucune séparation physique afin d’éviter toute agression.
4. Soins postopératoires
- Surveillez périodiquement les animaux en suivant les procédures et les règlements établis conformément à la réglementation locale. Fournir un traitement analgésique selon le calendrier approprié pour minimiser la douleur après la chirurgie.
NOTA : Dans la présente étude, le même analgésique qu’au début de l’intervention (buprénorphine 0,05 mg/kg de poids corporel) a été appliqué 6 h et 24 h après la chirurgie. - Pratiquer l’euthanasie lorsque les paramètres de supervision l’indiquent, en suivant les protocoles approuvés par l’établissement.
- Surveillez quotidiennement le poids des animaux. Fournir de la nourriture molle aux animaux pendant les premiers jours suivant la chirurgie. De plus, hydratez-les par injection sous-cutanée de solution saline (200 μL) immédiatement après la chirurgie et périodiquement par la suite s’il est observé que la souris ne s’hydrate pas d’elle-même. Disposez la nourriture et l’eau de manière à ce qu’elles soient facilement accessibles à l’animal.
- Une fois l’étude in vivo terminée, anesthésiez les souris, euthanasiez-les et retirez le tissu cérébral pour une analyse histopathologique plus approfondie (si nécessaire).
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Representative Results
Il existe différentes approches pour évaluer le résultat de la procédure tMCAo. Des méthodes de neuroimagerie (IRM) in vivo et des tests comportementaux sont utilisés ici.
Les souris développent des lésions ischémiques dans le cerveau, affectant principalement le territoire alimenté par le MCA ipsilatéral à l’occlusion, comme le striatum et le cortex dorsolatéral. Plusieurs méthodes existent pour déterminer l’étendue de la lésion, notamment la coloration tissulaire au chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC), la coloration histologique (hématoxyline/éosine, acétate de thionine) et les modalités de neuroimagerie in vivo comme l’IRM. L’IRM a été choisie ici en raison de sa nature non invasive et de la possibilité d’utiliser le même tissu pour d’autres études, fournissant une évaluation complète de la lésion chez chaque souris. De plus, l’IRM permet des mesures répétées chez les mêmes animaux, ce qui augmente la reproductibilité des résultats et réduit souvent le nombre d’animaux requis pour une étude.
Le même protocole d’anesthésie avec l’isoflurane (induction 5 %, entretien 1,5 %) a été utilisé lors des séances d’IRM. Pour l’évaluation du volume de la lésion, une séquence rapide pondérée en T2 (écho de spin rapide T2w turbo RARE)9 a été utilisée pour minimiser le temps d’anesthésie de l’animal, ce qui est important lorsque des études longitudinales avec des acquisitions IRM à différents moments doivent être effectuées chez les mêmes souris. Cette procédure permet d’évaluer l’évolution de la lésion au fil du temps chez les mêmes animaux, et elle est très utile lorsqu’elle est appliquée pour des études de neuroprotection ou pour tester l’efficacité de médicaments, entre autres. Des expériences d’imagerie ont été menées sur un scanner animal horizontal de 7T. Les spécifications techniques de la séquence anatomique (peuvent différer en fonction de l’intensité du champ magnétique) : T2_TurboRARE ; 22 coupes coronales ; 0,5 mm d’épaisseur ; temps d’écho (TE) = 33 ms ; temps de répétition (TR) = 2336,39 ms. 2 moyennes. Angle de retournement, 90° ; champ de vision (FOV) = 20 mm x 20 mm, avec une taille de matrice de 256 x 256. La figure 2A montre un exemple représentatif d’images IRM de l’évolution des lésions chez la même souris, évaluées à 40 min, 6 h, 24 h et 48 h après reperfusion. La progression du volume de la lésion prend de quelques heures à environ deux jours. La quantification du volume de la lésion montre cette évolution dans le temps (Figure 2B).
Diverses échelles neurologiques ont été décrites pour évaluer la déficience neurologique causée par l’agression ischémique. Nous suggérons d’utiliser des tests neuroscore qui ont été largement décrits dans des manuscrits précédents. Par exemple, le test décrit en détail par Orsini et al. (2012)10 est recommandé.
