Abstract
我们描述了使用标准的光学显微镜通过明场和微分干涉对比意象的组合来执行质量，体积和密度对细胞样品的定量测量。两种主要的方法都：noninterferometric定量相显微镜（NIQPM），进行总细胞团和亚细胞密度分布的测量，以及希尔伯特变换微分干涉对比显微镜（HTDIC）来确定音量。 NIQPM是基于波传播的简化模型，称为傍轴近似，有三个基本假设：低数值孔径（NA）照明，弱散射光由标本弱吸收。幸运的是，未染色的细胞标本满足这些假设和NA低光照很容易在商业显微镜实现。 HTDIC是用来从下高NA光量的离焦的DIC图像获得体积信息振动性条件。高NA的照明使试样的增强切片沿着光轴。希尔伯特变换处理的DIC图像上叠加大大通过分离从背景的检体强度的灰度值提高边缘检测算法来在三维空间中的样本边界的定位。 NIQPM和HTDIC的主要优势在于他们的技术辅助使用“现成的，现成的”显微镜。有这些方法的两个基本限制：慢Z-堆栈采集时间在商业领域目前废除现象的调查比1帧/分钟的速度更快，其次，衍射效应限制NIQPM和HTDIC的实用程序对象从0.2上升到10 （NIQPM）和20（HTDIC）微米的直径，分别为。因此，感兴趣的试样和其相关联的时间动力学必须满足一定的大小和时间的限制，以便能够使用这些方法。令人兴奋的是，大多数固定cellulař标本很容易调查，这些方法。
Introduction
利用光学显微镜是目前普遍存在于细胞生物的调查。由于在可见光谱的低内源性吸光度和弱散射性质，细胞不强烈影响光波穿过它们的幅度，因此，当与标准的明视场显微镜成像的出现半透明。细胞标本做，但是，减慢光波通过他们行进在该线性关系的局部质量密度的空间，通过该光行进的特定区域的量的方式进行。这种异构的时间滞后或通过显微标本传输光波的“相”配置文件的利用率在1935年首次描述了弗里茨泽尼克1和Zernikein 1942年2实验实现。泽尼克被授予1953年诺贝尔经济学奖的这一成就。蔡司在1945年3商业化这种方式。 1955年，史密斯和Nomarsk我会介绍他们对使用微分干涉对比（DIC）显微镜，使用相位的空间梯度作为对比机制模式4和5的理论初步工作。 DIC是在1965in与诺马斯基6密切合作商业化蔡司。 1981年，两个实验室展示了第一个记录活细胞的DIC图像与视频摄像机纳入DIC显微镜7,8的光学列车。活细胞成像的时代诞生了。
因为这个时候，两个阶段的对比与DIC的商业显微镜的执行在很大程度上是不变的。这些方法由生物学家，主要用于生产细胞图像进行定性用途：监控形态，亚细胞结构的跟踪，动态膜9的调查。这些技术是定性在他们的“现成的，现成的”配置相位和DIÇ图像的光源强度的任意函数，该照明光学部件的设置，以及CCD摄像机增益，γ和曝光设置。
一个小军团物理学家和光学工程师一直在努力做商业成像方式定量。其中第一个努力是两个字母，以自然在1952年和1953年，其中医师出身的生物物理学家罗伯特更加光秃展示了使用相差显微镜的使用市售的相差显微镜通过这些细胞类型估计的相移，以确定细胞的细胞干重10，11。该领域已经开发出了众多围绕三个基本无标记的对比机制在随后几年的技术：相显微镜10,11，DIC显微镜12-17，和明视场18-22以确定光路长度，相位，质量密度，折射率，和细胞体积。
在第llel，收集了大量的自定义光学仪器也已自20世纪50年代开发的，并取得了深远的光学测量范围从虫体增长23应用程序，以记录细胞周期24到调查红细胞25膜动力学。特别是，在过去十年已经看到了大量的无标记定量显微镜的衍射相显微镜26的形式，断层相显微镜27，数字全息显微术28，相位敏感光学相干显微镜29，空间光干涉显微镜30，希尔伯特相差显微镜31，和定量相显微镜32。尽管他们的集体成就，这些仪器没有被分发给由于居多，他们复杂的仪器和计算要求的生物研究人员的大场。
在此我们ð问：描述使用标准光学显微镜通过明场和DIC图像的组合来进行质量，体积和密度对细胞样品的定量测量。两种主要的方法都：noninterferometric定量相显微镜（NIQPM），进行总细胞团和亚细胞密度分布的测量，以及希尔伯特变换微分干涉对比显微镜（HTDIC），以确定音量。 NIQPM和HTDIC的主要优势在于他们的技术可访问性。需要他们的成功执行的成像条件是大部分市售显微镜正常操作范围之内。此外，后处理算法是稳定的，快速的和健壮 - 用尽可能快速傅立叶变换（FFT）的算法在MATLAB已经实现。
