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Neuroscience

Un metodo per High Fidelity optogenetic controllo dei singoli Piramidale neuroni doi: 10.3791/50291 Published: September 2, 2013
* These authors contributed equally

Summary

Il recente sviluppo di strumenti neuroscienza che combinano genetica e ottica, definito "optogenetics", consente il controllo sulle attività del circuito neurale con un livello senza precedenti di risoluzione spaziale e temporale. Qui forniamo un protocollo per l'integrazione nella registrazione vivo con la manipolazione optogenetic di sottoinsiemi geneticamente definiti di neuroni piramidali corticali prefrontali e subicular.

Abstract

Metodi optogenetic sono emersi come un potente strumento per la comprensione della attività del circuito neurale alla base una serie diversificata di comportamenti attraverso una vasta gamma di specie. Strumenti optogenetic di origine microbica sono costituiti da proteine ​​di membrana sensibili alla luce che sono in grado di attivare (ad esempio, channelrhodopsin-2, ChR2) o il silenzio (ad esempio, halorhodopsin, NpHR) di attività neurale tipi cellulari ingenetically definiti su scale temporali comportamentale rilevanti. Per prima cosa dimostrare un approccio semplice per la consegna adeno-associato virus-mediata di ChR2 e NpHR transgeni al subiculum dorsale e regione prelimbic della corteccia prefrontale di ratto. Poiché ChR2 e NpHR sono geneticamente targeting, si descrive l'uso di questa tecnologia per controllare l'attività elettrica di specifiche popolazioni di neuroni (ad esempio, i neuroni piramidali) incorporati nel tessuto eterogeneo con alta precisione temporale. Descriviamo qui l'hardware, il software personalizzatodell'interfaccia utente e procedure che consentono erogazione contemporanea luce e registrazione elettrica da neuroni piramidali trasdotte in un anestetizzato in preparazione vivo. Questi strumenti di luce-reattiva offrono l'occasione per individuare i contributi causali di tipi cellulari diversi per l'elaborazione delle informazioni e comportamento.

Introduction

La possibilità di attivare o tacere un tipo cellulare specifico all'interno di un circuito neurale in modo temporalmente preciso è fondamentale per capire come i circuiti neurali elaborano differenti tipi di informazioni sottostanti emozione e cognizione. Controllo sperimentale sulle attività neurale intatta ha impiegato strumenti loss-/gain-of-function (ad esempio, la stimolazione elettrica, modulazione farmacologica, lesione) che non forniscono la necessaria selettivo per il controllo di specifiche popolazioni di neuroni, sia su scala temporale o spaziale. Affrontando direttamente queste sfide tecnologiche, lo sviluppo e l'applicazione di strumenti sensibili alla luce geneticamente codificabili ha permesso neuroscienziati per controllare l'attività elettrica di selezionare i tipi cellulari durante le manifestazioni comportamentali ben definiti. Molte di queste proteine ​​fotosensibili sono di origine microbica, con il canale di luce-dipendenti catione, channelrhodopsin-2 (ChR2) 1, e la pompa cloruro luce-driven, halorhodopsin (NpHR) 2,3, in uso diffuso.

Uno dei principali vantaggi di optogenetics è la capacità di geneticamente bersaglio specifico popolazioni cellulari in regioni cerebrali eterogenei e la tecnica è stata applicata con successo ad un numero di organismi modello (invertebrati a primati non umani) 4-6. Molti animali transgenici optogenetic sono stati generati e sono disponibili commercialmente 7,8, tuttavia istituiscono linee transgeniche può essere laborioso e costi proibitivi. Qui si descrive un protocollo per la consegna viralmente-mediata di ChR2 e NpHR geni sotto il promotore CaMKIIα nel ratto prelimbic corteccia e subiculum dorsale utilizzando un virus adeno-associato ricombinante (AAV). All'interno del prosencefalo, espressione CaMKIIα è esclusiva per i neuroni piramidali glutamatergici 9. AAV è comunemente usato per la ricerca di base a causa della sua relativa facilità di produzione e mancanza di patogenicità, nonché la forte e Persiespressione del transgene stent che è stato raggiunto con questi vettori 10. Inoltre abbiamo delineare i passaggi e hardware per la consegna della luce e registrazione simultanee nei ratti testa fissa anestetizzati.

