Summary
Es wird ein Verfahren zur Manipulation der Aktivität der zerebralen kortikalen Pyramidenzellen optogenetically während das Elektroenzephalogramm, Elektromyogramm, und zerebrale Laktatkonzentration überwacht werden beschrieben. Experimentelle Aufnahmen werden auf Kabel-tethered Mäusen durchgeführt, während sie spontane Schlaf / Wach-Zyklen. Optogenetische Ausrüstung wird in unserem Labor zusammengebaut; Kontrollgerät ist kommerziell erhältlich.
Abstract
Obwohl das Gehirn macht weniger als 5% des Körpers Massenteile, nutzt sie etwa einem Viertel der Glucose durch den Körper in Ruhe 1 verwendet. Die Funktion des non rapid eye movement sleep (NREMS), der größte Teil der Schlaf durch die Zeit, ist ungewiss. Allerdings ist ein herausragendes Merkmal der NREMS eine signifikante Reduktion der Rate der zerebralen Glucoseverwertungsstörungen relativ zu Wachheit 2-4. Diese und andere Erkenntnisse haben zu der weit verbreiteten Meinung, dass der Schlaf eine Funktion im Zusammenhang mit zerebralen Metabolismus dient geführt. Dennoch bleiben die zugrunde liegenden Mechanismen der Reduktion des zerebralen Glukosestoffwechsels während NREMS aufgeklärt werden.
Ein Phänomen, das mit NREMS zerebralen Stoffwechsel auswirken könnten einhergeht, ist das Auftreten der langsamen Wellen, Schwingungen mit Frequenzen von weniger als 4 Hz, im Elektroenzephalogramm 5,6. Diese langsame Wellen auf der Ebene des Schädels oder zerebraler kortikalen Oberfläche detektiert spiegeln dieSchwingungen des zugrunde liegenden Neuronen zwischen einem depolarisiert / up Staat und einem hyperpolarisierten / down Zustand 7. Während der ausgeschaltete Zustand, noch nicht erfahren Zellen Aktionspotentiale bei Intervallen von bis zu einigen hundert Millisekunden. Restaurierung von ionischen Konzentrationsgradienten im Anschluss an Aktionspotentiale stellt eine bedeutende metabolische Belastung der Zelle 8, Fehlen von Aktionspotentialen während sich Staaten mit NREMS verbunden sein mit einem verminderten Metabolismus relativ zu wecken beitragen.
Zwei technische Herausforderungen mussten, damit diese hypothetische Beziehung zu testenden adressiert werden. Zuerst war es notwendig, cerebralen Metabolismus glykolytischen mit einer zeitlichen Auflösung reflektierenden der Dynamik des zerebralen EEG messen (das heißt über Sekunden statt Minuten). Dazu maßen wir die Konzentration von Lactat, das Produkt der aerobe Glycolyse und daher ein Auslesen der Geschwindigkeit des Glukosemetabolismus in den Gehirnen der Mäuse. Lactatgemessen mit einem Lactatoxidase basierte Echtzeit-Sensor im frontalen Kortex eingebettet. Der Sensormechanismus aus einem Platin-Iridium-Elektrode durch eine Schicht aus Lactatoxidase Moleküle umgeben. Metabolismus von Lactat von Lactatoxidase produziert Wasserstoffperoxid, die einen Strom erzeugt in der Platin-Iridium-Elektrode. So ein Hochfahren der zerebralen Glykolyse gibt einen Anstieg in der Konzentration des Substrats für Lactat-Oxidase, die dann in erhöhten Strom an der Meßelektrode reflektiert wird. Es war darüber hinaus notwendig, diese Variablen zu messen, während die Manipulation der Erregbarkeit der Hirnrinde, um diese Variable von anderen Facetten NREMS isolieren.
