Milk collection from animal models facilitates various research avenues: understanding passive immunity, identifying pathogens responsible for vertical transmission and, through the use of transgenic mice, even commercial production of proteins found in human breast milk. Here we illustrate a simple method for milk collection in mice and Reeves’ muntjac deer.
Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen’s native host. Milk collection from animals allows scientists the opportunity to study many aspects of reproduction including vertical transmission, passive immunity, mammary gland biology, and lactation. Obtaining adequate volumes of milk for these studies is a challenging task, especially from small animal models. Here we illustrate an inexpensive and facile method for milk collection in mice and Reeves’ muntjac deer that does not require specialized equipment or extensive training. This particular method requires two researchers: one to express the milk and to stabilize the animal, and one to collect the milk in an appropriate container from either a Muntjac or mouse model. The mouse model also requires the use of a P-200 pipetman and corresponding pipette tips. While this method is low cost and relatively easy to perform, researchers should be advised that anesthetizing the animal is required for optimal milk collection.
Los modelos animales proporcionan información sobre la patología de la enfermedad que no puede ser adquirida mediante el análisis in vitro. Para proporcionar los resultados más eficaces, es importante utilizar un modelo animal que está estrechamente relacionado con la enfermedad y de las especies de interés. Por ejemplo, el muntjac Reeves (Muntiacus reevesi), un pequeño ciervo de Asia 1,2, y los ratones transgénicos que expresan la proteína priónica cérvido (CerTgPrP) 3 son los modelos animales útiles para las especies de cérvidos. Ambas especies son poliestro, lo que permite la cría durante todo el año, y por lo tanto una fuente constante de tejidos y fluidos relacionadas con el embarazo para estudiar mecanismos específicos en la biología cérvido. Los estudios de la leche tienen una amplia gama de aplicaciones que son más simplemente (y barata) realizados en modelos animales que en los seres humanos. Los investigadores podrían investigar la leche y el calostro como fuente potencial de 1) la transmisión de enfermedades infecciosas, 2) las inmunoglobulinas transferidos de madre a hijo en el desarrollo de ciertasllo de la inmunidad pasiva 4 y 3) la lactoferrina, una proteína presente en la leche materna humana implicada en la inmunidad pasiva que los investigadores están tratando actualmente para producir comercialmente 5.
La recolección de una cantidad sustancial de la leche de animales pequeños puede llegar a ser una tarea difícil. Rogers propone un enfoque para recoger la leche de ratas 6, que se utilizó posteriormente en ratones. De Peters y Hovey proponen dos métodos para la recogida de leche, uno utilizando un vacío generado manualmente-producida por un bulbo de pipeta de goma en una pipeta Pasteur, y una segunda que requiere la construcción de una unidad de ordeño, que luego se une a una fuente de vacío (tales como un grifo) para cosechar la leche del ratón 7. Aquí proponemos un método simple y económica para la recogida de leche de ambos ratones y ciervos muntjac Reeves, que requiere equipos de laboratorio sólo disponibles y habilidades técnicas básicas. Nuestro método proporciona un volumen suficiente de leche para variosaplicaciones.
Ratón
Hay varios factores a tener en cuenta en la recogida de leche de un ratón, incluyendo 1) la cantidad de tiempo dedicado a la recolección, 2) la dosis de oxitocina administrada, 3) el número de crías de la presa es actualmente de enfermería y 4) la cantidad de tiempo que ha pasado desde el parto en el momento de la recolección. A partir de estudios anteriores como guía, nos dispusimos a optimizar las condiciones para la producción de leche.
<p class="jove_c…The authors have nothing to disclose.
These experiments were funded by the NIH grant #RAI093634A. We express immense gratitude to Jenny Powers, DVM, PhD, for her assistance in muntjac milking.
Materials-Mouse | |||
Name of Material/Reagent | Vendor | Catalog Number | Comments |
Ketamine (KetaVed 100 mg/mL) (dose: 80-100 mg/kg) | MWI/Vedco | 011075 | |
Xylazine (TranquiVed 100 mg/ml) (dose:5-10 mg/kg) | MWI/Vedco | NADA 139236 | |
Eye lubricant | MWI/Apexa | 701013 | |
Oxytocin (2 IU/kg) | Vet One | 501013 | |
Materials- Muntjac | |||
Name of Material/Reagent | Vendor | Catalog Number | Comments |
Midazolam (1-2 mg/kg) | Amerisource Bergen Drug Corp | 924326 | optional: researcher can either use Midazolam on its own or BAM combination as an anesthetic |
Butorphanol tartrate (Torbugesic) (0.45 mg/kg) | Fort Dodge Animal Health | NADA 135-780 | |
Azaperone tartrate (0.25 mg/kg) | ZooPharm | ||
Medetomadine HCl (0.07 mg/kg) | ZooPharm | ||
Antipamezol hydrochloride (Antisedan) (dose: 0.25 mg/kg) | Orion Corporation | NADA 141-033 | |
Oxytocin (10 IU/kg) | Vet One | 501013 | |
Equipment- Mouse | |||
Name of Equipment | Vendor | Catalog Number | Comments |
P-200 Pipetman | Gilson | F123601 | |
200 μL pipette tips | Light Labs | B-2004-SH | |
1 ml syringes | MWI | 005427 | |
27 gauge needles | MWI | 002031 | |
Equipment- Muntjac | |||
Name of Equipment | Vendor | Catalog Number | Comments |
15 ml conical tubes | VWR | 21008-918 | |
22 gauge needles | MWI | 873 | |
3 ml luer lock syringes | MWI | 001377 |