Une grande variété de tests comportementaux sont disponibles, principalement pour détecter les différences dans les troubles des fonctions motrices et sensorielles. À cette fin, le test de résistance à l’adhérence et le test d’angle ont été utilisés. Le test de force de préhension est utilisé pour évaluer la fonction motrice. La force des membres antérieurs est mesurée à l’aide d’un appareil de mesure de la force de préhension connecté à un capteur de force numérique (voir le tableau des matériaux). La souris s’accroche à une barre horizontale avec les deux pattes avant tout en la tirant doucement vers l’arrière à travers la queue. La force maximale de la prise avant le relâchement des pattes avant est notée. Cinq essais par animal sont effectués, et la valeur principale est calculée après avoir exclu les valeurs maximales et minimales. Le test d’angle est utilisé pour détecter des anomalies unilatérales des fonctions sensorielles et motrices. L’appareil se compose d’un coin avec deux planches (30 cm × 20 cm × 1 cm) fixées avec un angle de 30° et une petite ouverture à l’extrémité. La souris est placée à mi-chemin face au coin. Lorsque la souris pénètre profondément dans le coin, les deux côtés des vibrisses sont stimulés ensemble. La souris se retourne ensuite pour faire face à l’extrémité ouverte. Au total, 10 essais sont effectués par animal, et les accompagnements choisis sont notés. 50 % des virages à gauche et à droite sont attendus dans des conditions physiologiques, tandis qu’une préférence pour la droite est attendue chez les souris avec le bon MCAo. Un essai est considéré comme valide lorsqu’un tour complet est réalisé ou lorsque la souris tourne la tête ≥ 90º. Les résultats sont affichés sous la forme d’un pourcentage de virages à droite (ipsilatéraux).
Les résultats représentatifs montrant la perte de force présentée par les souris 24h après la tMCAo mesurée par le test de force de préhension sont présentés (Figure 3A), ainsi que leur préférence pour se tourner vers le côté ipsilatéral de la lésion lorsqu’elles sont stimulées dans le test d’angle (Figure 3B). Effectuer des tests comportementaux le jour même de la chirurgie peut être moins précis car certains paramètres peuvent être altérés en raison de la proximité de l’anesthésie et de la période postopératoire.
Figure 1 : Représentation schématique de l’arbre vasculaire du cou (côté droit). (A) L’image montre les artères principales (artère carotide commune-CCA, artère carotide externe-ECA, artère carotide interne-ICA) et les différentes branches (artère ptérygopalatine ptère ; Artère occipitale Occ ; Artère thyroïdienne supérieure St ; Artères maxillaires et linguales Max/Lin). (B) Les premières étapes de l’intervention chirurgicale, avec la ligature de l’ACC par suture, la circulation de l’ICA est interrompue par une pince vasculaire et le monofilament est introduit via l’ECA. (C) Réorientation de l’ECA pour pousser le monofilament vers la zone d’occlusion. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Images IRM représentatives. (A) Les images T2-w de la même souris à différents moments après reperfusion montrent l’évolution de la lésion dans la phase aiguë. La zone touchée par l’infarctus augmente rapidement au cours des premières heures et subit peu de variations par la suite. (B) Evolution du volume de la lésion dans la phase aiguë après MCAo. Chaque barre représente la moyenne ± écart-type du pourcentage (%) du volume de la lésion. Le volume des lésions augmente significativement au cours des 24 premières heures suivant la reperfusion (*p = 0,0182 ; **p = 0,0088 ; ANOVA à 1 facturation/test de Kruskal-Wallis). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Tests comportementaux avant (basal) et 24 h après tMCAo (n = 16 souris). (A) Le test de force de préhension indique la force maximale (max.) par souris. (B) Le test de virage indique le pourcentage (%) de virages à droite. Les graphiques montrent les cases et les moustaches (valeurs minimales à maximales) par groupe, et les points correspondent à des souris individuelles (****p < 0,0001 ; Test de classement signé par paires appariées Wilcoxon). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
La procédure tMCAo intraluminale est le modèle le plus couramment utilisé d’ischémie cérébrale focale avec reperfusion dans la recherche fondamentale. À l’heure actuelle, les souris sont le modèle animal privilégié en raison de la disponibilité de souches génétiquement modifiées. Cependant, il est essentiel de reconnaître que les souris génétiquement modifiées et leurs antécédents génétiques peuvent avoir un impact sur la vascularisation du cerveau. La présence d’une circulation collatérale et d’anastomoses entre différents territoires artériels peut influencer de manière significative les résultats des procédures expérimentales11.
Lors de la réalisation de cette procédure, certains points cruciaux doivent être pris en compte. Les lésions peuvent survenir en dehors du territoire de l’ACM, affectant des zones comme l’hippocampe, le thalamus ou l’hypothalamus, généralement en raison de l’occlusion de l’artère communicante postérieure. De plus, un petit pourcentage de souris peut ne pas présenter d’infarctus apparent malgré une intervention chirurgicale apparemment réussie.
Plusieurs variables doivent être surveillées au cours de la procédure. Le développement de lésions cérébrales dépend directement de la sévérité de la baisse du débit sanguin cérébral (CBF) et de la durée de cette réduction 5,12. Pour suivre le CBF pendant le processus chirurgical et évaluer les changements de débit pendant l’occlusion et après la reperfusion, il est fortement recommandé d’utiliser des systèmes tels que LDF (Laser Doppler Flowmetry) ou Laser Speckleflowmetry 13,14. La durée de l’occlusion influe également sur l’étendue de la lésion, les occlusions d’une durée de 30 minutes ou moins affectant principalement le striatum et les occlusions de plus de 45 minutes, affectant également les régions du cortex alimentées par le MCA. Compte tenu des multiples facteurs de variabilité, il est essentiel d’établir des critères d’inclusion et d’exclusion avant le début de l’étude et de les signaler.
