Abstract
Vi beskriver en nyligt udviklet fremgangsmåde til at måle mekaniske egenskaber af overfladen af plantevæv ved hjælp af atomic force mikroskopi (AFM) mikro / nano-indsnit, til JPK AFM. Konkret i denne protokol vi måler den tilsyneladende Youngs modul af cellevægge ved subcellulære beslutninger på tværs af regioner på op til 100 um x 100 um i blomstret meristems, hypokotyler, og rødder. Det kræver omhyggelig forberedelse af prøven, det korrekte valg af mikro-Indenters og indrykning dybder. At redegøre for cellevægs egenskaber kun er målinger udført i stærkt koncentrerede opløsninger af mannitol for at plasmolyze cellerne og dermed fjerne bidrag celle saftspændingen.
I modsætning til andre bevarede teknikker, ved hjælp af forskellige Indenters og indrykning dybder, denne metode giver mulighed for samtidig multiscale målinger Men flere begrænsninger er fortsat: metoden kan kun bruges på forholdsvis små prøver (ca. 100 um i diameter), og kun på eksterne væv; fremgangsmåden er følsom over for væv topografi; den måler kun visse aspekter af væv komplekse mekaniske egenskaber. Teknikken udvikles hurtigt, og det er sandsynligt, at de fleste af disse begrænsninger vil blive løst i den nærmeste fremtid.
Introduction
Væksten i planter opnås ved koordineret udvidelse af de stive cellevægge, der omgiver hver celle af organismen. Akkumulerende tyder på, at det er gennem en ændring af cellevæggen kemi, planter lokalt styre denne ekspansion. Udvidelsen menes primært at være drevet af belastning af cellevæggene, forårsaget af cellen høje saftspændingen; denne stamme respons på saftspændingen er underlagt de mekaniske egenskaber af cellevæggene 1. Lidt er kendt af disse mekaniske egenskaber, og hvordan de ændrer sig under udvikling. Endvidere lidt er kendt, hvordan disse mekaniske egenskaber er kontrolleret og om feedback bidrage til at ændre cellevæg kemi på en måde, at der åbenbart er koordineret på en væv. Hvis vi skal forstå sammenhængen mellem kemiske og mekaniske ændringer i planternes cellevægge under udviklingen, og i sidste ende, hvordan disse mikroskopiske interaktioner styrer en plante'S makroskopisk vækst, en metode, der kan overvåge mekaniske egenskaber af cellevægge i udviklingslandene organer på celler eller væv skala er påkrævet.
Atomic force mikroskopi (AFM), der er beskrevet her, som er baseret på mikrometer eller nanometer væv kompressioner eller fordybninger, blev udviklet præcist at måle de mekaniske egenskaber af cellevægge i udviklingslandene organer samtidigt på subcellulære opløsninger og på tværs af hele regioner i væv. Andre metoder har enten en opløsning, der er for lav eller for høj: extensometerets er kun i stand til at måle de gennemsnitlige mekaniske egenskaber af en hel væv ved millimeter skala 2-4, en skala, der er for eksempel for stor til at måle tidlige hændelser i organogenesis; den microindenter kan tage målinger på subcellulære opløsning på nanometer skala, men den er begrænset til måling af isolerede celler og ikke grupper af celler eller organer 5-7. Med AFM, den kræverd væv, cellulære og subcellulære resolutioner kan opnås 8-10. For nylig flere protokoller er blevet udviklet specielt til at måle mekanik af planter væv, der også kan benyttes 11, 12.
Vi præsenterer her, hvordan man vurderer elasticitet af væv gennem måling af den tilsyneladende Youngs modul 13.
The Young modul er almindeligt anvendt til at beskrive stivheden af et materiale. Under lille deformation den nødvendige kraft til at deformere et materiale er proportional med arealet af indrykning. The Young modul er denne koefficient. I tilfælde af en kontinuerlig homogent materiale vil blive målt samme koefficient uanset indrykningen type (størrelse og form), men vil ændre sig med hastigheden af målingen. I tilfælde af den komplekse struktur af planter væv, har vi observeret, så langt, at kraften er proportional med deformation tillader bestemmelse afen koefficient på proportionalitet, som vi kalder "tilsyneladende ung modul". I kontrast fra kontinuerlige medier i anlæggene, denne tilsyneladende unge modul er følsom over for størrelsen af indrykning. Det svarer ikke til den unge moduli af en ren cellevæg. Det bedst beskriver elasticiteten af stilladser af cellevæggen af vævet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1.. Forbered glas Slides til montering Sample
- Forbered imbedding agarose medier: 0,7% lavtsmeltende agarose i 10% mannitol (i vand).