NIQPM是一种方法来重构相和CEL的轴向集成的质量密度lular标本从明场图像。此轴向集成质量密度在样品的面积的总和给出了样品的总干质量的内容。该NIQPM协议是基于Paganin和纽金特18,19奠定了实验基础-在它被证明，细胞的相位分布可以从样品通过聚焦亮场图像重建-和弗兰克的理论工作，Altmeyer和韦尼克20 -解决了旁轴波动模型在一个高效的基于FFT的方式。的相位，以干质量密度的连接是通过更加光秃10,11和波佩斯库33基于该工作。
体积信息可以从通过聚焦DIC图像高NA的照明条件下，使试样的光学切片沿着光轴下获得。希尔伯特变换处理的DIC图像堆栈大大提高边缘检测算法来在三维空间中的样本边界，通过分离从背景的检体强度的灰度值的定位。与Arinson 等 34本作品源自虽然我们已经介绍了两种傅里叶滤波方法，以提高对比度和样品的体积自动分析Sobel算子的边缘检测方法。我们在聚苯乙烯球大小不等，从衍射极限可达20微米，直径36也验证HTDIC以前。
尽管这两个NIQPM和HTDIC是由于其在商业显微镜技术的发展方便，该方法是由显微镜本身的硬件配置根本的限制。这些技术的主要局限性是双重的：慢Z堆叠的采集时间在商业领域中，由于对整个样品台的翻译，而不是仅仅在物镜目前限制现象的调查比大约1帧/分钟速度更快，其次，衍射效应限制NIQPM和HTDIC的实用程序对象大小不等，从0.2上升到10和20微米，直径分别。因此，感兴趣的样品及其相关的动态时间必须达到一定的规模和时间上的限制，使典型的“现成的，现成的”工具使用这些方法。令人兴奋的是，大多数固定细胞标本很容易调查，这些方法。
该NIQPM和HTDIC协议的概述示于图1。在图2中 ，我们说明了最优和次优通过聚焦成像低和高NA的照明条件下为亮场和DIC图像。 图3和图4展示了参数NIQPM算法的依赖性突出成功的和不成功的实现。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1。显微镜规格
开展成像在正确的时尚显微镜应具有以下规格：
- 同时具有微分干涉对比（DIC）和明场（BF）的对比。
- 有电脑控制Z轴移动。
- 有一个可调节的光圈来改变聚光透镜的数值孔径。具有渐变的规则或电子读出的孔是需要知道的数值孔径的值。数值孔径应为0.1的NIQPM高达0.9（或更高版本）HTDIC。
- 在显微镜应该有一个窄带滤色器被用于明场成像。此过滤器是必需的，以固定的折射率增量，用于将相位质量密度为NIQP一个波长相关的骨折。
2。微分干涉对比（DIC）的Z堆栈收购
- 打开SlideBook软件ND创建图像采集一张新的幻灯片。
- 接下来，打开焦点的窗口。根据过滤器设置部分，选择DIC。在Scope选项卡，在冷凝段，调整光圈滑动条向右最远的位置（打开所有的方式）。这提供了高数值孔径的照明，提高了样品的光学切片。
- 专注于利用DIC的目标样本。调整卤素灯的强度，直到所述样品是容易可见。为了确保相机不被饱和，选择聚焦窗口的摄像头选项卡，检查像素强度的直方图是相机的动态范围内。
- 打开图像捕捉窗口。在捕获类型部分，选中3D方块。在3D拍摄部分，选择围绕中心范围 ，并返回到当前位置
- 在图像捕获窗口的过滤器设置部分，选中DIC框中，指定曝光时间。在图像信息部分，命名图像（可选），然后选择Start开始成像。
3。明场（BF）Z堆栈收购
- 一旦显微镜完成收集DIC Z堆栈的样品，打开聚焦窗口，然后选择打开下的过滤器设置部分。调整光圈滑动条最左侧位置（关闭所有的方式），以提供低NA照明。
- 改变显微镜光路滤波器，以绿色。调整卤素灯的强度，直到样品是可见的。确保有通过选择不饱和摄像机的
- 打开图像捕捉窗口。从DIC Z堆栈采集3D捕捉设置将被显示。
- 在图像捕获窗口的过滤器设置部分，选中打开框中，指定曝光时间。在图像信息部分，命名图像（可选），然后选择Start开始 Z堆栈的图像采集。
4。导出Z堆栈图片
- 打开Z堆栈捕获。将视图改为100％。调整也可以在0显示的象素值的直方图和相机的最大象素值（4095为12位的相机，65535为16位）。
- 选择视图 > 导出 > TIFF系列 。这将Z堆栈导出为一系列TIFF图像（每个Z平面）。保存为TIFF系列在一个单独的文件夹中，有一个底线末（ 即 「DIC堆栈1_」）的名称。每个DIC或BF Z堆栈重复此。
5。容积测量
- 打开名为“JoVE_HTDIC_v1.m”的HTDIC MATLAB程序。
