Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

تحليل الصرفي ذبابة الفاكهة اليرقات المحيطية الانشعابيات عصبون حسي والمحاوير استخدام الفسيفساء الوراثية

doi: 10.3791/3111 Published: November 7, 2011

Summary

الخلايا العصبية الحسية تشجر شجيري من

Abstract

تطوير النظام العصبي يتطلب مواصفات الصحيح للموقف الخلايا العصبية والهوية ، وتلتها دقيقة عصبون التنمية شجيري فئة محددة والأسلاك محواري. مؤخرا أصبحت شجيري تشجر (DA) الخلايا العصبية الحسية لنظام ذبابة الفاكهة اليرقات العصبي الطرفي (المحيطي) نماذج الوراثية القوية التي لتوضيح الآليات العامة على حد سواء ، وفئة محددة من تمايز الخلايا العصبية. هناك أربع فئات رئيسية DA الخلايا العصبية (I - IV) 1. أنها تتم تسمية من أجل زيادة تعقيد تغصن الشجرة ، ولها فئة محددة الاختلافات في التحكم الجيني للتمايز من 2-10. نظام DA الحسي هو نموذج عملي لتحقيق في الآليات الجزيئية وراء السيطرة على التشكل شجيري 11-13 للأسباب التالية : 1) أنه يمكن الاستفادة من الأدوات الجينية القوية المتاحة في ذبابة الفاكهة ، 2) الخلايا العصبية DA تغصن جذع ينتشر سوى 2 في أبعاد اسفل كلي بصرياع اليرقات بشرة مما يجعل من السهل تصور مع دقة عالية في الجسم الحي ، 3) التنوع في فئة محددة مورفولوجيا شجيري يسهل إجراء تحليل مقارن للعثور على السيطرة على العناصر الرئيسية في تشكيل الأشجار التغصنية بسيطة مقابل تشعبت للغاية ، و 4) شجيري جذع النمطية أشكال مختلفة من الخلايا العصبية DA تسهيل التحليلات الإحصائية morphometric.

DA نشاط الخلايا العصبية تعديل الناتج من مولد تنقل نمط المركزية اليرقات 14-16. DA الطبقات المختلفة والخلايا العصبية الحسية طرائق مختلفة ، وتفعيلها تثير استجابات سلوكية مختلفة 14،16-20. وعلاوة على فئات مختلفة ارسال التوقعات محواري نمطيا في النظام العصبي اليرقات ذبابة الفاكهة المركزي في الحبل البطني العصب (VNC) 21. إنهاء هذه التوقعات مع كل من تمثيل الطبوغرافية طريقة الخلايا العصبية الحسية وDA موقف في جدار الجسم من الحقل 7،22 شجيري، 23 عاما. ويمكن استخدام فحص بالتالي من الإسقاطات DA محواري لتوضيح الآليات الأساسية رسم الخرائط الطوبوغرافية 7،22،23 ، فضلا عن الأسلاك من الدوائر تنقل اليرقات تحوير بسيط 14-17.

نقدم هنا دليلا عمليا لتوليد وتحليل الفسيفساء الجينية 24 وسم الخلايا العصبية عبر MARCM DA (تحليل الفسيفساء مع خلية Repressible ماركر) 1،10،25 وFLP التدريجي 22،26،27 تقنيات (ملخصة في الشكل 1).

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1.Preparation الكواشف

  1. يعد الكالسيوم + + خالية HL3.1 28 المالحة.
    1. في ملي : 70 كلوريد الصوديوم ، 5 بوكل ، 20 MgCl 2 ، 10 NaHCO 3 و 5 HEPES ، والسكروز 115 ، وطرهالوز 5 ؛ الهيدروجيني 7.2. تعقيم وتصفية المحل في 4 درجات مئوية.
      ملاحظة : الكالسيوم + + خالية حل يمنع تقلص العضلات أثناء تشريح.
  2. جعل بولي - L - يسين (PLL) coverslips.
    1. تذوب في الماء 100mg PLL 4.2ml وجعل aliquots 300μl في أنابيب إيبندورف والتجميد في -20 درجة مئوية.
    2. قبل coverslips طلاء ، أذاب أولا قسامة ، وجعله يصل إلى 10ML في DDH 2 O وإضافة 20μl كوداك فوتو فلو ؛ تركيز PLL النهائي هو 0.7 ملغ / مل.
    3. coverslips ليغرق في حل 30mins PLL ، لإزالة والجافة ، لفترة وجيزة ثم يشطف بالماء والجافة. كرر مرتين. تعامل coverslips مشاركة حوالي شهر واحد.

