En este artículo se presenta una metodología sencilla para que a largo plazo<em> Ex-ovo</em> Cultivo de embriones de aves. Esta técnica es ideal para la experimentación longitudinal que requiere la plena accesibilidad ópticos y / o transporte de estériles en embriones de aves.
Entender las relaciones entre factores genéticos y microambientales que impulsan el desarrollo embrionario normal y malformaciones es fundamental para el descubrimiento de nuevas estrategias terapéuticas. Los avances en tecnología de imagen han permitido a la investigación cuantitativa de la organización y la maduración de la estructura corporal, pero la morfogénesis embrionaria en una etapa posterior es menos clara. Embriones de pollo es un animal vertebrado atractivo sistema de modelo para esta aplicación debido a su facilidad de la cultura y la manipulación quirúrgica. Principios de los embriones pueden ser cultivadas por un corto tiempo en los anillos de papel de filtro, que permite el acceso completo óptico de patrones celulares y 1,2 destino estudios. El estudio de procesos avanzados de desarrollo tales como la morfogénesis cardíaca se realiza tradicionalmente a través de una ventana de la cáscara del huevo 3-5, pero esta técnica limita el acceso óptico debido a tamaño de la ventana. Anteriormente hemos desarrollado un método simple para la cultura embriones enteros ex ovo en el hexagonal pesar barcos de hasta 10 días, lo que permitió imágenes de alta resolución a través de la ecografía 6,7. Estos cultivos fueron difíciles de transportar, lo que limita los tipos de herramientas de imágenes disponibles para los experimentos en vivo. Presentamos aquí una mejora de caparazón sistema de cultivo con un costo-efectivo, cámara ambiental portátil. Los huevos estaban rotas en una hamaca, creada por una membrana de poliuretano (film transparente) fijado circunferencialmente a una taza de plástico llena parcialmente con agua estéril. Las dimensiones de la circunferencia y la profundidad de la hamaca fueron fundamentales para mantener la tensión de la superficie, mientras que la mecánica de la hamaca y el agua por debajo ayudado a amortiguar las vibraciones inducidas por el transporte. Un tamaño pequeño baño de agua circulante también fue desarrollado para permitir un control continuo de la temperatura durante la experimentación. Se demuestra la capacidad de cultivar los embriones de esta manera por lo menos 14 días sin defectos o retraso morfogénica y emplear este sistema en varias de microcirugía y aplicaciones de imágenes.
Acceso óptico y la experimentación en embriones de aves es un reto debido a las limitaciones de la cáscara del huevo. Ventanas limita de manera significativa el número de acceso para métodos de inyección y de microcirugía 8 microvasos. Como resultado de ello sólo embriones pueden ser manipulados y la observación continua no es posible. Los primeros ex-ovo culturas utilizando placas de Petri eran de uso limitado debido al control inadecuado de la tensión superficial sobre el embrión impedid…
The authors have nothing to disclose.
Material Name | Type | Company | Catalogue Number | Comment |
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Fertile white Leghorn chicken eggs | ||||
Model GB1, Avery Incubators, Hugo CO | ||||
Saran Wrap | ||||
Kimwipes | Kimberly-Clark, Inc. | |||
Rubber bands | ||||
Warm sterile water | ||||
9 oz plastic cup | ||||
100 mm diameter Petri dish | ||||
1602N thermal air | GQF Manufacturing CO, Savannah GA | |||
Fluorescein-conjugated dextran (2 MDa, 1% w/v in phosphate buffered saline) | Sigma Aldrich Inc. | |||
Microforge | Glassworx, Inc, St Louis MO | |||
Glass capillary tubes (0.75 mm ID) | ||||
Micromanipulator | World Precision Instruments, Sarasota FL | Model M3301L | ||
Fluorescent microscopy | Zeiss | Z20 | ||
Fine 55-forceps | World Precision Instruments, Sarasota FL | |||
10-0 nylon surgical suture | Ethicon | |||
Tubing | VWR | 1mm OD | ||
3 mL syringe | BD | |||
200 μL pipetter and pipette tips | VWR |