- Anvendelse af en stærk metal-instrument (f.eks borespids, lime), etch en 0,5 x 0,5 cm område i centrum af et mikroskopi objektglas. Eller i stedet, lim et lille stykke glas lameller (ca. 20 x 200 um) til objektglas ved hjælp af Araldite lim. BEMÆRK: Denne roughens overfladen for at lette vedhæftning af agarose at sikre, at agarose medier pinde eller rettelser til objektglasset. Denne slide kan genbruges.
- Anbring en dråbe af omkring 20 pi imbedding agarose medier på den ætsede område af objektglasset. Dette giver en tynd film af agarose.
- Opbevar objektglasset i en fugtig boks og vente agarose medier til at størkne.
2.. Dissecting og Montage meristem Prøver
- Microdissect meristems for konfokal fantasing: Fjern blomsterknopperne én efter én fra stammen ved at trække dem ned med ultrafine pincet. Det er vigtigt at fjerne alle de blomsteragtige knopper op til knopper, der ikke udviser bægerblade (dvs. P1 primordia 14).
- Ved hjælp af et barberblad eller spidsen af pincetten, skæres meristemet væk fra stilken. Snittet skal være parallelle til regionen meristemet overflade, der skal måles med AFM. Den opnåede spids skal være mellem 300 um og 600 um høj til at passe under AFM spids.
- Skub spidsen ind i filmen af agarose medier udarbejdet på trin 1.1.4. Vælg en position på objektglas / agarose og skub forsigtigt sådan at meristemet er både direkte i kontakt med objektglas og stikker ud fra agarose. Det er afgørende at placere meristem i agarose i de få sekunder, der følger sit snit fra stammen. Bemærk: Dette er for at forhindre meristemet fra tørring. På dette stadium, vil meristem blive stående i en crack fordi agarose brækkede ved påføring af tryk.
- Forberede flere meristems denne måde for batch billedbehandling, forudsat at de er af samme højde og er placeret mindre end 500 um fra hinanden på diaset. Hold tilberedte meristems i den fugtige kassen, mens dissekere yderligere prøver.
BEMÆRK: Det begrænser variationen kommer fra kalibreringen. Ideelt 2 prøver af hver betingelse kunne være forberedt og måles tilfældigt. Indtil videre er der ikke observeret nogen effekt af batch billedbehandling på målingen (stress induceret respons). Dette kunne være på grund af fortynding af stress signalmolekyler i agar og / eller montering løsning. Alternativt stress respons er den samme uanset den mængde prøve fremstillet. - Før vi går videre til næste trin, skal du sørge for, at grænsen mellem meristemet og blomsterknopperne er tør. Hvis ikke, skal du fjerne det overskydende vand forsigtigt ved hjælp af filtrerpapir. Dette skulle forhindre i den næste fase, at den smeltedeagarose oversvømmelser prøven på grund af kapillarvirkning kræfter.
- Med en 20 gl pipette tilsættes nok smeltet montering agarose at udfylde revnen skabes på trin 1.2.3. og at omgive hver meristem. Den agarose skal nå det niveau af arret af den fjernede blomsterknop (primordium). For at opnå dette kan det være nødvendigt at tilføje agarose ved hver ende af revnen.
- Når der tilsættes agarose, vil det hurtigt oversvømme ind i revnen; ved hjælp af pipetten, sutte off del af den smeltede montering agarose at sikre, at meristem er det højeste punkt på diaset. Dette løser meristem, så den ikke kan bevæge sig under billedbehandling.
3.. Montage Root eller Hypokotyle Prøver
- Efter rødder og hypokotyler, er det ikke nødvendigt dissektion. I den tynde film af agarose på den forberedte objektglas, lave en rille enten direkte over en etch i glasset eller langs et glas lamel. Placer rod eller kimstænglen i denne rille sikrer at det er i kontakt medglas i hele sin længde.
- Før vi går videre til næste trin, skal du sørge for, at prøven er tør på dens overflade. Hvis ikke, forsigtigt fjerne overskud af vand ved hjælp af filtrerpapir.
- Tilføj smeltet montering agarose omkring prøven som i trin 1.2.6.
