Abstract
Vi beskriver en nylig utviklet metode for å måle mekaniske egenskaper til overflatene av plantevev ved å bruke atomic force microscopy (AFM) mikro / nano fordypninger, for en JPK AFM. Nærmere bestemt, i denne protokollen vi måle den tilsynelatende Youngs modulus for celleveggene i det subcellulære oppløsninger tvers regioner av opp til 100 pm x 100 pm i blomster meristems, hypocotyls og røtter. Dette krever grundige forberedelser av prøven, riktig valg av mikro-spisser og innrykk dybder. For å ta hensyn til celleveggegenskaper kun er målinger som utføres i høykonsentrerte oppløsninger av mannitol for å plasmolyze cellene, og dermed fjerne bidraget av celle turgor trykk.
I motsetning til andre bevarte teknikker, ved hjelp av ulike spisser og innrykk dybder, gir denne metoden samtidig Multiskala målinger, Imidlertid flere begrensninger forbli: fremgangsmåten bare kan benyttes på relativt små prøver (cirka 100 mikrometer i diameter), og bare den ytre vev; fremgangsmåten er følsom for vev topografi; den måler bare visse aspekter av vev komplekse mekaniske egenskaper. Teknikken er utviklet seg raskt, og det er sannsynlig at de fleste av disse begrensningene vil bli løst i nær fremtid.
Introduction
Vekst i anlegg oppnås ved den koordinerte ekspansjon av de stive cellevegger som omgir hver celle av organismen. Akkumulerende bevis indikerer at det er gjennom modifisering av celleveggen kjemi som plantene lokalt styre denne ekspansjonen. Utvidelsen er tenkt å bli drevet hovedsakelig av belastningen på celleveggene, som følge av cellens høye turgor trykk; denne stamme respons på turgor trykket er styrt av de mekaniske egenskapene til celleveggene 1. Lite er kjent om disse mekaniske egenskaper og hvordan de endres under utvikling. Videre lite er kjent om hvordan disse mekaniske egenskaper er kontrollert og om feedbacks bidra til å endre celleveggen kjemi på en måte som er tilsynelatende koordinert på tvers av en vev. Hvis vi skal forstå sammenhengen mellom kjemiske og mekaniske endringer i plantecellevegger under utvikling, og til slutt hvordan disse mikroskopiske interaksjoner styrer en plante'S makroskopisk vekst, en fremgangsmåte som kan følge med mekaniske egenskapene til celleveggene i utviklings organer på celle eller vev skala er nødvendig.
Atomic force mikroskopi (AFM) metoden beskrevet her, som er basert på mikrometer eller nanometer vev kompresjoner eller fordypninger, ble utviklet nettopp for å måle de mekaniske egenskapene til celleveggene i utviklings organer samtidig på subcellulære oppløsninger og på tvers av hele regioner av vev. Andre metoder har enten en oppløsning som er for lav eller for høy: the ekstensometer er bare i stand til å måle de gjennomsnittlige mekaniske egenskaper av en helt vev på millimeterskala 2-4, en skala som er for eksempel for stor til å måle tidlige hendelser organogenesen; den microindenter kan ta målinger på subcellulære oppløsningen i nanometerskala, men den er begrenset til måling av isolerte celler og ikke-grupper av celler eller organer 5-7. Med AFM, det kreverd vev, celle, og subcellulære oppløsninger kan oppnås 8-10. Nylig flere protokoller er blitt utviklet spesielt for å måle mekanikken planter vev som også kan brukes 11, 12.
Vi skal her vise hvordan man skal vurdere elastisiteten av vevet gjennom måling av den tilsynelatende Youngs modulus 13..
The Young modulus er ofte brukt til å beskrive den stivhet av et materiale. Under liten deformasjon kraften som kreves for å deformere et materiale som er proporsjonal med arealet av fordypningen. The Young modulus er denne koeffisienten. I tilfelle av en kontinuerlig homogent materiale den samme koeffisient vil bli målt uavhengig av innrykket type (størrelse og form), men vil endre seg med hastigheten av målingen. Når det gjelder den komplekse struktur av planter vev, har vi observert så langt at den kraft som er proporsjonal med deformasjonen slik at bestemmelse aven koeffisient av forholdsmessighet at vi nevne "tilsynelatende ung modulus". I kontrast fra kontinuerlige medier i planter, er dette tydelig elastisitet følsom for størrelsen av fordypningen. Det stemmer ikke overens med den unge moduli av en ren cellevegg. Den beskriver beste elastisitet av stillaset i den cellevegg av vevet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
En. Forbered Glass Slides for montering Sample
- Forbered tilføre agarose middel: 0,7% lavtsmeltende agarose i 10% mannitol (i vann).