Protocol

1. Virus Conservazione e preparazione

  1. L'utilizzo di vettori AAV replicazione incompetente per la consegna di geni opsin al cervello dei roditori è approvato per la Biosicurezza Livello 1 (BSL-1) e richiede un'adeguata protezione e procedure di gestione, come indicato nella pubblicazione governo degli Stati Uniti, biosicurezza in Microbiologia e laboratori biomedici, disponibile all'indirizzo il Centers for Disease Control sito a ( http://www.cdc.gov/biosafety/publications/bmbl5/index.htm ).
  2. Al fine di evitare ripetuti cicli di gelo-disgelo, virus pipetta dal flacone del produttore in aliquote di lavoro più piccoli in un biosicurezza Gabinetto e negozio di classe II in una -80 ° C freezer.
  3. Prima di iniezione stereotassica, permettono una aliquota di scongelare il ghiaccio e poi girare brevemente verso il basso con una centrifuga da banco.
  4. Lentamente reinterro una siringa Hamilton vetro e ago con una piccola quantità di silicone o olio minerale.Assicurarsi che non vi siano bolle d'aria visibili nella siringa. Inserire la siringa in una pompa microinjector e collegare la pompa direttamente al braccio stereotassico verticale (cioè manipolatore stereotassico).
  5. Abbassare il braccio stereotassico finché la punta dell'ago tocca il fondo della provetta aliquota virus. Utilizzare il controller per la pompa microinjector di ritirare il volume desiderato del virus (1,5 microlitri per una iniezione di 1 ml).
  6. Tutti i materiali e le superfici che vengono a contatto con il virus devono essere decontaminati con un disinfettante, come candeggina (10%).

2. Chirurgia e Virus iniezione

  1. Anestetizzare animale con un ketamina (ratto, 125 mg / kg, ip) - xylazina (ratto, 10 mg / kg, ip) cocktail. Per misurare l'efficacia dell'anestesia, verificare la presenza di una risposta riflessa di un pizzico punta e dare dosi supplementari di ketamina, se necessario. Utilizzando metodi chirurgici standard di asepsi, posizionare animale in un apparato stereotassico (David Kopf Instruments).
  2. Effettuare una incisione mediana attraverso la pelle sulla parte superiore del cranio animale con piccole forbici chirurgiche o bisturi. Separare delicatamente tessuto connettivo e pulire la parte superiore del cranio con un piccolo raschietto osso.
  3. Verificare che la testa dell'animale è livello tale che l'coordinate z per bregma e lambda sono uguali. Determinare le coordinate stereotassica per l'area del cervello bersaglio da un atlante del cervello come il cervello di ratto in Stereotassica coordinate (George Paxinos e Charles Watson, Academic Press, 2007) o The Brain Mouse in Stereotassica coordinate (Keith BJ Franklin e George Paxinos, Academic Press , 2007). Segnare il sito previsto di iniezione con una penna chirurgico.
  4. Attenzione sottile il cranio sopra l'area di destinazione utilizzando un trapano a mano e fermarsi quando la punta del trapano raggiunge il fondo del cranio. Usando un paio di pinze extra fine, togliere l'osso assottigliato in modo da esporre la dura.
  5. Posizionare l'ago della siringa sul bersaglio sonouna e abbassare l'ago finché non tocca la dura Utilizzando questo punto per calcolare la coordinata z. Molto lentamente abbassare l'ago iniezione nel cervello fino al raggiungimento della posizione corretta z. In questo protocollo, la regione prelimbic della corteccia prefrontale mediale (2,7 millimetri anteriore al bregma, ± 0,5 mm lateralmente alla linea mediana, e -2.2 mm dalla dura) o il subiculum dorsale (-6.0 mm anteriore al bregma, ± 3,0 millimetri laterale alla linea mediana, e -2.0 mm dalla dura) si rivolge in un Sprague Dawley ratto maschio (ca. 275 g) per adulti.
  6. Iniettare virus ad una velocità di 0,1 ml / min. Dopo l'iniezione viene completata attendere 10 min prima dell'estrazione dell'ago per evitare il riflusso del virus alla superficie del cervello.
  7. Utilizzare una sutura cucitura con ago per sigillare la pelle e applicare antibiotici per la ferita.
  8. La durata di ChR2 e NpHR espressione funzionale da vettori AAV varierà a seconda del disegno sperimentale e titolo virale. Per questo esperimento, in vivo