2. الوراثية الصلبان

  1. Tس تولد الحيوانات المستنسخة MARCM. هنا هو المثال عبر استخدام برنامج لعموم DA 11،27 :
    س FRT2A hsFLP ؛ Gal4 109 (2) 80 ، UAS - mCD8 : GFP ؛ الحوض ، Gal80 FRT2A/SM5-TM6B
  2. لتوليد FLP التدريجي الحيوانات المستنسخة. هنا هو المثال عبر استخدام IV - فئة محددة سائق (8) :
    PPK - X Gal4 YW ، hsFLP ؛ UAS - FRT - CD2 ، ذ + للتوقف FRT - mCD8 : GFP

3. جمع الأجنة

  1. إبقاء الصلبان ذبابة الفاكهة في زجاجة جمع عند 25 درجة مئوية ، وجمع الأجنة على آغار عصير التفاح نشر 29 لوحة مع طبقة رقيقة من معجون الخميرة 30،31.

4. الحرارة العلاج بالصدمة للأجنة

  1. مكان لوحة فارغة في المعارضة لوحة عصير التفاح أغار عليها التي زرعت الأجنة. ختم حول هذه اللوحات مع اثنين Parafilm (الشكل 2).
  2. الصدمة الحرارية خلال ال يغرقاللوحة الإلكترونية في حمام مائي وأنه عقد لأسفل باستخدام وزن المعدن.
  3. للأجنة MARCM
    1. مبلل جمع الأجنة ل2H واحتضان في 10cm طبق بتري محاطة الأنسجة عند درجة 25 ل2H إضافية.
      ملاحظة : ضبط بروتوكول الصدمة الحرارية يغير من التردد التي يتم إنشاؤها استنساخ.
    2. لعدد أصغر من الحيوانات المستنسخة ، وذلك بهدف عزل الخلايا العصبية واحد ، والصدمة الحرارية يغرق في حمام مائي ل1H في 38 درجة مئوية.
    3. لعدد أكبر من الحيوانات المستنسخة ، والصدمة الحرارية لل45mins عند 38 درجة مئوية ، في استرداد RT 30mins ، ثم الصدمة الحرارية مرة أخرى ل30mins إضافية.
  4. جمع FLP التدريجي للأجنة 24H ، والصدمة الحرارية ل1H في 38 درجة مئوية.

5. الكشف عن الحيوانات المستنسخة

  1. بعد الصدمة الحرارية ، وإزالة غطاء محكم الترتيب المياه ووضع لوحة آغار عصير التفاح في طبق بتري 10cm تحيط بها الأنسجة مبلل. ثقافة الأجنة واليرقات لاحقة عند 25 درجة مئوية حتى يهيمون على وجوههمجي 3 الثالثة طور مرحلي.
    ملاحظة : لقد ثبت أن ظروف التربية والتغذية بشكل خاص ، لتغيير DA مورفولوجيا الشجرة شجيري 32،33. تأكد من أن اليرقات المتزايد في الحصول على عجينة الخميرة في جميع الأوقات ، ورصد وتجديد الخميرة لصق كما هو مطلوب.
  2. من هذه النقطة فصاعدا في البروتوكول ، والتعامل معها برفق باستخدام ملقط يرقات الحشرات.
  3. لفترة وجيزة وبلطف شطف اليرقات في مياه الحنفية ، ثم وضع على لوحة آغار.
    ملاحظة : هذه الخطوة تقلل الخلفية لصناعة السيارات في مضان من الغذاء أو الأوساخ على سطح اليرقات.
  4. دراسة اليرقات تحت المجهر مضان قوية تشريح. تحديد اليرقات مع GFP إيجابية الخلايا العصبية / الخلايا في جدار الجسم.

6. التصوير في الجسم الحي من التشعبات

  1. اليرقة إلى مكان هبوط الشريحة الزجاجية مع نقطة من الجلسرين 80 ٪. وضع ساترة على الشريحة لشل حركة اليرقة. ضمان عدم وجود الهواء لا تزال قائمة بين اليرقة وcoversli للص
  2. دفع برفق ساترة للفة اليرقة للسماح التصور من الخلايا العصبية في المصالح. صورة mCD8 : GFP المسمى جذع شجيري عبر المجهري متحد البؤر.