De plus, d’autres facteurs tels que la pression artérielle, la température corporelle et la glycémie peuvent affecter considérablement les résultats de l’AVC. Le maintien de souris sous anesthésie pendant l’occlusion peut avoir un impact sur des paramètres tels que la pression artérielle, l’excitabilité synaptique ou l’inflammation 6,15. Une autre option consiste à réveiller les animaux pendant l’occlusion.
L’anesthésie peut influencer la pression artérielle, qui à son tour affecte la taille de l’infarctus15. Le maintien d’une température corporelle adéquate est essentiel en raison des effets bien documentés de l’hypothermie et de l’hyperthermie sur l’ischémie cérébrale16. De plus, il a été démontré que l’hyperglycémie augmente les dommages ischémiques17. De plus, l’âge et le sexe sont des facteurs qui doivent être pris en compte lors de la conception des expériences et de l’analyse des résultats.
Au lieu d’être considérée comme un inconvénient, la multiplicité des facteurs doit être considérée comme un avantage, mais il est crucial d’enregistrer les variables et de tenir compte de la variabilité lors du calcul de la taille de l’échantillon. Les échecs dans la traduction des résultats de la recherche expérimentale à la pratique clinique peuvent être attribués, en partie, à des groupes expérimentaux sous-alimentés et à l’utilisation de modèles animaux qui ne représentent pas adéquatement les conditions pathologiques chez l’homme. En règle générale, des souris jeunes, en bonne santé, principalement des mâles, sont utilisées dans des modèles expérimentaux, mais celles-ci peuvent être augmentées pour étudier des souris présentant des comorbidités telles que l’hypertension, l’hyperglycémie ou l’hypercholestérolémie, ainsi que différents groupes d’âge et sexes.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Etude financée par la subvention PID2020-113202RB-I00 financée par le Ministerio de Ciencia e Innovación (MCIN)/Agencia Estatal de Investigación (AEI), Gobierno de España/10.13039/501100011033 et le Fonds européen de développement régional (FEDER). Une façon de faire l’Europe ». NCC et MAR ont bénéficié de bourses prédoctorales (PRE2021-099481 et PRE2018-085737, respectivement) financées par MCIN/AEI/ 10.13039/501100011033 et par le Fonds social européen (FSE) Investir dans votre avenir. Nous remercions Francisca Ruiz-Jaén et Leonardo Márquez-Kisinousky pour leur soutien technique. Nous remercions le soutien de l’installation d’imagerie IRM de l’Institut d’Investigation Biomèdiques August Pi i Sunyer (IDIBAPS). Le programme des Centres de Conscience de Catalogne (CERCA) de la Generalitat de Catalunya soutient l’IDIBAPS.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6/0 suture | Arago | Vascular ligatures | |
| 6/0 suture with curved needle | Arago | Skin sutures | |
| 9 mg/mL Saline | Fresenius Kabi | CN616003 EC | For hydration |
| Anaesthesia system | SurgiVet | ||
| Blunt retractors, 1 mm wide | Fine Science Tools | 18200-09 | |
| Buprenorfine | Buprex | For pain relief | |
| Clamp applying forceps | Fine Science Tools | S&T CAF4 | |
| Dumont mini forceps | Fine Science Tools | M3S 11200-10 | |
| Forceps | Fine Science Tools | 91106-12 | |
| Glue | Loctite | To stick LDF probe to the skull | |
| Grip Strength Meter | IITC Life Science Inc. | #2200 | |
| Isoflurane | B-Braun | CN571105.8 | |
| LDF Perimed | Perimed | Periflux System 5000 | |
| LDF Probe Holders | Perimed | PH 07-4 | |
| Medical tape | |||
| MRI magnet | Bruker BioSpin, Ettlingen, Germany | BioSpec 70/30 horizontal animal scanner | |
| Needle Holder with Suture Cutter | Fine Science Tools | 12002-14 | |
| Nylon filament | Doccol | 701912PK5Re | |
| Recovery cage with heating pad | |||
| Sirgical scissors | Fine Science Tools | 91401-12 | |
| Small vessel cauterizer kit | Fine Science Tools | 18000-00 | |
| Stereomicroscope and cold light | Leica | M60 | |
| Suture tying forceps | Fine Science Tools | 18025-10 | |
| Thermostat, rectal probe and mouse pad | Letica Science Instruments | LE 13206 | |
| Vannas spring scissors (4mm cutting edge) | Fine Science Tools | 15019-10 | |
| Vascular clamps | Fine Science Tools | 00396-01 |
References
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