- 根据HTDIC程序段0，更新的依赖性目录变量。复制并粘贴含有以下“dependencies_directory =”的hilbert_transform_dic.m和sobel_edge_detect.m文件从资源管理器中的单引号之间（PC）的目录。该JoVE_HTDIC_v1.m程序ExecuteSection 0。
- 在第1，更新了“images_directory”。再次，复制和粘贴包含在单引号之间英寸TIF形式，通过聚焦图像的目录。只运行第1节一次。
- 校准和图像希尔伯特的旋转变换运行的代码段2。将出现一个对话框，标题为“定义HTDIC参数”。五NUMBERS都需要从用户：焦平面数，其中样品的DIC图像处于焦点，横向分辨率（微米/像素的图像），轴向分辨率（这是0.1图像采集在0.1微米轴向步骤），的DIC图像的旋转角度需要进行希尔伯特变换，典型值是45和-135。最后，输入的兴趣大小的区域，这个参数定义了随后将出现一个框的侧面的长度 - 典型值为400。 单击 OK。
- 由焦平面号指定的DIC焦平面的图像会出现一个蓝色的盒子。定位框在感兴趣的功能， 例如一个细胞。盒子不一定是正方形。一旦盒子已被定位在期望的区域，双击箱内。
- 另一个数字将会出现：这个数字包含在上一步中选择感兴趣的区域的裁剪和旋转图像。图像的对比度应该是这样的黑暗的特征出现在左边而明亮的功能出现在右边。拖动蓝色方块在该地区的利益，重塑是必要的。
- 部3生成的掩模用于Z堆叠立方体。有两种类型的口罩可供选择：一个矩形遮罩来创建单元格周围的矩形和一个手绘工具，通过手工勾勒感兴趣的细胞。
- 要生成一个矩形遮罩，取消线167和注释行170（通过在该行的开头放置一个“％”注释行了）。执行程序的第3节。在图像中单击并拖动鼠标以开始定义的矩形遮罩。双击复选框以接受它。
- 要生成一个手绘面具，注释行和167行取消注释170，并执行第3节。单击并绘制所需的口罩用鼠标。双击口罩接受它。
- 运行第4到构建希尔伯特变换的DIC图像堆栈和感兴趣的区域对应的DIC图像堆栈。在第3部分构成的掩模将被应用到希尔伯特变换DIC堆栈和当“maskON”被设定为1的行179的常规DIC堆栈。设置“maskON”为0将兴建图像堆栈不应用蒙版。
- 执行第5优化的感兴趣区域的xz横截面图像的图像的分割。图500中，由程序生成时，会出现显示了三种不同类型的对比。该算法找到的单元格的边框的成功是依赖于所使用的面具和“门槛”在程序的229行中的值的组合。首先0.5的值。调整阈值，然后重新运行本节中的程序，直到正确的大纲是在其中一列来实现。
- 如果大纲是最好的在第1列，使用6节使用的DIC图像分割，以确定该卷。如果第2列给出最佳的结果，执行第7节确定从希尔伯特变换的DIC图像细胞体积。如果列3 GAVe化效果，运行第8采用傅立叶过滤希尔伯特变换的DIC图像来确定音量。
- 样品的测量量，报告在立方微米（FL）是在图600中，700或800的通过根据该程序在其上的测量量被选择制作的标题。
6。质量测量
- 打开名为“JoVE_NIQPM_v1.m”的NIQPM MATLAB程式。
- 根据NIQPM程序段0，更新运行程序需要三个目录的位置。这些是“dependencies_directory，”该“brightfield_directory，”和“dic_directory”。
- 接下来，运行第1节。这部分代码生成整个图像集满场的亮场图像立方体。只运行第1节一次。
- 接下来，运行第2节。将出现一个对话框，标题为“定义NIQPM参数”。四个数字需要从用户：焦平面数，其中的亮场图像样品是在焦点，横向分辨率（微米/像素的图像），轴向分辨率（这是0.1进行图像采集在0.1微米轴向步骤），以及兴趣大小的区域中，这个参数定义的一个边的长度这也将随之出现对话框 - 一个典型的值是200。 单击 OK。
- 由焦平面号指定的亮场焦平面的图像会出现一个蓝色的盒子。
- 如果图像不在焦点上，双击在蓝色方块并重新运行第2节时，一定要调整焦平面数字在对话框中。
- 如果图像处于焦点，拖动蓝色方块中的图像四周，通过选择框的节点，并根据需要拖动调整它的大小。定位框周围感兴趣的功能， 例如一个细胞。盒子不一定是正方形。双击箱内接受它。
- 接下来，运行第3节构建一个栈的明场图像裁剪为在该地区票面。
- 要生成相位图，伪DIC图像和比较，以明场图像和真实DIC图像，执行第4节。
- 随着伪DIC和DIC的真实图像尽可能相似的质量密度图，总质量，而细胞密度的直方图可以通过运行第5A或5B来确定。第5A进行自动化边境检测领域 - 优化“门槛”行300 - 典型值0.1〜1之间变化。如需要优化的阈值重新运行本节。第5B开展群众性测定等用户勾勒感兴趣的细胞后。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
通过聚焦图像采集过程中正确的样品照明是成功实施的NIQPM 一个次HTDIC算法的关键。在图2中 ，我们说明了低，高NA的照明既DIC和亮场对比度聚苯乙烯球和人的结肠腺癌细胞株SW620下。 图2A，2C，2I和2K展示的NIQPM最佳成像。 图2F，2H， 2N，而2P展示的HTDIC最佳成像。
图3和图4展示了参数的NIQPM算法突出成功和不成功的实现依赖。在图3中，我们探索了4.8微米直径的聚苯乙烯球的相位分布-的预期形状是已知的理论上，因此可以直接进行比较的NIQPM重建。
细胞标本，其相位特性是不知道先验 ，可以使用NIQPM重建中的一个程序，以一个“伪DIC”图像比较结合-从重构的相位计算-以一个实际的DIC图像，这是一个直接的光学测量确定的，细胞。 NIQPM有一个自由参数 - 飞机在明场图像堆栈在哪个计算为中心。这个中心的焦平面应调整直到伪DIC和DIC的真实图像看起来尽可能相似。 图4E-G展示出失焦的伪DIC的形象，最佳的伪DIC的形象，和相应的以0.9的照明NA采取的细胞的克DIC图像。有趣的是，最好相图和相应的伪DIC图像并不一定对应于在聚焦明场图像， 即 图1A和1B。
最后， 图5示出涉及HTDIC图像处理算法的步骤。从NA下的DIC通过聚焦图像= 0.9光照， 图5A和5D，希尔伯特变换预制移除DIC图像的浮雕 ; 图5B和5E。这种带有沿着这可以从高通傅里叶滤波去除光轴一些模糊， 图5C和5F。这些最终的图像容易地分割，以确定试样中的每一个的横截面平面上的面积来推断总细胞体积。
her.within页=“总是”> 
图1。 NIQPM和HTDIC工作流程：（1）显微标本，如细 胞应安装在显微镜载玻片与盖玻片使用Fluoromount G.贴在样本（2）既DIC和一个标准的明场对比下获得通过聚焦图像“关断的，现成的”显微镜形成输入到图像处理算法。 （3）后处理在MATLAB中的图像，以确定向DIC细胞体积，并从明场细胞图像质量分布。 （4）定量终点指标：热图和条形图请点击这里查看该图的放大版本。
IGURE 2“FO：内容宽度=”5英寸“SRC =”/ files/ftp_upload/50988/50988fig2highres.jpg“宽度=”500“/>
图2。通过聚焦DIC和聚苯乙烯球和SW620细胞系明场成像的最佳成像条件NIQPM与0.1 NA照明亮场的对比。对于HTDIC DIC，0.9 NA照明是最优的。 （A，B） 恩面临的直径为4.8微米的聚苯乙烯球受到0.1 NA和0.9 NA照明亮场图像，分别。 （C，D）横截面明场图像分别为4.8微米直径的聚苯乙烯球受到0.1 NA和0.9 NA照明。 （E，F） 恩的脸 DIC图像的直径为4.8微米的聚苯乙烯球受到0.1 NA和0.9 NA照明，分别。 （G，H）的4.8微米直径的聚苯乙烯球十字截面DIC图像ubject至0.1 NA 0.9 NA照明元。 （I，J） 恩面对 SW620大肠癌细胞株主题的明场图像，以0.1和0.9 NA照明，分别。 （K，L）SW620细胞科目分别为横截面明场图像，以0.1和0.9 NA照明。 （M，N） 恩的脸 DIC图像SW620细胞受到0.1 NA和0.9 NA照明，分别。 （O，P）SW620细胞受到0.1 NA和0.9 NA照明的横截面DIC图像。 请点击此处查看该图的放大版本。
图3。最优和次优阶段重建：直径4.8微米的聚苯乙烯球的每一行调查的恩面对明亮的场强（第一列）和重构相配置文件作为焦平面开始在中点通过球体焦平面依赖，Z = 0 ，和过去的这架飞机在移动1微米的步骤。沿对角线的相位重构相剖面（A，E，I，M）E N面鲜艳的电场强度，（B，F，J，N）对应的相空间重构，（C，G，K，O）的比较地图，蓝色圆圈，理论相位轮廓，红色，和制造商的误差容限，黑线，和（D，H，L，P）百分比（％）重建的p错误恒生银行方面的理论相位分布。 请点击此处查看该图的放大版本。
图4。最优和次优阶段重建：SW620细胞的两列从z栈比较次优和最优的亮场图像平面（A，B），使相位计算。相应的相位重建（C，D）被用于产生一个伪DIC图像（E，F）。这些进行比较，以真实的DIC图像，NA = 0.9的照明，在（G）。伪DIC图像的最佳匹配DIC的形象决定了从明场图像进行正确的输入图像GE栈相重建使用。最后，相映射到投影质量密度（H，I）。 请点击此处查看该图的放大版本。
图5。使用HTDIC最佳DIC的对比度增强：聚苯乙烯球和SW620细胞。 （一 ）横断面DIC图像4.8聚苯乙烯球，（B）对应的HTDIC图像，（C）傅立叶过滤HTDIC形象。球体图像的轴向尺寸已经缩小到占试样（1.597）的折射率不匹配和安装介质（1.4）。 （DF）证明为SW620细胞相同的图像类型，然而，没有屈光我ndex失配校正由于该试样的折射率对比度弱。无阈值已经在这些图像被执行。 请点击此处查看该图的放大版本。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
在一般情况下，NIQPM是验证的光路长度从0.25-44.7受衍射限制的技术。验证了n个执行= 1.596聚苯乙烯球从0.11-9.8微米的悬浮在Fluoromount摹直径范围（数据未显示）。细胞具有光路长度，范围从近0-7。
当测量试样的密度分布人们可以发现，伪DIC图像看起来很好，而密度地图拥有多余的背景贡献。这是由于在作为输入到NIQPM算法的样本的亮场图像的噪声。两个可能的修改，NIQPM方法可以用来消除不需要的背景贡献：首先，可以使用较长的曝光时间，以提高信号与噪声在明视场图像。成像光学薄的标本时，这一点尤其重要。另外，也可以减少Z堆叠本收的轴向间隔离子从0.1-0.05微米，平均2-3架飞机一起将它们输入到NIQPM算法之前。
HTDIC基于容积测定已验证的聚苯乙烯球直径范围为1-20微米，并已交叉验证，共聚焦荧光显微镜35。该技术高估低于系统的衍射极限的物体的体积，由于与光学的点扩散函数相关联的衍射效应。
也许故障排除所需的小型或薄标本HTDIC体积测定。误差的主要来源是来自使用用于确定在横截面图像的单元格的边界内置在MATLAB Sobel算子的边缘检测图像的分割。在HTDIC程序第4条“门槛”的值是在获得最佳分割的关键。结果往往相差在一个非线性的方式 - 在“门槛”drasticall小的变化Ý改变从边缘检测得到的封闭区域。目前的方案介绍与选择无论从DIC的Z-栈，HTDIC Z堆栈，或F-HTDIC Z堆栈进行图像分割的用户。
DIC独自往往是更好地为大样本，而HTDIC和小样本（<5微米，直径）的F-HTDIC工作。
掩码可以增强方法的分割能力的形象。第2允许用户确定的掩模应用到图像立方体。我们建议立方体的使用矩形蒙版截断的水平（x-范围内），同时保留了立方体的垂直（y范围）。
总之，NIQPM和HTDIC是，可以在标准的“现成的，现成的”光学显微镜下进行，而相比之下，大多数现有的方法在技术上可访问的定量成像方式。中央到这些技术是样品的行驶约下通过聚焦成像opriate成像条件：低NA的照明NIQPM，和高NA的照明HTDIC。这里提出的方法可以概括为在系统比这里展示了其他用途。需要为这些程序的主要标准是该用户拥有舞台的z运动和采集图像作为物镜的焦点位置是多种多样的能力控制显微镜。提出的方法适用于成像固定细胞或缓慢移动的生物标本。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
作者在介绍的工作的任何财务权益。
Acknowledgments
这项工作是由美国国立卫生研究院（U54CA143906到KGP，OJTM和R01HL101972到OJTM）和俄勒冈州医学研究基金会早期临床研究奖（KGP）资助。 OJTM是美国心脏协会研究者（13EIA12630000）。我们感谢奈特癌症研究所的埃里克·安德森博士准备在这项工作中使用的细胞样本。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Zeiss Axio Imager 2 microscope | Carl Zeiss MicroImaging GmbH, Germany | Axio Imager D2 | Microscope |
| Green filter (λ = 540 ± 25 nm) | Chroma Technology Corp., Bellows Falls, Vermont | D540/25x | Green filter |
| SlideBook 5.5 software | Intelligent Imaging Innovations, Denver, Colorado | Image acquistion software | |
| Polystyrene microspheres | Bangs Laboratory, Inc., Fishers, IN | PS06N | Polystyrene spheres |
| Fluoromount-G | SouthernBiotech, Birmingham, Alabama | 0100-01 | Mounting media |
References
- Zernike, F. Das Phasenkontrastverfahren bei der mikroskopischen Beobachtung. Z. Technische Physik. 16, 454-457 (1935).
- Zernike, F. Phase contrast, a new method for the microscopic observation of transparent objects. Physica. 9 (42), 974-986 (1942).
- Blow, N.
- Smith, F. H. Microscopic interferometry, Research. 8, 385-395 (1955).
- Nomarski, G. Microinterféromètre différentiel à ondes polarisées. J. Phys. Radium. 16, (1955).
- Lang, W.
- Allen, R. D., Allen, N. S., Travis, J. L. Video-enhanced contrast, differential interference contrast (VEC-DIC) microscopy: a new method capable of analyzing microtubule-related motility in the reticulopodial network of Allogromia laticollaris. Cell Motil. Cytoskel. 1, 291-302 (1981).
- Inoué, S. Video image processing greatly enhances contrast, quality, and speed in polarization-based microscopy. J. Cell Biol. 89, 346-356 (1981).
- Aslan, J. E., Itakura, A., Gertz, J. M., McCarty, O. J. Platelet shape change and spreading. Methods Mol. Biol. , 10-1007 (2012).
- Barer, R. Interference microscopy and mass determination. Nature. 169, 366-367 (1038).
- Ross Barer, R., Tkaczyk, K. F. A., S,
- Preza, C., Snyder, D. L., Conchello, J. A. Theoretical development and experimental evaluation of imaging models for differential interference contrast microscopy. J. Opt. Soc. Am. A. 16, 2185-2199 (1999).
- Arnison, M. R., Larkin, K. G., Sheppard, C. J., Smith, N. I., Cogswell, C. J. Linear phase imaging using differential interference contrast microscopy. J. Microsc. 214, 7-12 (2004).
- Van Munster, E. B., Van Vliet, L. J., Aten, J. A. Reconstruction of optical pathlength distributions from images obtained by a wide‐field differential interference contrast microscope. J. Microsc. 188, 149-157 (1997).
- Kou, S. S., Waller, L., Barbastathis, G., Sheppard, C. J. Transport-of-intensity approach to differential interference contrast (TI-DIC) microscopy for quantitative phase imaging. Opt. Lett. 35, 447-449 (2010).
- Xu, M. Scattering-phase theorem: anomalous diffraction by forward-peaked scattering media. Opt. Exp. 19, 21643-21651 (2011).
- Duncan, D. D., Fischer, D. G., Dayton, A., Prahl, S. A. Quantitative Carré differential interference contrast microscopy to assess phase and amplitude. J. Opt. Soc. Am. A. 28, 1297-1306 (2011).
- Barty, A., Nugent, K. A., Paganin, D., Roberts, A.
- Paganin, D., Nugent, K. A. Non-interferometric phase imaging with partially coherent light. Phys. Rev. Lett. 80, 2586-2589 (1998).
- Frank, J., Altmeyer, S., Wernicke, G. N. on-interferometric non-iterative phase retrieval by Green’s functions. J. Opt. Soc. Am. A. 27, 2244-2251 (2010).
- Phillips, K. G., Velasco, C. R., Li, J., Kolatkar, A., Luttgen, M., Bethel, K., Duggan, B., Kuhn, P., McCarty, O. J. Optical quantification of cellular mass, volume, and density of circulating tumor cells identified in an ovarian cancer patient. Front. Oncol. 2, 1-8 (2012).
- Phillips, K. G., Jacques, S. L., McCarty, O. J. Measurement of single cell refractive index, dry mass, volume, and density using a transillumination microscope. Phys. Rev. Lett. 109, 1-5 (2012).
- Park, Y. K., Diez-Silva, M., Popescu, G., Lykotrafitis, G., Choi, W., Feld, M. S., Suresh, S. Refractive index maps and membrane dynamics of human red blood cells parasitized by Plasmodium falciparum. , 105-13730 (2008).
- Mir, M., Wang, Z., Shen, Z., Bednarz, M., Bashir, R., Golding, I., Popescu, G. Optical measurement of cycle-dependent cell growth. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 13124-13129 (2011).
- Popescu, G., Ikeda, T., Goda, K., Best-Popescu, C. A., Laposata, M., Manley, S., Feld, M. S. Optical measurement of cell membrane tension. Phys. Rev. Lett. 97, 1-4 (2006).
- Popescu, G., Ikeda, T., Dasari, R. R., Feld, M. S. Diffraction phase microscopy for quantifying cell structure and dynamics. Opt. Lett. 31, 775-777 (2006).
- Choi, W., Fang-Yen, C., Badizadegan, K., Oh, S., Lue, N., Dasari, R. R., Feld, M. S.
- Charrière, F., Marian, A., Montfort, F., Kuehn, J., Colomb, T., Cuche, E., Depeursinge, C. Cell refractive index tomography by digital holographic microscopy. Opt. Lett. 31, 178-180 (2006).
- Joo, C., Akkin, T., Cense, B., Park, B. H., de Boer, J. F. Spectral-domain optical coherence phase microscopy for quantitative phase-contrast imaging. Opt. Lett. 30, 2131-2133 (2005).
- Wang, Z., Millet, L., Mir, M., Ding, H., Unarunotai, S., Rogers, J., Popescu, G.
- Ikeda, T., Popescu, G., Dasari, R. R., Feld, M. S. Hilbert phase microscopy for investigating fast dynamics in transparent systems. Opt. Lett. 30, 1165-1167 (2005).
- Shaked, N. T., Rinehart, M. T., Wax, A. Dual-interference-channel quantitative-phase microscopy of live cell dynamics. Opt. Lett. 34, 767-769 (2009).
- Popescu, G., Park, Y., Lue, N., Best-Popescu, C., Deflores, L., Dasari, R. R., Badizadegan, K. Optical imaging of cell mass and growth dynamics. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 295, (2008).
- Arnison, M. R., Cogswell, C. J., Smith, N. I., Fekete, P. W., Larkin, K. G. Using the Hilbert transform for 3D visualization of differential interference contrast microscope images. J. Microsc. 199, 79-84 (2001).
- Baker, S. M., Phillips, K. G., McCarty, O. J. Development of a label-free imaging technique for the quantification of thrombus formation. Cell. Mol. Bioeng. 5, 488-492 (2012).