7. اليرقات تشريح

ملاحظة قبل البداية : DA التشعبات العصبيه تتحلل بسرعة بعد بدء تشريح. تشريح كل يرقة الفردية في أقل من 5min لضمان حسن تغصن التشكل.

  1. تشريح 3 تجول اليرقات طور مرحلي الثالث على طبق من ذهب كما هو موضح سابقا Sylgard 34 مع التعديلات التالية :
    1. لتصوير محوار DA مصطلحات عصبون ، تأكد من أن الجهاز العصبي المركزي سليمة وليست مقطوعة الأعصاب قطعي. بعد فتح اليرقات ، وأول خفض بعناية اتصالات القصبة الهوائية لجدار الجسم بلطف ثم إزالة الأمعاء بأكملها.
    2. إذا كان التصوير التشعبات وحدها ، إزالة الجهاز العصبي المركزي للسماح للتملق في تصاعد مستمر.

8. Fixatايون ومنع اليرقات من شرائح

  1. مع اليرقة لا تزال معلقة على لوحة Sylgard ، بإصلاحه في PFA 4 ٪ في برنامج تلفزيوني عن 20mins في RT على شاكر الدورية بلطف.
  2. إزالة آثار لأنسجة اليرقات (الدهون في الجسم والقصبة الهوائية ، الخ.) بعد التثبيت.
  3. يغسل في PBST (PBS بنسبة 0.1 ٪ تريتون X - 100) 10mins 3X على لوحة Sylgard وشاكر. إذا كان فحص مصطلحات محوار ، والحفاظ على فيليه على لوحة Sylgard. (إذا التشعبات تلطيخ فمن الممكن لنقل اليرقات إلى شرائح أنبوب 0.5 مل في هذه الخطوة 34)
  4. كتلة اليرقات في ل20mins RT 5 ٪ في المصل الحمار العادي (NDS) في PBST على شاكر.

9. تلطيخ شرائح اليرقات

  1. إزالة الحجب والحل في احتضان الضد الأساسية (في 5 ٪ NDS / PBST) بين عشية وضحاها في 4 درجة مئوية في وعاء صغير محاط تثبرور مبلل الأنسجة.
  2. إزالة الأنابيب من 4 درجات مئوية ، واحتضان ساعة إضافية في RT.
  3. يغسل 10mins 6X في PBST. إضافة antib الثانويةody (في 5 ٪ NDS / PBST) ، وغطاء لمنع الصور تبيض fluorophore 34.
  4. إما في احتضان RT لمدة ساعتين ، أو بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية تليها ساعة واحدة في RT.
  5. غسل 10mins اليرقات في PBST 6X ، والشروع في التركيب.

10. تصاعد شرائح اليرقات لفحص جذع تغصن

  1. كل جبل فيليه كما شقة ممكن اليرقات باستخدام مقص أو مشرط تشريح بقطع الرأس (بما في ذلك الفم السنانير) والخلفي (بما في ذلك spiracles) 34.
  2. وضع فيليه اليرقات على الشريحة إهاب من جانب إلى أسفل ، في جبل الجلسرين 80 ٪ ، وختم على جانبي مع طلاء الأظافر ساترة لجبل 'سريع' 34.
  3. لتصاعد دائم وصورة أكثر وضوحا
    1. وضع اليرقات فيليه تشريح العضلات الجانب السلبي على قطرة من برنامج تلفزيوني على PLL ساترة ، وسوف تنضم سريعا إلى ساترة.
    2. إزالة كسائل أكبر قدر ممكن بعد تصاعد مستمر ، وhoweveص لا اتركه حتى يجف تماما.
    3. اتخاذ ساترة (مع فيليه اليرقات المرفقة) من خلال سلسلة الايثانول : الإيثانول 35 ٪ ، يليه بنسبة 50 ٪ ، 70 ٪ ، 95 ٪ ، وأخيرا 2X الإيثانول بنسبة 100 ٪ لكل 10 دقائق (ينبغي تغيير 2 حل EtOH 100 ٪ في كثير من الأحيان ) ، وأخيرا ، يغسل 2 - 3X 10mins في الزايلين.
    4. وضع قطرة من mountant DPX (Distyrene الزيلين تلدين) على شريحة نظيفة ووضع بعناية من جانب شرائح ساترة لأسفل على أعلى. نضع في الظلام ، والانتظار ليوم واحد لضبط DPX قبل التصوير.