Wir entwickelten ein experimentelles System zur gleichzeitigen Messung der neuronalen Aktivität über den elecetroencephalogram, Messung der glykolytischen Fluss über einen Biosensor Lactat, und Manipulation von zerebralen Kortex neuronale Aktivität über optogenetische Aktivierung pyraMIDAL Neuronen. Wir haben dieses System genutzt werden, um die Beziehung zwischen Schlaf-bezogenen EEG-Wellenformen und die Moment-zu-Moment Dynamik der Laktat-Konzentration in der Großhirnrinde zu dokumentieren. Das Protokoll kann für jeden einzelnen an einem Studium Interesse nützlich, in frei verhalten Nagetiere, die Beziehung zwischen neuronaler Aktivität bei der zellulären Ebene und elektroenzephalographischen Energetik innerhalb des Gehirns gemessen.
Protocol
Ein. Chirurgische Vorbereitung der Tiere
Ein. Experimentelle Fächer
Verwenden Mäuse der B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J transgenen Linie 9; JAX Stamm # 7612) oder andere Mäuse Exprimieren des blauen lichtempfindlichen Kationenkanal, Channelrhodopsin-2, des zerebralen kortikalen Neuronen. Anwendung von blauem Licht zur Hirnrinde des B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J transgenen Linie bewirkt, dass die pyramidalen Neuronen exprimieren Channelrhodopsin-2 zu depolarisieren und dort einer Aktionspotentiale 9,10. Als Folge der pyramidenförmigen Zellaktivierung werden lokale Interneuronen aktiviert, und der Änderung des Potentials an Neuronen ausserhalb des Stimulation 10 propagiert. Durchführung von Operationen unter sterilen Bedingungen unter Einhaltung der gültigen Richtlinien: Autoklaven chirurgische Werkzeuge und Softpacks (OP-Feld, Gaze-Pads), heiße Perle sterilisieren alle hitzeverträglich implantierten Metall-Geräte (Kanülen, Schrauben und Drähte)für 30-sec; Desinfizieren Wärme-intolerant implantierbare Geräte (LWL-Kabel, Kunststoff-Stecker) mit einem 10-Sekunden-Dip in Ethanol; Schlag Ethanol getaucht Artikel trocken Anwendung von Druckluft aus der Dose.
2. Anästhesie, Stereotaktische Platzierung und Abstand von Skull
Verwenden Sie die IMPAC 6 Integrierte Multi Patient (Vet Equip Inc)-System, um die Maus zu betäuben. Verwenden Sie 5% Isoflurane/95% Sauerstoff für die Induktion und 3% Isoflurane/97% Sauerstoff für die Wartung während der Operation. Platzieren des Tieres auf einem Umluft-Wasser Decke eingestellt auf 37 C. Es ist nicht erforderlich, um die Körpertemperatur zu überwachen, wenn die Decke auf dieser Temperatur gehalten wird.
3. Vorbereiten der Schädel für Implantation
Bereiten Sie die Inzisionsstelle durch Rasieren alle Felle von der Oberseite des Schädels. Der rasierte Bereich sollte sich seitlich von einem Ohr zum anderen und anterior-posterior von den Augen bis zum hinteren Ende des Schädels. Desinfizieren Sie die unbedeckte Haut mit drei AUFEINANDEe Abstriche von betadine gefolgt von Ethanol. Machen Sie eine mediale Inzision auf der Oberseite des Schädels, von zwischen den Augen auf der Rückseite des Schädels. Reinigen Sie den Schädel mit Wasserstoffperoxid und sterile Kochsalzlösung (0,9% NaCl). Blutstillung mit einem Ausbrennen Werkzeug. Suchen und markieren bregma und Lambda zur Bestimmung stereotaktischen Koordinaten. Stereotaktischen Koordinaten für Elektrode / optogenetische Reizkonfigurationen dass wir verwendet haben, sind in Tabelle 1 dargestellt und schematisch in 1A gezeigt.