4.. AFM Forberedelse og følsomhed Calibration (for en JPK Nanowizard AFM)
- Monter en cantilever på AFM. Cantilever skal monteres med rund indrykning. Radius vil bestemme x, y, z opløsning og indrykning dybde, hvor nøjagtig måling kan arkiveres.
- At foretage målinger meso-nanoskala på overhuden overflade, skal du bruge en 50 nm radius runde indrykning; at tage mesoscale målinger, skal du bruge en 0,5 mM radius runde indrykning; at tage mikroskala målinger (på tværs af 2-3 celler), skal du bruge en radius 2,5 mM runde indrykning.
- Placer laseren på spidsen af cantilever. Juster laseren til midtenaf captor ved hjælp af spejlet.
- Placer en ren glas under AFM.
BEMÆRK: Følgende er indstillet til at omdanne signalet fra laseren position på AFM-receptoren i en deformation af cantilever, og ved at vurdere fjederkonstanten af cantilever, at oversætte den til en kraft. - Indflyvning med et mål force "setpunkt" på 1 V.
- Vælg "force spektroskopi". Har en fordybning ved at indstille den maksimale "relative setpunkt" til 2 V, skal den "forlæng hastighed" til 40 um / sek, og "z længde" til 5 um.
- Fra "kalibrering manager"-menuen, vælg den lineære del af forward-kurven til at passe følsomheden ved hjælp af "Vælg fit rækkevidde" knappen. Den "relative setpunkt" skal transformeres fra "volt" til "meter".
- Fra "kalibrering manager" menuen, vælg "fjederkonstanten" at evaluere elasticity af cantilever hjælp termiske fluktuationer. Tryk på "run" for at opnå den spektral tæthed plot af cantilever. Find resonansspidsen med den laveste frekvens. Monter det ved hjælp af "Vælg fit rækkevidde" knappen.
Note 1: For flere detaljer om termiske fluktuationer tuning, læse Cook et al 15.
2: Det foretrækkes at anvende en direkte metode til at evaluere elasticitet cantilever hjælp af en reference cantilever (eller materiale med kendt stivhed). Den ene, der anvendes her er venligst doneret af Atef Asnacios 16. - Tilføj 200 pi 10% mannitol løsning under cantilever spids. Juster laseren til midten af captor ved hjælp af spejlet.
- Genkalibrer følsomhed: fra "kalibrering manager" menuen, klik på "ukendte" knappen; gentage trin 2.3 igennem til 2,5.
. 5. Data Acquisition: Tilsyneladende Youngs Modulus Kartografi
. 6. Dataanalyse: Tilsyneladende Youngs modul Beregninger
- Åbn datafil i dataanalyse software.
- Vælg "batch-behandling" til at anvende den samme analyse for alle kurver i et enkelt kort.
- Vælg "korrigere højden for bøjning af cantilever" så at udpakke indrykning dybde.
- Vælg "Youngs modul fit funktion", som vil antage kraften er proportional med arealet af indrykning. Indstil "tip form" til parabolske at antage, at indrykningen form er en parabolsk.
- Angiv radius af spidsen.
- Vælg fortrinsvis en "tilbagetrækning" kurven for den analyse, fordi det er mindre følsomt over for topografi end "udvide" kurve. Men hvis der er en betydelig fastklæbning af sonden under "tilbagetrækning" bruger "udvide" kurve, som er ufølsomt over for stikning.
- SetPoisson-forholdet til 0,5. Tryk på analysere og gemme output.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I figur 1 præsenterer vi typiske Unge moduli kort over blomstermotiver meristems (figur 1A og 1B), unge og gamle hypokotyler (figur 1C-F), og rod meristem (figur 1G og 1H). I alle eksperimenter indrykning er halvkugleformet, men dens radius er forskellig, således at forskellige geografiske opløsninger kan opnås Figurerne 1C og 1D viser typiske resultater for meso-nanoskala Indenters (50 nm radius) med meso-nanoskala fordybninger (50 nm dybde).; . de cartographs afsløre mikroskala heterogeneities i overfladevand cellevægge hypokotyle epidermale celler Tal 1A, 1E, og 1G viser typiske resultater for mesoscale Indenters (500 nm radius) med mesoscale fordybninger (500 nm dybde) for blomster meristem, hypokotyle, og rod; Bemærk, at fordi indrykning radius større end diameteren af cellevæggen dette meso-indrykning evaluerer'åbenbare »Unge moduli af antiklinale cellevægge (se Peaucelle et al. 9,17 og Braybrook et al. 10 for detaljer). Endelig Figur 1B viser en cartograph for mikroskala Indenters (radius 2,5 um) med mesoscale fordybninger (500 nm dybde); interessant, billedbehandling ved denne opløsning afslørede væv opblødning under orgel indvielse, der gik forud synlige 9. vækst.
Vi har nu fremhæve og foreslå delløsninger på fire tekniske vanskeligheder, der ofte opstår, når du bruger AFM til at måle egenskaber ved at udvikle planteorganer. Først kan prøver forkert indstøbt i agarose: regioner, der er dækket med agarose kan ikke måles korrekt (se kanterne af figur 1E pil). For at løse dette, så prøv at gentage trin 1.2.6. For det andet kan prøver, der uretmæssigt fastgjort til objektglasset bevæge sig under forsøget; så afvigende striber i billederne på grundat decorrelation mellem venstre og højre fremrykkende scanninger (Figur 1F). For at løse dette, så prøv omhyggeligt gentage Prøveforberedelse. For det tredje skal z-sortiment af prøvens højde være under en vis grænse. Der er ingen begrænsning på prøvens gennemsnitlige højde i den lodrette z-retningen, men i højden i z-retningen (afstanden mellem de højeste og laveste point) skal være mindre end 15 um, ellers scanningen skal afbrydes (se Figur 1B indstillinger er i AFM Nanowizard). Dette skyldes, at under scanningen, AFM justerer automatisk cantilever højde svarer til højden af prøven, men i en enkelt scanning cantilever højde kan variere fra kun 15 um. For at løse dette, skal du bruge JPK cellHesion modul, hvilket øger z-interval til 100 um, som demonstreret i figur 1E-G. Fjerde fremgangsmåden er følsom over for overflade topografi: jo mere prøvens overflade er oriented parallelt med retningen af indrykning, mindre pålidelige målinger. I roden prøven vist i figur 1G-H, cellevæggene parallelt med den lange akse af roden ikke er synlige på de øverste og nederste kanter af scanningen: her rodoverfladen er langt fra at være vinkelret på fordybningen. I meristem, ligeledes cellevægge ved kanterne af blomstrende knopper ikke måles korrekt (figur 1A). For meso-nanoskala fordybninger (figur 1C), igen topografiske virkning observeres: cellernes kanter er målt til at være bløde præcist forkert hvor cellerne kurve væk fra planet af cantilever. En dataanalyse værktøj, der er i stand til at redegøre for disse topografiske effekter kunne løse dette artefakt i fremtiden, men et sådant værktøj er endnu ikke tilgængelige.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I planter spiller skiftende mekaniske egenskaber en stor rolle i at lede vækst og morfogenese. Til dato har der været store fremskridt i at udrede de genetiske og kemiske netværk, der styrer planternes vækst, men vores viden om, hvordan disse netværk bidrager til og er påvirket af ændringer i mekaniske egenskaber er rudimentære. Denne metode skal gøre det muligt for os at udfylde dette hul, og så bør det være af stor interesse for forskere studerer ethvert aspekt af plantevækst eller morfogenese. Vi har nu opsummere de udfordringer og begrænsninger ved metoden, og fremtidsudsigterne.
Den mest udfordrende skridt i protokollen er prøveforberedelse. Prøven skal være solidt fastgjort til objektglasset med agarose men denne agarose må ikke omfatte områder af prøven, der skal måles. Præparatet Desuden skal det blive gennemført hurtigt nok (inden for minutter) for således at forhindre udtørring og skrøbelig for at forhindre vævsskade: sårede ennd tørke forventes at føre til irreversible ændringer i de mekaniske egenskaber af cellevæggen 18. En anden udfordrende trin er at vælge de rigtige AFM mikro-indrykningsindstillingerne: afhængigt af de videnskabelige spørgsmål, kan væv, cellulære eller subcellulære opløsning opnås med forskellige Indenters og indrykning dybder. For yderligere information, se 9,10.