11. تصاعد شرائح اليرقات لدراسة مصطلحات محوار

  1. الحفاظ على الأعصاب القطعي بين تشغيل الجهاز العصبي المركزي والمحيطي سليمة أثناء التثبيت ، التشريح ، والتلوين للسماح للبحث عن المفقودين من محاور عصبية من الخلايا العصبية الحسية المحيطية جسم الخلية إلى فنك.
  2. كل جبل اليرقات فيليه إهاب ، الجانب السلبي في الجلسرين 80 ٪ في شريحة الاكتئاب. تتبع محاور عصبية من خلايا الجسم إلى DAVNC تحت المجهر متحد البؤر. ملاحظة : الخلايا العصبية في الجهاز العصبي المحيطي كل قطعة مشروع جدار الجسم إلى الجزء وما شابه ذلك من فنك.

12. ممثل النتائج :

وتظهر نتائج ممثلة في الأرقام 3-5. التين. 3 يبين الشجرة بأكملها من الخلايا العصبية دا الطبقة الرابعة ، التي احتلتها في الجسم الحي تحت المجهر متحد البؤر. التين. 4 يظهر قرب جزء من جذع تغصن من الخلايا العصبية المسماة immunohistochemically من الدرجة الثالثة التي لم يحدد بشكل صحيح للحفاظ على شكلها. وأقحم المرتبطة يظهر تدهور التي يمكن أن تحدث بعد تشريح ناجحة والتثبيت (كلاهما ملطخة مكافحة GFP الضد). التين. 5 معارض واحد صول الطبقة الرابعة محور عصبي في الجهاز العصبي المركزي (مكافحة GFP ، والأخضر) ، كلها مصطلحات الطبقة الرابعة المشارك ملطخة مكافحة CD2 (قرمزي).

الشكل 1
الشكل 1 نظرة عامة على البروتوكول. أ) جمع والأجنة ثم حرارة الصدمة. ب) حدد اليرقة مع استنساخ الخلايا العصبية GFP - DA إيجابية ، ومن ثم صورة GFP المسمى تغصن الشجرة في يرقة حية. ج) تشريح يرقة ، ومن ثم وصمة عار في immunohistochemically فيليه. د) وجبل فيليه الملون ، ثم صورة الشجرة شجيري والإسقاطات محواري من استنساخ الخلايا العصبية DA.

الشكل 2
الشكل 2 إعداد لوحة عصير التفاح أغار من الصدمة الحرارية. تأخذ لوحة (أبيض السهم ، أ ب) ، إضافة إلى طبق بتري الثاني على أعلى (السهم الأحمر ب) وختم حولها مع Parafilm (السهم الأزرق ، ب).

الشكل 3
الرقم 3 في الصورة الحية من جذع تغصن من mCD8 : GFP المسمى استنساخ MARCM (كما هو الحال في النمط الجيني 2.1) وهو ما يمثل الدرجة الرابعة (v'ada) الخلايا العصبية لاليرقة 3 طور مرحلي الثالثة. شريط المقياس 50μm.

d/3111/3111fig4.jpg "/>
الشكل 4 mCD8 : GFP المسمى MARCM استنساخ الخلايا العصبية من الدرجة الثالثة (ddaA) ملطخة مكافحة GFP الأضداد ، وتبين بعد تشريح مورفولوجية جيدة وناجحة التثبيت (الخضراء). وأقحم تدهور تغصن معارض (السهام البيضاء) التي تحدث بعد تشريح ناجحة والتثبيت (قرمزي). شريط المقياس 25μm.

الشكل 5
الشكل 5 3 والثالثة طور مرحلي اليرقات VNC. تم الكشف عن استنساخ FLP التدريجي من محطة واحدة من الدرجة السادسة محوار (vdaB) (كما هو الحال في النمط الجيني 2.2) استخدام الألغام المضادة للGFP الأضداد (الخضراء). مكافحة CD2 جميع التسميات الصف الرابع مصطلحات (قرمزي). شريط المقياس 25μm.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