4. Vorbereitung der Implantation Seiten auf Skull
Verwenden Sie ein High-Speed-Dentalbohrer mit einem 0.5mm Ball Grat Bit auf jeden Implantationsstelle in den Schädel zu etablieren. Fasen die externe Marge von jedem Loch mit einem 0,7 mm Kugel Grat Bit Schraube Einführen zu erleichtern.
5. Einsetzen und Sichern von Kanülen, führt EMG-und EEG-Leads
Legen EEG Schrauben (0,8 mm in der Länge, mit 2 cm 3 unbeschichtete0-Gauge verzinnten Kupfer-Bus-wire pre-verlötet Zylinderschraube) in die Löcher und fahren sie mit einem geschlitzten Handschraubendreher ca. 4-5 Umdrehungen um die gewünschte Tiefe zu erhalten. Halten Guide Kanülen in Ort mit einer stereotaktischen Kanülenhalter und dann befestigen Sie sie am Schädel und Anker mit Acrylzement. Jedes Führungskanüle sollte eine Dummy Kanüle / Stilett (Plastics Eins, Teil # C312 DC \ 1) von der Zeit der Operation enthalten zur Zeit der Experimente (10-14 Tage), um die Durchgängigkeit aufrechtzuerhalten.
6. Schließen Surgical Website
Sobald EEGs und Führung Kanülen in den Schädel positioniert, sie miteinander verbinden mit zahnärztlichen Acrylzement (Lang Dental - Ortho-Jet Zement). Nach Zement-Sets, positionieren Sie den Kunststoff-Stecker (Pinnacle Technologie part # 8402) über dem getrockneten Zement Hügel. Lötmittel die Enden der Drähte, die aus EEG Zuleitungen zu den Kontakten auf der Kunststoff-Buchse. Encase die Drähte in Zement. Dann ziehen die EMG Kabel durch die Nackentransparenz Muskelns durch Einschieben in den Lauf einer 21ga Nadel durchbohrt Muskel. Binden Sie einen Doppel-Chirurgen Knoten 5-0 Nylonfaden um diese Adern nur distal, wo sie verlassen den Muskel. Naht wieder zusammen, die die Haut zurückgezogen, um das Muskelgewebe mit einzelnen Operateur unterbrochen Knoten zuzugreifen wurde, unter Verwendung einer reversen Schneiden P-3 und 5-0 Nadel Nylonnaht.
7. Postoperativen Analgesie und Recovery
Verabreichen als Analgetikum Buprenorphin (0,1 mg / kg, subkutan) und Flunixinmeglumin (0,1 mg / kg, subcutan) als einem entzündungshemmenden sofort nach dem Eingriff und täglich an den Tagen 1-2 nach der Operation. Damit sich die Tiere in Standard-Kolonie Wohnbedingungen für mindestens sieben Tage vor dem Experiment zu erholen. Ohne zusätzliche Betreuung über Standard-Kolonie Gehäuse, Kanülen erwartet Patent für mindestens zwei Wochen bleiben, mit dem innewohnenden Stilette in Platz gesichert sein. EEG-und EMG-Sensoren können auch zurückzuhalten erwartetFunktionen für diese Dauer.
2. Generation von Timed Lichtpulse
Ein. Programmierung von MC Stimulus Einheit
Schließen Sie den MC-Stimulus-Einheit (Multi-Channel Systems) über eine USB-Verbindung zu einem Desktop-Computer. Verwenden Sie die Tabellenkalkulation wie MC-Stimulus Benutzeroberfläche, um die MC Stimulus Gerät zu programmieren. Geben Sie die gewünschte TTL (Transistor-Transistor-Logik)-Spannung für die EIN-Periode, die Dauern der Stimulus-und Aus-Perioden, die Anzahl von Zyklen pro Sekunde gewünscht, und die Gesamtzahl der wiederholten Zyklen für den gesamten Stimulus Sitzung. Für weitere Details siehe MC-Stimulus technisches Handbuch:
3. Herstellung / Montage von Fiber Optic Probes für Light Lieferung an den Cerebral Cortex
- Bedarfsartikel und Ausrüstung benötigt werden unter: http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf
- Schneiden und Polieren von LWL-Kabeln. http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf
4. Montage von Rodent optogenetische Stimulations-System
Ein. Schnittstelle des MC-Stimulus-Einheit und Laser
Sobald das MC-Stimulus-Einheit programmiert ist, führen sie als eigenständige Signalgenerator eines 5-Volt binären EIN / AUS-Signal. Schließen Sie den MC-Stimulus Gerät mit dem TTL-fähigen Netzteil des Lasers mit BNC-Buchsen.
2. Herstellung Laser Ausgabe über Fiber Optic Cable
Mit dem digitalen Display und variable Leistung Zifferblatt der Laserleistung Gerät auf manuellely regelt seine Leistung des Lasers. Schließen Sie die Laserleistung Gerät mit dem Laser über ein Flachbandkabel. Verbinden Sie den weiblichen FC (Ferrule Stecker) Glasfaser-Adapter des Lasers auf das männliche FC-Anschluss an der LWL-Patchkabel (a 3 m Länge, 200 Mikrometer Durchmesser Glas Wärmeleitung Faser Licht reflektierenden Acrylatpolymer Verkleidung ummantelt).
3. Fördern der Laser zum Tier: Rotary Kommutator
Verbinden Sie den Ursprung Glasfaserkabel (3 m Länge) und die Lieferung Glasfaserkabel (45 cm lang) an gegenüberliegenden Enden der optischen Drehgelenk umschließt zwei Kollimationslinsen (Doric Linsen). Faseroptischer Drehgelenk dient als Kommutator: als das Tier bewegt über dem Käfig dreht sich die Drehverbindung zum Bruch der Lichtwellenleiter verhindern. Verwenden Kunststoffkabelbindern zur Anbringung des Kommutators auf einem Metall stehen, die über dem zylindrischen Käfig, in dem das Tier aufgenommen ist.
4. Anbringen Lieferung Fiber OpticCable to Head
Restrain die Maus mit einer Hand die Maus unter einem gewölbten Handfläche Pin. Orient der Kopf zwischen den Experimentator Mittel-und Zeigefinger. Entfernen Sie die Dummy-Kanüle aus dem Führungskanüle für die LWL-Kanüle gelegt. Deaktivieren Sie das Führungskanüle von Schutt mit einer sterilen 25ga Nadel. Legen Sie die LWL-Kabel von Hand und befestigen Sie es an das Glasfasernetz Führungskanüle mit einem Gewinde Schraubverschluss aus einer Dummy-Kanüle geborgen. Steuern die Tiefe der Insertion des Glasfaserkabels im Gehirn durch eine Naht Knoten auf das faseroptische Kabel in einem festen Abstand von der flachen geschnittenen Ende gebunden. Das gesamte experimentelle Vorrichtung ist in 1B gezeigt.
5. Messung von EEG definierten Schlaf und Laktatkonzentration während optogenetische Stimulation
Ein. Vorkalibrierung des Lactate Sensor
Vorkalibrierung des Lactat-Sensor ist mit einer in vitro durchgeführtenKit (Pinnacle Technologie part # 7000-K1-T). Der Sensor ist äquilibriert in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (pH 7,4), dann belichtet bis drei Konzentrationen von L-Lactat in einer schrittweisen Weise pro Hersteller Protokolle.
2. Einsetzen des Lactate Sensor-und EEG-Kabel
Legen Sie die vorkalibrierten Sensors in den Schädel montiert Laktat Führungskanüle in einer Weise identisch mit dem Glasfaserkabel Einführvorgang (Abschnitt 4.4). Schließen Sie das Laktat Sensor zum Vorverstärker des Pinnacle 8.400 Biosensor mit bipolarer Steckverbindern. Bringen Sie diesen Vorverstärker an den 8-poligen Stecker auf der chirurgisch implantiert Headmount.
3. Gründung optogenetische Reizstärke
Bevor die Erhebung von Daten, verwenden Sie die Laserintensität Regler, um die Intensität des optogenetische Stimulus anzupassen. Die Amplitude des EEG-Antwort wird über Tiere variieren, aufgrund von Faktoren, die bisher systematisch untersucht, eine d muß durch visuelle Inspektion zu Beginn der Stimulation überprüft werden. In der Praxis wird eine Intensität von 80-120 μWatts typischerweise zu einem Anstieg der EEG-Amplitude von etwa 50% bei der Frequenz der Stimulation. Post-hoc schnelle Fourier-Analyse (siehe Abschnitt 5.5) ist notwendig, um die absolute Stärke der Reaktion zu quantifizieren.
4. Data Collection
Sammeln von Daten über die Pinnacle 8400 System: http://pinnaclet.com/pal-8400.html .
5. Data Processing mit Neuroscore
Klassifizieren schlafen Staaten durch visuelle Inspektion der EEG-und EMG-Daten mit dem Neuroscore Schnittstelle (DataSciences, International: http://www.datasci.com/products/software/NeuroScore_CNS_Software.asp ) oder Sirenia Schnittstelle (Pinnacle Technology:f = "http://www.pinnaclet.com/sirenia.html" target = "_blank"> http://www.pinnaclet.com/sirenia.html). Prozeßdaten im Zehn-Sekunden-Epochen wake, non-rapid eye movement sleep oder rapid eye movement sleep auf EEG-und EMG-Basis. Daten speichern, wie Microsoft Excel zur weiteren Analyse und statistische Tests.
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Representative Results
Wie in 2 gezeigt ist, eine Maus für optogenetische Stimulation und Laktat / EEG / EMG Datenerfassung ausgestattet erfuhr spontane Schlaf / Wach-Zustandsübergänge während EEG, EMG und zerebrale Laktatkonzentration kontinuierlich überwacht wurden. Strom am Lactat Sensors erhöht während Perioden niedriger Amplitude EEG und nahm während Perioden hoher Amplitude EEG. Wie in 3 gezeigt, sind beide Kanäle des EEG in Reaktion auf Reize optogenetische im frontalen Kortex geliefert.
Abbildung 1. A) Schematische Darstellung der chirurgisch implantierten EEG-Elektroden, Lactat-Sensor und Kanüle zum optogenetische Stimulation. B) Schematische Darstellung des gesamten experimentellen System. 1, EEG Kabel 1. 2, EEG Leitung 2. Gnd, EEG Erdungsschraube. Ref, EEG Referenz-Schraube.tp :/ / www.jove.com/files/ftp_upload/4328/4328fig1large.jpg "target =" _blank "> Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen.
Abbildung 2. Beispiel Datenerhebung zeigt, dass das Tier in den und aus dem Schlaf transitioned während instrumentierten für Aufnahmen über den Biosensor / optogenetische Reizkonfiguration in 1A gesehen. Optogenetische Stimulation wurde nicht während des Intervalls abgebildet aufgebracht. Wake (W) und die beiden Subtypen des Schlafes, rapid eye movement sleep (R) und non-rapid eye movement sleep (N) basieren auf dem Elektroenzephalogramm (EEG) und dem Elektromyogramm (EMG) definiert. Hoher Amplitude EMG geringer Amplitude EEG begleitet definiert Gefolge. Niedrige Amplitude EMG geringer Amplitude EEG definiert rapid eye movement sleep begleitet. Niedrige Amplitude EMG durch hohe Amplitude EEG definiert non-rapid eye movement sleep begleitet. LactateBiosensor Strom steigt als Funktion der niedrigen Amplitude EEG (dh., während sowohl wake und rapid eye movement sleep) und fällt in Abhängigkeit von hoher Amplitude EEG (dh. während non-rapid eye movement sleep).