Fremgangsmåden har adskillige begrænsninger. Først metoden er begrænset til måling af mekaniske egenskaber ved overfladerne af organer; et forsøg på at udvikle en protokol til måling af indvendige regioner resekterede organer er undervejs i vores laboratorium. For det andet, er meget vanskeligt at måle differentierede væv med et meget varierende topografi; for eksempel trichomes blokere AFM spidsen adgang til epidermis af blade og stilke, og på samme måde, rodhår blokere AFM spidsen adgang til root epidermis. For det tredje er den metode bedst anvendes på prøver af længde 100 um eller less; det kan anvendes på større prøver på op til 1 mm, men dette kræver tidskrævende sekventielle kartografiske målinger (som vist i figur 1D og 1E). Endelig AFM foranstaltninger kun en del af den mekaniske kompleksitet af cellevæggen: det er begrænset til kompressionskraft indrykning eksperimenter, mens cellevægge er komplekse geler, der kan vise forskellige mekaniske egenskaber afhængigt af deformation (fx spænding vs komprimering). I første omgang synes denne metode er begrænset til komprimering at være ikke-eller eksternt i stand til at informere om vækst, hvilket er en turgor afledt cellevæg stretching proces. Men til vores egen supersize måling på meristemet 9, 19 eller på kimstænglen (upublicerede data) angiver en fantastisk sammenhæng mellem elasticitet målt gennem den tilsyneladende ung modul og vækst. Vi håber, at i fremtiden vil udviklingen af denne teknik hjælpe med at forstå denne gåde.
Denmetode præsenteres her kun målt visse aspekter af de elastiske mekaniske egenskaber af planter væv, som forklaret ovenfor. Men levende væv opfører sig også viscously, og den kombinerede visco-og elastisk adfærd forventes at være vigtige for vækst og udvikling 16,20. Hidtil ubemærket, vi observerede reaktioner cellevægge til AFM mikro-fordybninger, der var tidsafhængig over snesevis af sekunder - dette svar blev karakteriseret som viskoelastiske. I vores tidligere arbejde, vi præsenterede en AFM metode til at evaluere denne viskoelastiske respons 9. En anden vigtig vækst-medierende egenskab af et væv er den lokale saftspændingen af celler. Til måling saftspændingen, vi står over for lignende udfordringer: en teknik, der måler på mesoscale opløsning over væv endnu ikke eksisterer. Trykket pæle, der anvendes i planterne var, indtil for nylig, er begrænset af glas spids radius, som er på størrelse med meristematiske celler (5 m) 12, 21. En andenmeget lovende allé af forskning er at udvikle denne AFM metode til brug på ikke-plasmolyzed væv; Vi håber, at på denne måde at vise forholdet mellem enkelt celle saftspændingen og vævsvækst. Denne metode vil som udgangspunkt gælde for allerede udviklet AFM turgor måling gennem indrykning ved hjælp af andre enheder og bruges på de enkelte celler 22-24.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ikke noget at afsløre.
Acknowledgments
Vi giver en særlig tak til Yves Couder til mange nyttige diskussioner. Vi takker Atef Asnacios til kalibrering af bjælker og diskussion. Vi takker Lisa Willis, Elliot Meyerowitz, og Oliver Hamant til kritisk læsning. Dette arbejde blev finansieret delvist af Human Frontier Science Program tilskud RGP0062/2005-C; Agence Nationale de la Recherche projekter'' Growpec,'' og'' Mechastem''.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AFM | JPK | NanoWizard | All the 3-generation are able to do the work with the same preferment. |
| AFM stage | JPK | CellHesion | Required for sample with low topography (less than 11 µm between the lowest and the highest point in the area of force scanning). |
| AFM optics | JPK | Top View Optics | Very important in order to position the sample. Could be replaced by long range binoculars or a microscope. |
| Stereo microscope | Leica | M125 | Any type of stereo microscope could do. |
| 150 nm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | R150-NCL-10 | To measure only the cell wall at the surface of the epidermis use. |
| 1 µm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | SD-Sphere-NCH-S-10 | To measure the mechanics of the cell wall orthogonal to the surface of the epidermis. |
| Tipless cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | TL-NCH-20 | To measure the local mechanics of the tissue (2-3 cell wide) use a 5 µm mounted cantilever. We attached a 5 µm borosilicate bead to a tipless cantilever. |
| 5 µm silicon microspheres | Corpuscular | C-SIO-5 | |
| Araldite | Bartik S.A. 77170 Coubet, France | Araldite for fixing the bead to the tipless cantilever. | |
| Low melting agarose | Fisher Scientific Fair Lawn, New Jersey 07410 | BP160-100 | 34-45 °C gelation temperature |
| D-Mannitol | Sigma-Aldrich, 3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 USA | M4125-500G | |
| 2 Stainless Steel No. 5 Tweezers | Ideal-Tek 6828 Balerna, Switzerland | 951199 |
References
- Cosgrove, D. J. Measuring in vitro extensibility of growing plant cell walls. Methods in molecular biology. 715, 291-303 (2011).
- Durachko, D. M., Cosgrove, D. J. Measuring plant cell wall extension (creep) induced by acidic pH and by alpha-expansin. Journal of visualized experiments : JoVE. , 1263 (2009).
- Durachko, D. anielM., C, D. J. Measuring Plant Cell Wall Extension (Creep) Induced by Acidic pH and by Alpha-Expansin. J. Vis. Exp.. , 25 (2009).
- Suslov, D., Verbelen, J. P., Vissenberg, K. Onion epidermis as a new model to study the control of growth anisotropy in higher plants. Journal of experimental botany. 60, 4175-4187 (2009).
- Parre, E., Geitmann, A. Pectin and the role of the physical properties of the cell wall in pollen tube growth of Solanum chacoense. Planta. 220, 582-592 (2005).
- Zerzour, R., Kroeger, J., Geitmann, A. Polar growth in pollen tubes is associated with spatially confined dynamic changes in cell mechanical properties. Developmental biology. 334, 437-446 (2009).
- Radotic, K., et al. Atomic force microscopy stiffness tomography on living Arabidopsis thaliana cells reveals the mechanical properties of surface and deep cell-wall layers during growth. Biophysical journal. 103, 386-394 (2012).
- Milani, P., et al. In vivo analysis of local wall stiffness at the shoot apical meristem in Arabidopsis using atomic force microscopy. The Plant journal : for cell and molecular biology. 67, 1116-1123 (2011).
- Peaucelle, A., et al. Pectin-induced changes in cell wall mechanics underlie organ initiation in Arabidopsis. Current biology : CB. 21, 1720-1726 (2011).
- Braybrook, S. A., Hofte, H., Peaucelle, A. Probing the mechanical contributions of the pectin matrix: Insights for cell growth. Plant signaling & behavior. 7, 1037-1041 (2012).
- Routier-Kierzkowska, A. L., et al. Cellular force microscopy for in vivo measurements of plant tissue mechanics. Plant physiology. 158, 1514-1522 (2012).
- Agudelo, C. G., et al. TipChip: a modular, MEMS-based platform for experimentation and phenotyping of tip-growing cells. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 1057-1068 (2013).
- Miedes, E., et al. Xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase (XTH) overexpression affects growth and cell wall mechanics in etiolated Arabidopsis hypocotyls. Journal of experimental botany. 64, 2481-2497 (2013).
- Byrne, M. E., et al. Asymmetric leaves1 mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis. Nature. 408, 967-971 (2000).
- Cook, S. M., et al. Practical implementation of dynamic methods for measuring atomic force microscope cantilever spring constants. Nanotechnology. 17, 20135-22145 (2006).
- Desprat, N., Richert, A., Simeon, J., Asnacios, A. Creep function of a single living cell. Biophysical journal. 88, 2224-2233 (2005).
- Peaucelle, A., Braybrook, S., Hofte, H. Cell wall mechanics and growth control in plants: the role of pectins revisited. Frontiers in plant science. 3, 121 (2012).
- Mittler, R., et al.
- Braybrook, S. A., Peaucelle, A. Mechano-chemical aspects of organ formation in Arabidopsis thaliana: the relationship between auxin and pectin. PLoS. 8, e57813 (2013).
- Asnacios, A., Hamant, O. The mechanics behind cell polarity. Trends in cell biology. 22, 584-591 (2012).
- Meister, A., et al. FluidFM: combining atomic force microscopy and nanofluidics in a universal liquid delivery system for single cell applications and beyond. Nano letters. 9, 2501-2507 (2009).
- Lintilhac, P. M., Wei, C., Tanguay, J. J., Outwater, J. O. Ball tonometry: a rapid, nondestructive method for measuring cell turgor pressure in thin-walled plant cells. Journal of plant growth regulation. 19, 90-97 (2000).
- Kroeger, J. H., Zerzour, R., Geitmann, A. Regulator or driving force? The role of turgor pressure in oscillatory plant cell growth. PloS one. 6, e18549 (2011).
- Forouzesh, E., Goel, A., Mackenzie, S. A., Turner, J. A. In vivo extraction of Arabidopsis cell turgor pressure using nanoindentation in conjunction with finite element modeling. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 509-520 (2013).