ويرقات ذبابة الفاكهة نموذجا عصبون DA يوفر نظام واحد وراثية ممتازة للتحقيق في الآليات التي تحكم مورفولوجيا الخلايا العصبية وتشكيل الدائرة. يستخدم عادة لوضع العلامات وMARCM لتوليد متحولة DA استنساخ الخلايا العصبية. لMARCM نستخدمها إما لعموم العصبية (مثل Gal4 C155) أو الخلايا العصبية DA - محددة السائق. باستخدام برنامج عموم العصبية فمن الممكن استخدام العديد من الأسهم مباشرة على نطاق واسع من المراكز مساهمة عامة. ومع ذلك ، يمكن استخدام برنامج تشغيل DA - عصبون محددة يمكن أن يكون مفيدا لأنه لن يتم إنشاء استنساخ ملحوظ في الجهاز العصبي المركزي ، واستنساخ مثل هذه قد تعقد تحليل مصطلحات DA محواري. ويمكن الاطلاع على قائمة استخداما خطوط Gal4 DA - محددة في شيمونو وآخرون (2009) 27. قد FLP التدريجي مفيدا بشكل خاص عند المحققين يرغبون في الوقت نفسه أعرب عن ectopically الجين باستخدام نظام ثنائي Gal4 UAS - 35 و مورفولوجيا الخلايا العصبية في قياس واحد وصفت. بالإضافة إلى التصوير ويمكن استخدام البروتوكولات المعروضة هنا عندما يتم وضع علامة الخلايا العصبية باستخدام نظام DA - Gal4 UAS 35 وحدها.

إذا كانت جيدة الفلورسنت مجهر تشريح غير متوفر ، فمن الممكن لتحديد اليرقة تحمل الحيوانات المستنسخة باستخدام على المجهر الفلورسنت العادية وهدفا مع مسافة طويلة في العمل. خلال التصوير الحي للجذع تغصن (القسم 6) ونحن شل اليرقة فقط من خلال قوة الهبوط التي تبذلها ساترة. ويمكن في التكيف مع هذا البروتوكول للمحققين أيضا استخدامات أخرى لشل حركة اليرقات من خلال التخدير 36،37.

خلال تلطيخ immunohistological ، ونحن عموما استخدام مكافحة GFP أو معادية للCD8 ، لوصفها الخلايا العصبية. FLP التدريجي في التجارب المضادة للاحتفال بالإضافة إلى ذلك يمكن CD2 جميع الخلايا العصبية في الخط الذي يستخدم برنامج تشغيل Gal4 نشطة (الشكل 5). عند دراسة DA المحطات محواري في فنك ، قد وضع العلامات المضادة للFasciclin2 الضد أن تستخدم لتسليط الضوء على مساحات محوار المعالم 7،22،38.

"jove_content"> عند تأسيس هذه التقنيات في البداية ، لاحظ أن الظروف يمكن أن يغير ثقافة الفقراء مورفولوجيا الخلايا العصبية 32. علاوة على ذلك ، سوف DA التشعبات العصبية ، لا سيما تلك التي من الدرجة الثالثة والدرجة الرابعة ، تتحلل بسرعة بعد بداية تشريح. نقترح تشريح وتحديد اليرقة بشكل فردي. يجب تثبيت تحدث داخل 5mins التشريح بدء لضمان صيانة جيدة للتغصن التشكل. أخيرا ، فإن تصاعد اليرقات كما شقة ممكن المساعدات إلى حد كبير التحليل morphometric اللاحقة.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

Acknowledgments

الكتاب أشكر بتبريد للتمويل. ونحن نشكر أيضا Cagri Yalgin ، Delandre كارولين باريش وجاي لاجراء مناقشات حول بروتوكولات الوراثية والمناعية.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
SZX16 fluorescence dissection microscope (with GFPHQ filter) Olympus Corporation SZX16
Live Insect Forceps Fine Science Tools 26030-10
26mm x 76mm depression slide glass Toshinriko Co. T8-R004
Sylgard 184 (or Silpot 184) Dow Corning 3097358-1004
Poly-L-lysine Sigma-Aldrich P-1524 This product has proven most effective
DPX mounting medium Sigma-Aldrich 44581
Rabbit anti-GFP Invitrogen A-11122 Dilution 1:500
Rat anti-CD8 Caltag 5H10 Dilution 1:200
Mouse anti-CD2 AbD Serotec MCA443R Dilution 1:700
Mouse anti-Fasciclin2 DSHB 1D4 Dilution 1:10