Abbildung 3. Repräsentative Daten von Tieren unterworfen optogenetische Stimulation bei 1 Hz (A) oder 10 Hz (B) unter Verwendung des Biosensors / optogenetische Reizkonfiguration in 1A gesehen. Spuren zu repräsentieren 60-sec-Aufnahmen. Der Zeitpunkt einer 30-Sekunden-Intervall der Stimulation wird am Anfang eines jeden Panels angezeigt. Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen .
| Frontal Stimulations-Relativ Bregma (mm) | |||
| Ant / Post | Breite | D / V | |
| EEG1 | 2,2 | 1,6 | - |
| EEG2 | 2,2 | -1,6 | - |
| Referenz | -3,5 | -1,5 | - |
| Boden | -3,5 | 1,5 | - |
| Lactate Kanüle | 1,0 | 1,6 | -0,5 |
| Optogenetische Kanüle | 1,0 | -1,6 | -0,5 |
Tabelle 1. Stereotaktische Koordinaten chirurgisch implantierten Geräten.
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Discussion
Die hier vorgestellten Methoden erlauben es, die Beziehung zwischen Schlaf und Veränderungen im Gehirn Konzentration des glykolytischen Zwischenprodukt Lactat auf einer Zeitskala bisher nicht möglich zu messen. Tiere eine spontane Übergänge zwischen wake, NREMS und REMS. Darüber hinaus sind wir in der Lage, optogenetische Reize gelten, während Tiere diese Übergänge zu unterziehen. Die gesammelten Daten bisher zeigen, dass sowohl spontanen und induzierten Wellen Auswirkungen auf das Auslesen von einem Lactat-Oxidase-Biosensor.
Man könnte Konstrukt experimentellen Systemen ähnlich dem hier mit Hardware und Software aus anderen Quellen beschrieben. Alternative Quellen von Polysomnographie-Systeme für Nagetiere gehören Data Sciences International 11 und Embla 12. Software für Ruhezustand Klassifizierung ist von Somnologica 12, Sleep Registrieren 13 und Icelus 14. Amperometrischen Biosensoren für die Messung der Laktatsind von Quanteon 15 zur Verfügung. Unseres Wissens bietet Pinnacle Technologie das einzige System, in dem Biosensoren, EEG und EMG gleichzeitig mit einer Software-Schnittstelle gemessen werden.
Wir haben Änderungen sowohl Laktatkonzentration und der EEG distal zu der Stelle der optogenetische Stimulation gemessen. Auswirkungen von optogenetische Stimulation bei solchen distalen Seiten bestätigt, dass optogenetically-induzierte mögliche Veränderungen über die Website der Stimulation propagiert werden. Man könnte diese Parameter direkt messen im Bereich der Hirnrinde, die Licht ausgesetzt, sondern sie anderswo Messung gewährleistet, dass Reaktionen aufgrund Wellenausbreitung sind, als Reaktion auf ein Artefakt des Biosensors der Belichtung (so dokumentiert 16) entgegengesetzt. Optogenetically induzierte 1-Hz-Wellen unterscheiden sich von Schlaf langsamen Wellen dadurch, dass sie nicht durch vorstehende subkortikalen Neuronen sind synchronisiert. Als solche haben sie nicht in stereotypen zeitlichen Beziehungen mit anderen Schlaf-Zusammenhang auftretenPhänomene wie Spindeln und K-Komplexe 17. Ob optogenetische Stimulation imitiert andere Effekte der natürlichen langsamen Wellen (wie z. B. Veränderungen in der synaptischen Stärke 18 oder homöostatischen Veränderungen im EEG slow wave-Aktivität 11) ist ungewiss. Die hier beschriebenen Methoden verwendet werden, um diese Frage in zukünftigen Studien anzugehen.