3. Consegna luce e in vivo la registrazione di ChR2 o neuroni NpHR esprimono

  1. Collegare un elettrodo di tungsteno (~ 1-1,5 mW, micropali) per un tubo capillare di vetro (Fisher Scientific) utilizzando colla super.
  2. Utilizzare uno strumento in fibra di stripping (Thorlabs) per esporre la fine nudo di una fibra ottica multimodale (200 nucleo micron di diametro, Thorlabs) e punta in fibra pulito con etanolo. Molto leggera segnare punta della fibra con un coltello di diamante a forma di cuneo (Thorlabs) e rimuovere con cautela la fibra in eccesso (ad esempio con una pinza sottile). La fibra deve fendere facilmente il punteggio.
  3. Collegare l'estremità FC della fibra al connettore PC sulla porta di uscita di un laser 200 mW singolo diodo ( www.Lumiphy.com ) con la lunghezza d'onda desiderata. Assicurarsi che adeguato occhiali protettivi è indossato in ogni momento quando si lavora con il laser.
  4. Misurare la lintensità aser sulla punta della fibra ottica utilizzando un misuratore di potenza ottica ( www.Lumiphy.com ). Per registrazioni in vivo, intensità luminosa soli 20-100 mW / mm 2 può evocare affidabile ChR2-o attivazione o silenziamento NpHR-mediata, rispettivamente, di attività neuronale.
  5. Inserire la fibra ottica nel tubo capillare. Posizionare la punta della fibra a circa 500 micron sopra la punta di elettrodo di tungsteno e legare un filo di sutura sottile due volte in alcuni punti vicino alla punta in modo che l'elettrodo e la fibra sono dritti. Assicurarsi che la distanza tra la punta dell'elettrodo ed il nodo più vicino è abbastanza lungo per inserimento nella regione bersaglio.
  6. Preparare l'animale come nei passi 2.1 e 2.2 di cui sopra. Utilizzare la craniotomia iniziale come una guida per fare una nuova piccola finestra pulita nel cranio per il posizionamento della optrode ( www.Lumiphy.com ). Fai una piccola incisione sul dura utilizzando un ago sottile.
  7. Abbassare con cautela il optrode attraverso la finestra cranio e il cervello alla regione trasdotte con un micromanipolatore (Narishige). Poi avanzare la optrode lentamente in 10-50 micron passi fino alla nascita di una cellula di luce-reattiva.
  8. L'interfaccia utente del software personalizzato (NeuroLux Pro www.Lumiphy.com ) scritto in LabVIEW (National Instruments) viene utilizzato per controllare il laser singolo diodo e di visualizzare e registrare l'attività neurale in corso. Segnali registrati vengono catturati con un passa-banda Examp-20K (Kation scientifico) amplificatore filtrato (0,3-8 kHz), e un analogo National Instruments alla scheda digitale (NI USB-6009). L'interfaccia utente NeuroLux Pro permette la scelta di ingressi analogici (scegliere due canali per l'neuronale e segnale TTL) e l'uscita digitale. L'utente può definire la frequenza di campionamento (20 kHz), il periodo di riferimento (pre-light), e il periodo post-luce. L'utente può definire il laser stimulati TTLsulla larghezza di impulso, frequenza e il periodo di stimolazione (se la frequenza è di 20 Hz e la stimolazione periodo è di 500 msec, 10 impulsi laser con larghezza di impulso definito vengono consegnati). L'utente può anche scegliere la consegna luce continua (ad esempio, la figura 1). Per le registrazioni ripetute, l'utente può anche definire il numero di treni di impulsi e l'intervallo tra i treni. I dati possono essere acquisiti con o senza registrazione su disco.
  9. A seguito della rilevazione, gli animali sono anestetizzati con il cocktail di ketamina / xilazina e transcardially perfusi con soluzione salina fisiologica e paraformaldeide (4%) per verificare il posizionamento optrode ed espressione opsin.

Representative Results

La figura 1 illustra uno screenshot del software personalizzato (NeuroLux Pro) sviluppato in ambiente LabVIEW (National Instruments) utilizzato per la registrazione simultanea di attività neuronale e controllo dei parametri di impulsi di luce (ossia la frequenza degli impulsi, larghezza di impulso, periodo di stimolazione). Il programma software invia un segnale di comando per un dispositivo di acquisizione digitale che genera impulsi TTL per il controllo del laser singolo diodo. Inoltre i software visualizza programma e memorizza l'attività neuronale registrata e segnali TTL consegnati. Questi segnali vengono digitalizzati attraverso il dispositivo di acquisizione ad una frequenza di campionamento definito (ad esempio, 20 kHz). Segnali registrati vengono salvati come una matrice a doppia precisione bidimensionale in un file binario.

La Figura 2 mostra la optrode personalizzato costituito da un elettrodo di tungsteno collegato ad una fibra ottica. Una fibra ottica è fissato all'elettrodo usando filo di sutura sottile a trepunti. Se necessario, colla super può essere usato per far aderire loro. Tuttavia, evitare fissa permanentemente la fibra ottica all'elettrodo perché anche se l'elettrodo può essere riutilizzato più volte, la trasmissione della luce attraverso la fibra si degrada con l'uso ripetuto e devono essere spaccati e puliti o sostituiti ad ogni inserimento nel cervello.

Pannelli sinistra della Figura 3 mostra le immagini fluorescenti di proteina fluorescente giallo rafforzata, con l'indicazione reale ChR2 e di espressione NpHR. Queste fotografie mostrano espressione NpHR rappresentante nel ratto subiculum dorsale (Figura 3A) e l'espressione ChR2 nella corteccia prelimbic (Figura 3B). Espressione virale è stata limitata principalmente al subiculum dorsale e corteccia prelimbic (ad esempio alcuni fluorescenza è stata osservata nel giro dentato (Figura 3A, sinistra)). Sono stati osservati anche i brani del elettrodo (traccia sottile, testa di freccia) e fibra ottica (traccia spesso, freccia).

Figura 4 mostra che ChR2 indotta spiking temporalmente preciso nel ratto corteccia prelimbic. Figura 4A è una traccia esempio di potenziali di azione ChR2-attivati ​​in risposta a 20 Hz consegna di 10 msec impulsi di luce blu di ratto prelimbic corteccia. Raster plot (Figura 4B) mostra l'attivazione ChR2 indotta in sei neuroni rappresentativi. Tutti i neuroni registrati ha mostrato chiodare luce evocata con perfetta fedeltà. In contrasto ChR2, NpHR rapidamente e reversibilmente tacere attività spontanea in vivo nel ratto prelimbic corteccia (pannello destro della Figura 4). Figura 4C è una traccia esempio mostra che continua illuminazione 532 nm (10 s) della corteccia prelimbic esprimere NpHR sotto l' promotore CaMKllα elimina spontanea attività singola unità in vivo. Si noti che il silenziamento completa dell'attività delle cellule piramidali prelimbic sono bloccati temporalmente al 10 sec consegna luce continua. Bassoer raster plot (Figura 4D) mostra silenziamento NpHR indotta in sei neuroni rappresentativi. Entrambe le registrazioni in vivo sono tipici di quelli ottenuti da adulti Sprague-Dawley in cui la consegna AAV-mediata di geni microbici opsin verificato 18-21 giorni prima.

La Figura 5 mostra il risultato di ripetute ChR2 stimolazione di un ratto prelimbic neuroni piramidali. Impulso di luce blu (10 msec) è stato consegnato a 20 Hz per 5 secondi (totale 100 impulsi). Tracce di tensione del spiking luce evocato furono ripetutamente acquisiti ogni 2 minuti durante una sessione di registrazione di 2 ore (totale 61 ripetizioni). Anche quando si utilizza questo protocollo di stimolazione ripetitiva, ChR2 indotta spiking stabile e robusto in risposta alla consegna luce.

Figure 6 e 7 mostrano i risultati di fotoinibizione NpHR indotta e fotoattivazione ChR2-driven di ratto subicular attività dei neuroni. Come è il caso in corteccia prelimbic, NpHR e ChR2 potevanomediare il tempo-locked inibizione indotta da luce e l'attivazione dei neuroni subicular opsin trasdotte con elevata riproducibilità.

Figura 1
Figura 1. Screenshot dell'interfaccia software Pro NeuroLux per la consegna della luce simultanea e registrazione elettrofisiologica. Traccia nella foto mostra il silenziamento NpHR indotto di attività spontanea del ratto cellula piramidale prelimbic in risposta a 10 sec di continuo 532 consegna luce nm. Clicca qui per ingrandire la figura .

Figura 2
Figura 2. Immagine ad alta potenza di optrode personalizzata. Una fibra ottica viene inserito nel tubo capillare di vetro collegato ad un elettrodo di tungsteno e fissato l'elettrodo con filo di sutura. La distanza da centro a centro betwEEN la punta dell'elettrodo e la punta della fibra è di circa 500 micron.

Figura 3
Figura 3. Espressione virale e il posizionamento optrode. (Sinistra) Le fotografie mostrano espressione NpHR rappresentante in subiculum dorsale (A) e l'espressione ChR2 nella corteccia prelimbic (B). (Destra) Schema che rappresenta la posizione in cui è stata scattata ogni fotografia. La freccia e freccia in ogni fotografia indicano la posizione dell'elettrodo di tungsteno e fibra ottica, rispettivamente. SUB: subiculum, DG: giro dentato, PL:. Corteccia prelimbic Clicca qui per ingrandire la figura .

Figura 4
Figura 4. Nel vivo registrazioni elettrofisiologiche da ChR2 o NpHR-trasdotte prelimb ratic corteccia. (A) Esempio traccia dei potenziali d'azione ChR2-attivati ​​in risposta a 20 Hz consegna di blu (473 nm) impulsi di luce (10 msec, blu bar). (B) plot Raster mostrando chiodare ChR2 indotta in sei neuroni rappresentativi. Ogni unità di attività è un grafico in un punto. (C) Esempio traccia di soppressione NpHR indotta dell'attività spontanea durante verde continua (532 nm) luce di illuminazione (10 sec, verde bar). (D) plot Raster mostrando silenziamento NpHR indotta in sei neuroni rappresentativi. Ogni attività unità è tracciata come un puntino. Clicca qui per ingrandire la figura .

Figura 5
Figura 5. Chiodare ripetitivo 20 Hz ChR2-driven di un ratto prelimbic piramidale neuroni in vivo. (A) Tensione tracce del spiking luce evocatoacquisita al momento del dato 0, 30, 60, 90, 120 minuti dopo l'inizio delle registrazioni. (B) trama raster che mostra tutte le 61 ripetizioni (2 min intervallo inter-trial, 120 min totali) l'attivazione indotta dalla luce. Ogni attività unità è tracciata come un puntino. Clicca qui per ingrandire la figura .

Figura 6
Figura 6. Nel vivo registrazioni elettrofisiologiche da NpHR-trasdotte subiculum dorsale di ratto. (A) trace Esempio che mostra che il 10 sec continuo illuminazione 532 nm (barra verde), della subiculum dorsale esprimere NpHR elimina attività spontanea. (B) forme d'onda media delle due unità registrate dalla traccia precedente. La soglia di ampiezza è stato usato per identificare due neuroni distinti. (C) trama raster che mostra cinque ripetizionis di silenziamento NpHR indotta di queste unità. Ogni unità di attività è un grafico in un punto.

Figura 7
Figura 7. Repetitive 20 Hz CR2-driven incurvamento di un ratto dorsale subicular neuroni in vivo. (A) Tensione tracce della luce evocata chiodare acquisite presso i punti di tempo 0, 30, 60, 90, 120 min dopo l'inizio delle registrazioni. Inserto: attività tipica scoppio di questa cella. (B) trama raster che mostra tutte le 61 ripetizioni (2 min intervallo inter-trial, 120 min totali) l'attivazione indotta dalla luce. Ogni attività unità è tracciata come un puntino. Clicca qui per ingrandire la figura .

Discussion

Una vasta gamma di tecniche sono disponibili per il targeting geneticamente geni microbici opsin di regioni cerebrali distinte nei roditori. Consegna del gene virale fornisce un approccio relativamente poco costoso e veloce per mediare l'espressione ChR2 e NpHR con la cellula di tipo specificità. Sistemi di vettori AAV sono una scelta comune per esperimenti optogenetic a causa di titoli di produzione elevati che rimangano stabili durante la conservazione, la sua mancanza di patogenicità, e la sua capacità di produrre l'espressione genica a lungo termine 10. Molti dei costrutti opsin con specifici promotori cellula-tipo sono disponibili in commercio in una vasta gamma di sierotipi di AAV dal vettore servizi fondamentali come l'Università della Pennsylvania ( http://www.med.upenn.edu/gtp/vectorcore ) o l'Università of North Carolina a Chapel Hill ( http://genetherapy.unc.edu ). Uno svantaggio di tecnologia AAV rappresenta l'capacità limitata imballaggio (~ 4,7 kb), che pone una limitazione alla dimensione cassetto transgene che può essere utilizzato per il targeting cellule specifiche. In alternativa, vettori lentivirali, che hanno una grande capacità di confezionamento, sono in grado di accogliere opsin destinati sotto il controllo di sequenze promotrici grandi.

L'uso di un optrode consente il rilevamento affidabile dei segnali elettrofisiologici in combinazione con consegna luce temporalmente preciso. Come descritto sopra, tuttavia, sufficiente attenzione è necessaria nella sua costruzione. Poiché la fibra ottica spaccati è fragile, legare il filo di sutura troppo stretto può causare la rottura della fibra. Anche se il optrode può essere utilizzato per diverse registrazioni, l'elettrodo e fibra ottica devono essere puliti (o manualmente spaccati in caso di fine nuda fibra ottica) prima dell'inserimento perché l'impedenza dell'elettrodo e la qualità della luce erogata degraderà con l'uso ripetuto.

Durante eleregistrazioni ctrophysiological è importante che il optrode essere avanzato lentamente. Il optrode qui utilizzato ha circa 350 micron di spessore (elettrodo di tungsteno: 125 micron; nucleo della fibra ottica: 200 pm) e abbassandolo veloce potrebbe portare al movimento del tessuto cerebrale. Manufatti Light-indotte potrebbero anche essere considerate con particolare registrazione e consegna della luce set-up 11-12. Anche se abbiamo trovato nessun artefatto indotto dalla luce nelle nostre condizioni sperimentali, registrazioni di fuori dell'area cervello trasdotte possono potenzialmente essere utilizzati come controllo per manufatti leggeri. Un'altra considerazione durante il processo di registrazione è l'intensità luminosa necessaria per osservare i cambiamenti in ChR2-o NpHR esprimono i neuroni, soprattutto per lunghe registrazioni durata. Forte intensità del laser e lungo illuminazione laser potrebbe causare il danno ai tessuti e / o una diminuzione della risposta successiva luce emesso 12-13. Per la sperimentazione comportamentale è richiesto l'uso di un vettore virale controllo per eliminating alcun effetto a causa del calore emesso dalla fibra. Per molti dei costrutti optogenetic disponibili in commercio esistono costrutti complementari di controllo in cui la sequenza genica opsin è stato rimosso.

Va notato che progettato ChR2 varianti con migliorate proprietà cinetiche e sono stati sviluppati insieme ad altri opsins silenziamento che potrebbero essere più adatti per determinate domande sperimentali 14-15. Ad esempio, una nuova variante ChR2 stabilito tramite mutagenesi mirata, definito "Cheta", può guidare ad alta fedeltà chiodare neuronale a frequenze (almeno fino a 200 Hz), superiore a quello dell'originale ChR2 14.

La combinazione di in vivo fornitura di luce e la registrazione simultanea di risposte neuronali è un passaggio fondamentale per stabilire relazioni causali tra l'attività modellato in popolazioni di cellule geneticamente mirati e manifestazioni comportamentali corrispondenti a tempo bloccato. Le procedure e le hardware qui delineato fornire un approccio semplice per optogenetics attuazione per in vivo registrazioni testa-fisso nei roditori.

Disclosures

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institute on Drug Abuse (NIDA) Sovvenzione R01 DA24040 (DCC), University of Colorado Innovative di Grant Seed (DCC), e NIDA borsa di formazione T32 DA017637 (MVB).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Syringe Hamilton 7653-01 10 μl
Removable Needle Hamilton 7803-03 31 gauge, beveled tip
Microinjector Pump World Precision Instruments UMP3
Pump Controller World Precision Instruments SYS-MICRO4
Silicone Oil Alfa Aesar A12728
Laser Protective Eyeware Kentek KMT-4501
Multimode Optical Fiber Thorlabs BFL37-200 200 μm diameter core, 0.37 NA
Fiber Stripping Tool Thorlabs T12S21 for 200 μm diameter core multimode fiber
Optical Power Meter Lumiphy LLC www.lumiphy.com
Photodetector Newport 818-SL/DB
Blue Laser (445-473 nm, 100-200 mW) Lumiphy LLC www.lumiphy.com coupled to a 200 μm multimode fiber with FC/PC adapter
Green Laser (532 nm, 100-200 mW) Lumiphy LLC www.lumiphy.com coupled to a 200 μm multimode fiber with FC/PC adapter
Tungsten/Fiber Optrode Lumiphy LLC www.lumiphy.com Lumitrode
Glass Capillary Tube Fisher Scientific 22-362-566
Hydraulic Micromanipulator Narishige MO-22
Amplifier Kation Scientific ExAmp-20K
Data Acquistion Device National Instruments NI USB-6009
Rodent Head Restraint for Recording Lumiphy LLC www.lumiphy.com
Small Animal Stereotaxic Unit David Kopf Instruments Model 963

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References

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Nakamura, S., Baratta, M. V., Cooper, D. C. A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo. J. Vis. Exp. (79), e50291, doi:10.3791/50291 (2013).More

Nakamura, S., Baratta, M. V., Cooper, D. C. A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo. J. Vis. Exp. (79), e50291, doi:10.3791/50291 (2013).

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