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
  2. Crozatier, M., Vincent, A. Control of multidendritic neuron differentiation in Drosophila: the role of Collier. Dev Biol. 315, 232-242 (2008).
  3. Hattori, Y., Sugimura, K., Uemura, T. Selective expression of Knot/Collier, a transcriptional regulator of the EBF/Olf-1 family, endows the Drosophila sensory system with neuronal class-specific elaborated dendritic patterns. Genes Cells. 12, 1011-1022 (2007).
  4. Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
  5. Sugimura, K., Satoh, D., Estes, P., Crews, S., Uemura, T. Development of morphological diversity of dendrites in Drosophila by the BTB-zinc finger protein abrupt. Neuron. 43, 809-822 (2004).
  6. Li, W., Wang, F., Menut, L., Gao, F. B. BTB/POZ-zinc finger protein abrupt suppresses dendritic branching in a neuronal subtype-specific and dosage-dependent. 43, 823-834 (2004).
  7. Zlatic, M., Landgraf, M., Bate, M. Genetic specification of axonal arbors: atonal regulates robo3 to position terminal branches in the Drosophila nervous system. Neuron. 37, 41-51 (2003).
  8. Grueber, W. B., Ye, B., Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Dendrites of distinct classes of Drosophila sensory neurons show different capacities for homotypic repulsion. Curr Biol. 13, 618-626 (2003).
  9. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Different levels of the homeodomain protein cut regulate distinct dendrite branching patterns of Drosophila multidendritic neurons. Cell. 112, 805-818 (2003).
  10. Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. hamlet, a binary genetic switch between single- and multiple- dendrite neuron morphology. Science. 297, 1355-1358 (2002).
  11. Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
  12. Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
  13. Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
  14. Hughes, C. L., Thomas, J. B. A sensory feedback circuit coordinates muscle activity in Drosophila. Mol. Cell. Neurosci. 35, 383-396 (2007).
  15. Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington's Disease-Like Model. J Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
  16. Song, W., Onishi, M., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Peripheral multidendritic sensory neurons are necessary for rhythmic locomotion behavior in Drosophila larvae. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 5199-5204 (2007).
  17. Hwang, R. Y. Nociceptive neurons protect Drosophila larvae from parasitoid wasps. Curr Biol. 17, 2105-2116 (2007).
  18. Xiang, Y. Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall. Nature. 468, 921-926 (2010).
  19. Cheng, L. E., Song, W., Looger, L. L., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The role of the TRP channel NompC in Drosophila larval and adult locomotion. Neuron. 67, 373-380 (2010).
  20. Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19, 799-806 (2009).
  21. Hafer, N., Schedl, P. Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster. J. Vis. Exp. (1), e85-e85 (2006).
  22. Grueber, W. B. Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology. Development. 134, 55-64 (2007).
  23. Merritt, D. J., Whitington, P. M. Central projections of sensory neurons in the Drosophila embryo correlate with sensory modality, soma position, and proneural gene function. J Neurosci. 15, 1755-1767 (1995).
  24. Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
  25. Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22, 451-461 (1999).
  26. Wong, A. M., Wang, J. W., Axel, R. Spatial representation of the glomerular map in the Drosophila protocerebrum. Cell. 109, 229-241 (2002).
  27. Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural Dev. 4, 37-37 (2009).
  28. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
  29. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Drosophila Protocols. Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2000).
  30. Kaczynski, T. J., Gunawardena, S. Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (46), e2150-e2150 (2010).
  31. Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures. J Vis Exp. (2009).
  32. Medina, P. M., Swick, L. L., Andersen, R., Blalock, Z., Brenman, J. E. A novel forward genetic screen for identifying mutations affecting larval neuronal dendrite development in Drosophila melanogaster. Genetics. 172, 2325-2335 (2006).
  33. Mirouse, V., Swick, L. L., Kazgan, N., St Johnston, D., Brenman, J. E. LKB1 and AMPK maintain epithelial cell polarity under energetic stress. J Cell Biol. 177, 387-392 (2007).
  34. Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. 25, e1108-e1108 (2009).
  35. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  36. Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
  37. Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y., Goodman, C. S. Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila. Neuron. 22, 719-729 (1999).
  38. Landgraf, M., Sanchez-Soriano, N., Technau, G. M., Urban, J., Prokop, A. Charting the Drosophila neuropile: a strategy for the standardised characterisation of genetically amenable neurites. Dev Biol. 260, 207-225 (2003).
تحليل الصرفي<em> ذبابة الفاكهة</em> اليرقات المحيطية الانشعابيات عصبون حسي والمحاوير استخدام الفسيفساء الوراثية
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111, doi:10.3791/3111 (2011).More

Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111, doi:10.3791/3111 (2011).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter