Summary

脛骨神経切断 - マウスにおける脱神経誘発性骨格筋萎縮のために標準化されたモデル

Published: November 03, 2013
doi:

Summary

脛骨神経切断モデルは、骨格筋萎縮の、良好な忍容性を検証し、再現可能なモデルです。モデル外科用プロトコルはC57Black6マウスにおいて説明され、示されている。

Abstract

脛骨神経切断モデルは、げっ歯類における除神経誘発性骨格筋萎縮の、良好な忍容性を検証し、再現可能なモデルです。独自に開発し、その大きなサイズに起因したラットで広く使用されていますが、マウスで脛骨神経は、無傷の坐骨神経の腓骨と腓腹神経の枝を残して、それによって維持し、それは簡単にクラッシュまたは離断のいずれかで操作することができる十分な大きさその標的筋肉。したがって、このモデルでは、坐骨神経切断モデル未満の罹患率と歩行の障害を誘発することの利点を提供し、また、研究者が遺伝子組み換えマウスでは筋萎縮の過程を規制する、生理的細胞および分子の生物学的メカニズムを研究することができます。脛骨神経は、腓腹筋、ヒラメ筋と足底の筋肉を供給しているので、その離断は、速筋のII型繊維および/または遅筋型から成る除神経骨格筋の研究を可能にし、私繊維。ここでは、C57Black6マウスにおける脛骨神経切断モデルを示しています。我々は、パラフィン包埋組織切片で筋量及びファイバ型特定の断面積を測定することによって、1,2において、代表的な筋肉のように、腓腹筋の萎縮を評価し、4週後の除神経は、速筋ミオシンための免疫染色。

Introduction

外傷性末梢神経損傷、疾患や薬理学的介入のために骨格筋の除神経、筋肉の自発的収縮機能の即時損失結果。筋肉が付随して萎縮し始め、タイムリーな、上質な再支配が1,2が発生した場合、この萎縮が可逆的である。再支配が存在しない場合には、筋線維の萎縮が進行し、筋肉における不可逆生物学的変化は、筋線維と筋線維の死で発生。ここでは、マウスの脛骨神経切断モデル、除神経誘発性骨格筋萎縮や線維症のモデルを示しています。このモデルは、腓腹筋とヒラメ筋のin vivoでの筋萎縮の根底にある生理学的、細胞および分子の生物学的メカニズムを研究する科学者が可能になります。歴史的にノックアウト、特にトランスジェニックマウスラインにこのモデルのラット、より最近のアプリケーションで主に使用されているが、研究者が自分の役割を評価することができますin vivoでの誘導、開発と保守、または代わりの解像度、筋萎縮と線維症への関心の特定のタンパク質(秒)。

脛骨神経は、げっ歯類の後肢における混合モータ感覚末梢神経であり、坐骨神経の三端子の枝の一つです。脛骨神経の横断は、腓腹筋、ヒラメ筋と足底の筋肉を(および後脛骨筋、指屈筋長母と屈筋hallicus長母を含め、足の3小深い屈筋)denervates、及びラット3,4でよく標準化され、検証モデルである。腓腹筋とヒラメ筋を容易にシリアル時点で切開することができる脛骨神経切断、固定され、処理された筋肉組織学および筋肉繊維形態計測の評価のために、又はフラッシュは、例えば研究するための筋RNAおよびタンパク質の抽出のために凍結し、ポスト筋萎縮を調節する細胞内シグナル伝達ネットワーク。 GAstrocnemius筋は混合繊維の種類の筋肉(I型とII型、主にII型が)で、ヒラメ筋、それによって評価5,6のために高速と低速の両方筋筋を提供する、タイプI線維の大部分で構成されています。脛骨神経切断モデルは、短期(日)7と長期(週か月まで)4,8両方で除神経誘発性筋萎縮の過程を研究するのに適しています。

坐骨神経切断モデル(一般的なげっ歯類に使用される除神経誘発性筋萎縮の第二モデル)とは対照的に、脛骨神経切断は、より魅力的なモデル作り、動物の少ない合併症を誘発する。脛骨神経の横断は、坐骨神経の腓骨と腓腹神経の枝はそのまま残り、一方坐骨神経の横断は、このように保存し、2を歩き回るために動物の能力を損なう、脚(ひざ下)と足のすべての筋肉をdenervates彼らのターゲットの筋肉と感覚領土。マウスは足底フレックスにできないか、足を反転しますが、簡単に歩き回るすることができ、重量が著しくモデルの罹患率を減少させる、両方の後肢に均等に負担する。歩行パターンを評価する歩行分析研究は、脛骨と坐骨神経傷害後のラットで行われ、そのフットプリントを示し、体重負荷の方が脛骨傷害9,10で保存されています。研究デザイン3を必要とする場合、また、脛骨神経切断モデルにおいて、腓骨神経は、後述時点で動員することができ、遅延された神経再生の供給源として転送される。これとは対照的に、坐骨神経離断モデルにおける遅延再支配は非常に大幅にモデルの技術的な難しさを増加させ、熟練した外科医にその使用を制限し、坐骨神経の赤字に神経移植の使用を必要とする。

しばらく脛骨神経切断モデルRそれが神経支配脛骨神経とふくらはぎの筋肉の両方の動物の手術における無菌手術技術と演算子の親しみを、equires外科医ではない、または高度に動物の手術の経験が個人は、容易にこのモデルをマスターできるように、操作のために容易にアクセスし、識別可能。

Protocol

前にこのモデルを使用することに、研究者は彼らの機関の動物使用統治体からの外科的プロトコルの承認を受けている必要があります。モデルは、研究倫理委員会、ハミルトン·ヘルス·サイエンス社、マクマスター大学(AUP#10-04-24)によって承認されており、動物のケアカナダ評議会の勧告に厳密に従って実施される。 1。マウス準備マウス重量を量る。 5イソ…

Representative Results

脛骨神経切断は、ふくらはぎの腓腹筋、ヒラメ筋と足底の筋肉をdenervates。ここでは、代表的な筋肉として、腓腹筋における萎縮の開発を評価する。腓腹筋は1,2、または4週間除神経2-3ヶ月齢C57Black 6マウス(ジャクソン研究所)から採取した。タイプII速筋の筋線維( 図2)の断面積が行うように、筋肉の量は徐々に時間をかけて、( 図1)減少する。腓腹筋は、混…

Discussion

除神経誘発性骨格筋萎縮の脛骨神経切断モデルは、ラットで一般的に採用し、十分に検証されたモデルです。私たちは、捜査官は、遺伝子改変マウスの存在を活用し、筋肉量7,8の規制に重要なタンパク質が存在しない場合に、生体内での筋萎縮の過程を研究することができ、マウスで使用するため、このモデルを適応している。腓腹筋とヒラメ筋、このモデルでは除神経の両?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、CIHR筋研究パートナーシップ( – ; JAEBへ90959 JNM)からの補助金によって支えられて。

Materials

Reagents and Materials
10-0 Nylon suture Ethicon 2850G
5-0 Vicryl suture Ethicon J553G
Equipment
Spring microdissecting scissors Fine Surgical Tools 15021-15
Ultra fine forceps Fine Surgical Tools 11370-40
Non locking micro needle holder (driver) Fine Surgical Tools 12076-12
Spring retractor Fine Surgical Tools 17000-02

References

  1. Fu, S. Y., Gordon, T. Contributing factors to poor functional recovery after delayed nerve repair: prolonged denervation. J. Neurosci. 15, 3886-3895 (1995).
  2. Kobayashi, J., Mackinnon, S. E., Watanabe, O., Ball, D. J., Gu, X. M., Hunter, D. A., Kuzon, W. M. The effect of duration of muscle denervation on functional recovery in the rat model. Muscle Nerve. 20, 858-866 (1997).
  3. Bain, J. R., Veltri, K. L., Chamberlain, D., Fahnestock, M. Improved functional recovery of denervated skeletal muscle after temporary sensory nerve innervation. Neuroscience. , 103-503 (2001).
  4. Batt, J., Bain, J., Goncalves, J., Michalski, B., Plant, P., Fahnestock, M., Woodgett, J. Differential gene expression profiling of short and long term denervated muscle. FASEB J. 20, 115-117 (2006).
  5. Sher, J., Cardasis, C. Skeletal muscle fiber types in the adult mouse. Acta Neurol. Scand. 54, 45-56 (1976).
  6. Agbulut, O., Noirez, P., Beaumont, F., Butler-Browne, G. Myosin heavy chain isoforms in postnatal muscle development of mice. Biol. Cell. 95, 399-406 (2003).
  7. Nagpal, P., Plant, P. J., Correa, J., Bain, A., Takeda, M., Kawabe, H., Rotin, D., Bain, J. R., Batt, J. A. The ubiquitin ligase nedd4-1 participates in denervation-induced skeletal muscle atrophy in mice. PLoS ONE. 7, e46427 (2012).
  8. Plant, P. J., Bain, J. R., Correa, J. E., Woo, M., Batt, J. Absence of caspase-3 protects against denervation-induced skeletal muscle atrophy. J. Appl. Physiol. 107, 224-234 (2009).
  9. Varejao, A. S., Meek, M. F., Ferreira, A. J., Patricio, J. A., Cabrita, A. M. Functional evaluation of peripheral nerve regeneration in the rat: walking track analysis. J. Neurosci. Methods. 108, 1-9 (2001).
  10. Willand, M. P., Holmes, M., Bain, J., Fahnestock, M., de Bruin, H. Electrical muscle stimulation after immediate nerve repair reduces muscle atrophy without affecting reinnervation. Muscle Nerve. 48, 219-225 (2013).
  11. Sterne, G. D., Coulton, G. R., Brown, R. A., Green, C. J., Terenghi, G. Neurotrophin-3-enhanced nerve regeneration selectively improves recovery of muscle fibers expressing myosin heavy chains 2b. J. Cell Biol. 139, 709-715 (1997).
  12. Plant, P. J., North, M. L., Ward, A., Ward, M., Khanna, N., Correa, J., Scott, J. A., Batt, J. Hypertrophic airway smooth muscle mass correlates with increased airway responsiveness in a murine model of asthma. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 46, 532-540 (2012).
  13. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plast. Reconstr. Surg. 83, 129-138 (1989).
  14. Hare, G. M., Evans, P. J., Mackinnon, S. E., Best, T. J., Midha, R., Szalai, J. P., Hunter, D. A. Walking track analysis: utilization of individual footprint parameters. Ann. Plast. Surg. 30, 147-153 (1993).
  15. McLean, J., Batt, J., Doering, L. C., Rotin, D., Bain, J. R. Enhanced rate of nerve regeneration and directional errors after sciatic nerve injury in receptor protein tyrosine phosphatase sigma knock-out mice. J. Neurosci. 22, 5481-5491 (2002).
  16. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. J. Vis. Exp. (54), e3092 (2011).
  17. Rogoz, K., Lagerstrom, M. C., Dufour, S., Kullander, K. VGLUT2-dependent glutamatergic transmission in primary afferents is required for intact nociception in both acute and persistent pain modalities. Pain. 153, 1525-1536 (2012).
  18. Thornell, L. E. Sarcopenic obesity: satellite cells in the aging muscle. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 14, 22-27 (2011).

Play Video

Cite This Article
Batt, J. A. E., Bain, J. R. Tibial Nerve Transection – A Standardized Model for Denervation-induced Skeletal Muscle Atrophy in Mice. J. Vis. Exp. (81), e50657, doi:10.3791/50657 (2013).

View Video