Die Tiere werden durch sowohl den Drähten Fördern Biopotentialen vom Tier zum Computer und dem faseroptischen Kabel, das blaues Licht vermittelt in der Hirnrinde angebunden. Beide drahtlose EEG / bioanalyte Aufzeichnungssysteme (http://pinnaclet.com/biosensor-recording-sys/fixed-frequency.html) und Wireless optogenetische Stimulationsgeräte 19 berichtet worden. Allerdings haben die beiden nicht in einem einzigen funktionierenden System, unser Wissen integriert. Trotz der Rückhalteeinrichtung mit einem Halteseilelement Kabel zugeordnet werden Tiere häufig gesehen bewegen ihre Käfige und der Zeitaufwand Einschlafen ist typisch für Mäuse in s studiertimilar experimentellen Situationen. Sensoren mit diesem System kompatibel sind für die Messung anderer Bioanalyten, einschließlich Glucose und Glutamat. Das System ist daher wahrscheinlich in anderen experimentellen Situationen, in denen das Verhalten, EEG und bioanalyte Konzentrationen analysiert nützlich.
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Disclosures
Keine Interessenskonflikte erklärt.
Acknowledgments
Forschung durch das Department of Defense (Defense Advanced Research Projects Agency, Young Faculty Award, Grant Number N66001-09-1-2117) und NINDS (R15NS070734) finanziert.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BASi Mouse Guide Cannula | Pinnacle Technology/BASi Inc | 7032 | |
| Lactate Biosensor | Pinnacle Technology | 7004 | |
| Head Mount | Pinnacle Technology | 8402 | |
| Sleep/Biosensor Recording system | Pinnacle Technology | 8400-K1-SL | 2 EEG channels, 1 EMG channel, & 1 biosensor |
| Tethered Mouse in-vitro Calibration kit | Pinnacle Technology | 7000-K1-T | |
| Fiber Optic Guide Cannula | Plastics One | C312G | 21 Gauge Guide Cannula |
| Dummy Cannula | Plastics One | C312DC | 21 Gauge Dummy |
| Diamond Fiber Scribe | Thorlabs | S90W | |
| Fiber Connector Crimp Tool | Thorlabs | CT042 | |
| Furcation Tubing | Thorlabs | FT030 | 03.0 mm |
| Thorlabs | T10S13 | Max Dia. 0.012 | |
| Furcation Tube Stripper | Thorlabs | FTS3 | |
| Bare Hard Cladding Multimode Fiber | Thorlabs | BFL37-200 | 200 μm Core, 0.37 NA |
| Wire Snips/Kevlar Shears | Thorlabs | T865 | |
| Fiber Optic Epoxy | Thorlabs | F112 | |
| Fiber Stripper Tool | Thorlabs | ||
| Glass Polishing Plate | Thorlabs | CTG913 | |
| Rubber Polishing Pad | Thorlabs | NRS913 | |
| Eye Loupe | Thorlabs | JEL10 | |
| Kim Wipes | Thorlabs | KW32 | |
| Compressed Air | Thorlabs | CA3 | |
| Polishing Puck | Thorlabs | D50-xx | |
| Fiber Inspection scope | Thorlabs | CL-200 | |
| Polishing Films | Thorlabs | LFG5P, LFG3P, LFG1P, LFG03P | |
| FC/PC connector end | Thorlabs | 30126G2-240 | 240 μm Bore, SS Ferrule |
| MC Stimulus Unit | Multi-Channel Systems | STG-4002 | |
| MC Stimulus Software | Multi-Channel Systems | MC-Stimulus V 2.1.5 | |
| Blue Laser | CrystaLaser | CL473-050-0 | |
| Laser Power supply | CrystaLaser | CL2005 | |
| Fiber Optic Rotary Joint | Doric Lenses | FRJ-v4 | |
| Table 2. Supplies and equipment. | |||
References
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