- Ved hjelp av en sterk metallinstrument (f.eks drill spissen, lime), etse ut en 0,5 x 0,5 cm område i sentrum av en mikros glass slide. Eller istedenfor, lim en liten del av glass lamellen (ca. 20 x 200 mm) til glass-slide ved hjelp av Araldit-lim. MERK: Dette vil ødelegge overflaten for å lette vedheft av agarose for å sikre at de agarose medie pinner eller rettelser til lysbildet. Dette lysbildet kan gjenbrukes.
- Plasser en dråpe med ca 20 mL av imbedding agarose mediet til etset regionen av glass-slide. Dette gir en tynn film av agarose.
- Oppbevar glass lysbilde i en fuktig boks og vente på agarose media å stivne.
2. Dissekere og Montering Meristem Samples
- Microdissect meristems for konfokalmikroskoper imaging: fjerne blomsterløkene én etter én fra stammen ved å trekke dem ned med ultra fine pinsett. Det er viktig å fjerne alle blomsterløkene opp til knoppene som ikke viser begerblad (dvs. P1 primordia 14).
- Ved hjelp av et barberblad eller tuppen av en pinsett, kutt meristem vekk fra stammen. Snittet skal være parallell med det område av meristem overflaten som skal måles med AFM. Den innhentet apex bør være mellom 300 mikrometer og 600 mikrometer høy til å passe under AFM spissen.
- Skyv apex inn i filmen av agarose media forberedt på trinn 1.1.4. Velg en posisjon på objektglass / agarose og trykk forsiktig slik at meristem både er direkte i kontakt med glass-slide, og rager ut fra agarose. Det er viktig å plassere meristem i agarose i løpet av de få sekunder som følger dens snitt fra stammen. MERK: Dette er for å hindre at meristem tørker. På dette stadiet, vil meristem bli stående i en crack fordi agarose brukket ved anvendelse av trykk.
- Forbered flere meristems denne måte for satsvis avbildning, forutsatt at de er av samme høyde og er plassert mindre enn 500 um fra hverandre på lysbildet. Hold forberedt meristems i fuktig boksen mens dissekere ytterligere prøver.
MERK: Det begrenser variasjonen kommer fra kalibreringen. Ideelt sett to prøver av hver tilstand kan være forberedt og målt tilfeldig. Så langt er det ingen observert effekt av batch bildebehandling på målingen (stress indusert respons). Dette kan være takket være den fortynning av spenningssignalmolekyler i agaren og / eller monterings-løsning. Alternativt stressrespons er den samme uavhengig av mengden av prøven fremstilt. - Før du går videre til neste trinn, må du kontrollere at grensen mellom meristem og blomsterknopper er tørr. Hvis ikke, forsiktig fjerne overflødig vann ved hjelp av filterpapir. Dette skal hindre i det neste trinn at smeltetagarose flommer prøven skyldes capillarity styrker.
- Med en 20 mL pipette, tilsett nok smeltet montering agarose å fylle sprekken opprettet i trinn 1.2.3. og å omgi hver meristem. Agarose bør nå nivået av arret av den fjernede blomst knopp (primordium). For å oppnå dette, kan det være nødvendig å legge agarose i hver ende av sprekken.
- Når agarose blir tilsatt, vil den raskt strømme inn i sprekken; ved hjelp av pipette, suge ut en del av den smeltede agarose montering for å sikre at meristem er det høyeste punktet på lysbildet. Dette fikser meristem slik at den ikke kan bevege seg under bildebehandling.
Tre. Monterings rotfrukter eller Hypocotyl Samples
- For røtter og hypocotyls, er ingen disseksjon nødvendig. I den tynne film av agarose på den preparerte objektglass, lage en fure, enten direkte over en etch i glasset eller langs en glass lamella. Plasser rot eller hypocotyl i dette spor slik at den er i kontakt med denglass langs hele lengden.
- Før du går videre til neste trinn, må du kontrollere at prøven er tørr på overflaten. Hvis ikke, forsiktig fjerne overskudd av vann ved hjelp av filterpapir.
- Legg smeltet montering agarose rundt prøven som i trinn 1.2.6.
4. AFM Forberedelse og følsomhet Kalibrering (for en JPK Nano AFM)
- Monter en cantilever på AFM. Cantilever bør monteres med runde formet indenter. Radiusen vil bestemme x, y, z-oppløsning og innrykk ved hvilken nøyaktig måling kan bli arkivert.
- Å ta meso-nanoskala målinger på epidermis overflate, bruk en 50 nm radius rundt indenter; å ta mesoskala målinger, kan du bruke en 0,5 mikrometer radius rundt indenter; å ta mikro målinger (over 2-3 celler), bruker en 2,5 mikrometer radius rundt indenter.
- Plasser laseren på tuppen av cantilever. Juster laser til midtenav captor ved hjelp av speil.
- Plasser et rent glass under AFM.
Merk: De følgende er satt til å transformere signalet til lasers posisjon på AFM-reseptoren i en deformering av den frittbærende, og ved evaluering av fjærkonstanten av cantilever, for å oversette den til en kraft. - Tilnærming med et mål force "set point" av en V.
- Velg "kraft spektroskopi". Gjøre et innsnitt ved å sette den maksimale "relative set point" til 2 V, vil "strekke seg hastighet" til 40 pm / sek, og "z lengden" til 5 mikrometer.
- Fra "kalibrering manager"-menyen, velg den lineære delen av forward-kurven for å passe inn følsomheten med "velg fit range"-knappen. Den "relative set point" skal bli forvandlet fra "volt" til "meter".
- Fra "kalibrering manager"-menyen, velg "våren konstant" å evaluere elasticity av cantilever hjelp av termiske svingninger. Trykk på "Kjør" for å få den spektral tetthet tomten av cantilever. Finn resonans topp som har lavest frekvens. Passer det å bruke "velg fit range"-knappen.
NOTE 1: For mer informasjon om den termiske svingninger tuning, lese Cook et al 15.
MERK 2: Det anbefales å bruke en direkte metode for å evaluere den elastisitet av cantilever å bruke en referanse cantilever (eller materiale med kjent stivhet). Den ene er brukt her var vennlig donert av Atef Asnacios 16. - Tilsett 200 ul av 10% mannitol-løsning under cantilever spissen. Rett laseren til midten av captor ved hjelp av speil.
- Rekalibrere følsomhet: fra "kalibrering manager"-menyen, klikk på "ukjent"-knappen; gjenta trinn 2.3 gjennom til 2,5.
. 5 Data Acquisition: Tilsynelatende Youngs Modulus Cartography
. 6 Data Analysis: Tilsynelatende Youngs modul Beregninger
- Åpne datafilen i dataanalyse programvare.
- Velg "gruppebehandling" for å anvende den samme analysen for alle kurvene i et enkelt kart.
- Velg "korrigere høyden for bøying av cantilever" så å trekke innrykk.
- Velg "Youngs modulus fit funksjon" som vil anta at kraften er proporsjonal med arealet av innrykk. Still "tip shape" til Parabolic å anta at innrykk formen er en parabel.
- Indikere radius av spissen.
- Velg fortrinnsvis av "inntrukket" kurve for analysen, fordi den er mindre følsom for topografi enn "utvide" kurve. Imidlertid, hvis det er betydelig klebing av sonden i løpet av "inntrukket" bruk "utvide"-kurven, som er ufølsomt overfor stikker.
- SetPoisson ratio til 0,5. Trykk på analysere og lagre utdataene.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I figur 1 viser vi typiske Unge moduli kart floral meristems (Tall 1A og 1B), unge og gamle hypocotyls (Tall 1C-F), og rot meristeme (figur 1G og 1H). I alle eksperimenter indenter er halvkuleformet, men dens radius forskjellig slik at ulike romlig oppløsning kan oppnås Tall 1C og 1D viser typiske resultater for meso-nanoskala indenters (50 nm radius) med meso-nanoskala fordypninger (50 nm dybde).; . de cartographs avsløre mikro heterogeniteter i overflatecelleveggene i hypocotyl epidermal cellene Tall 1A, 1E, og 1G viser typiske resultater for mesoskala indenters (500 nm radius) med mesoskala fordypninger (500 nm dybde) for floral meristem, hypocotyl, og rot; Merk at fordi indenter radius overskrider diameteren av det cellevegg dette meso-innrykks evaluerer'tilsynelatende' Unge moduli av antiklinale celleveggene (se Peaucelle et al. 9,17 og Braybrook et al. 10 for detaljer). Til slutt viser figur 1B en kartleggin for mikro indenters (2,5 mikrometer radius) med mesoskala fordypninger (500 nm dybde); Interessant, bildebehandling på denne oppløsningen avslørte vev oppmykning under organ initiering som gikk forut for noen synlig vekst 9.
Vi har nå synliggjøre og foreslå delløsninger til fire tekniske problemer som ofte oppstår når du bruker AFM å måle egenskapene til å utvikle plante organer. For det første kan Prøver være feil innleiret i agarose: områder som er dekket med agarose, kan ikke på riktig måte måles (se kantene på figur 1E pil). For å løse dette, kan du prøve å gjenta trinn 1.2.6. For det andre, kan prøvene som er feil fast til glass-slide bevege seg under forsøket; så avvikende striper i bildene som skylderå decorrelation mellom venstre og høyre fremme skanner (figur 1F). For å løse dette, prøv forsiktig gjenta prøveopparbeidelse. For det tredje må den z-spekter av prøven høyde være under en viss terskel. Det er ingen begrensning med hensyn til prøvens gjennomsnittlige høyde i vertikal z-retning, men de varierer i høyden i Z-retningen (avstanden mellom de høyeste og laveste punkter) må være mindre enn 15 mikrometer, ellers skanningen blir avbrutt (se Figur 1B; innstillingene er i AFM Nano). Dette er fordi, under skanningen, justerer AFM automatisk cantilever høyde for å matche høyden på prøven, men i en enkelt skanning cantilever høyde kan variere etter bare 15 mikrometer. For å løse dette bruker JPK cellHesion modulen, noe som øker z-serien til 100 mikrometer, som demonstrert i figur 1E-G. For det fjerde er metoden følsom for overflate topografi: jo mer sampeloverflaten er oriented parallell til retningen av fordypningen, jo mindre pålitelige målinger. I roten prøven presentert i figur 1G-H, celleveggene parallelt med den lange aksen av roten er ikke synlige på de øverste og nederste kantene av skanne: her roten overflaten er langt fra å være vinkelrett på innrykk. I meristem, på samme måte, celleveggene langs kantene av blomsterløker ikke var riktig målt (figur 1A). For meso-nanoskala fordypninger (figur 1C), igjen dette topografiske effekt er observert: cellenes kanter er feilaktig målt til å være myk nettopp der cellene kurve bort fra planet av cantilever. En dataanalyse verktøy som er i stand til å gjøre rede for disse topografiske effekter kunne løse denne gjenstand i fremtiden, men slikt verktøy er ikke tilgjengelig ennå.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I planter, endrede mekaniske egenskaper spiller en viktig rolle for å styre vekst og morphogenesis. Til dags dato har det vært stor fremgang i rakne de genetiske og kjemiske nettverk som styrer plantevekst, men vår kunnskap om hvordan disse nettverkene bidra til og påvirkes av endringer i mekaniske egenskaper er rudimentær. Denne metoden skal gjøre oss i stand til å fylle dette gapet, og så det bør være av stor interesse for forskere som studerer noen aspekter av plantevekst eller morphogenesis. Vi har nå oppsummere de utfordringer og begrensninger ved metoden, og utsiktene fremover.
Den mest utfordrende trinnet i protokollen er prøveopparbeidelse. Prøven må være fast festet til glass-slide med agarose, men dette agarose må ikke omfatte noen områder av prøven som skal måles. Videre har preparatet som skal fullføres raskt nok (i løpet av minutter) for derved å hindre tørking og delikat for derved å hindre skade på vev: såre ennd tørken er spådd å føre til irreversible endringer i de mekaniske egenskapene til celleveggen 18.. En annen utfordrende skritt er å velge de riktige AFM mikro-innrykk innstillinger: avhengig av vitenskapelige spørsmål, kan vev, mobilnettet, eller subcellulære oppløsning oppnås med ulike spisser og innrykk dybder. For ytterligere informasjon, se 9,10.
Fremgangsmåten har flere begrensninger. For det første er metoden begrenset til måling av mekaniske egenskaper på overflatene av organer; et forsøk på å utvikle en protokoll for å måle innvendige områder av resected organer er i gang i vårt laboratorium. For det andre, differensierte vev med en svært variabel topografi er svært vanskelig å måle; for eksempel, trichomes blokkere AFM spissen tilgang til epidermis av blader og stengler, og tilsvarende, rothår blokkere AFM spissen tilgang til root epidermis. For det tredje er den beste metoden anvendt på prøver av lengde på 100 pm eller less; det kan brukes på større prøver opp til 1 mm, men dette krever tidkrevende sekvensielle kartografiske målinger (som vist i figur 1D og 1E). Til slutt, AFM måler bare en del av den mekaniske kompleksitet i celleveggen: det er begrenset til trykk-skår eksperimenter, mens celleveggene er komplekse geler som kan vise forskjellige mekaniske egenskaper, avhengig av typen av deformasjon (f.eks strekk mot kompresjon). I begynnelsen av denne metoden begrenset til kompresjons synes å være ikke-eller eksternt i stand til å informere om vekst, noe som er en turgor avledet cellevegg strekker prosess. Likevel til vår egen supermåling på meristem 9, 19 eller på hypocotyl (upubliserte data) indikerer en fantastisk sammenheng mellom elastisitet målt gjennom den tilsynelatende elastisitet og vekst. Vi håper at det i fremtiden, vil utviklingen av denne teknikken hjelp til å forstå dette gåte.
DenMetoden som presenteres her kun målt visse deler av de elastiske mekaniske egenskaper hos planter vev, som forklart ovenfor. Men levende vev også oppføre seg viscously, og den kombinerte visco-og elastisk oppførsel er spådd til å være viktig for vekst og utvikling 16,20. Hittil er nevnt, observerte vi svarene av celleveggene til AFM mikro fordypninger som var tidsavhengig i titalls sekunder - dette svaret ble karakterisert som viskoelastisk. I vårt tidligere arbeid presenterte vi en AFM metode for å evaluere denne viskoelastisk respons ni. En annen viktig vekst-medierende egenskap ved et vev er den lokale turgor trykket av celler. For å måle turgor press, står vi overfor liknende utfordringer: en teknikk som måler på mesoskala oppløsning på tvers vev ikke finnes ennå. De trykk microprobes brukes i plantene var, inntil nylig, begrenset av glass neseradius, som er på størrelse med meristematic celler (5 mikrometer) 12, 21. En annenveldig lovende avenue med forskningen er å utvikle denne AFM metoden for bruk på ikke-plasmolyzed vev; håper vi på denne måte, for å avsløre forholdet mellom enkelt celle turgor trykk og vev vekst. Denne metoden vil i utgangspunktet gjelde for allerede utviklet AFM turgor måling gjennom innrykk ved hjelp av andre enheter og brukes på individuelle celler 22 - 24.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Vi gir spesiell takk til Yves Couder for mange nyttige diskusjoner. Vi takker Atef Asnacios for kalibrering av bommer og diskusjon. Vi takker Lisa Willis, Elliot Meyerowitz, og Oliver Hamant for kritisk lesning. Dette arbeidet ble finansiert delvis av Human Frontier Science Program stipend RGP0062/2005-C; Agence Nationale de la Recherche prosjekter'' Growpec,'' og'' Mechastem''.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AFM | JPK | NanoWizard | All the 3-generation are able to do the work with the same preferment. |
| AFM stage | JPK | CellHesion | Required for sample with low topography (less than 11 µm between the lowest and the highest point in the area of force scanning). |
| AFM optics | JPK | Top View Optics | Very important in order to position the sample. Could be replaced by long range binoculars or a microscope. |
| Stereo microscope | Leica | M125 | Any type of stereo microscope could do. |
| 150 nm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | R150-NCL-10 | To measure only the cell wall at the surface of the epidermis use. |
| 1 µm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | SD-Sphere-NCH-S-10 | To measure the mechanics of the cell wall orthogonal to the surface of the epidermis. |
| Tipless cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | TL-NCH-20 | To measure the local mechanics of the tissue (2-3 cell wide) use a 5 µm mounted cantilever. We attached a 5 µm borosilicate bead to a tipless cantilever. |
| 5 µm silicon microspheres | Corpuscular | C-SIO-5 | |
| Araldite | Bartik S.A. 77170 Coubet, France | Araldite for fixing the bead to the tipless cantilever. | |
| Low melting agarose | Fisher Scientific Fair Lawn, New Jersey 07410 | BP160-100 | 34-45 °C gelation temperature |
| D-Mannitol | Sigma-Aldrich, 3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 USA | M4125-500G | |
| 2 Stainless Steel No. 5 Tweezers | Ideal-Tek 6828 Balerna, Switzerland | 951199 |
References
- Cosgrove, D. J. Measuring in vitro extensibility of growing plant cell walls. Methods in molecular biology. 715, 291-303 (2011).
- Durachko, D. M., Cosgrove, D. J. Measuring plant cell wall extension (creep) induced by acidic pH and by alpha-expansin. Journal of visualized experiments : JoVE. , 1263 (2009).
- Durachko, D. anielM., C, D. J. Measuring Plant Cell Wall Extension (Creep) Induced by Acidic pH and by Alpha-Expansin. J. Vis. Exp.. , 25 (2009).
- Suslov, D., Verbelen, J. P., Vissenberg, K. Onion epidermis as a new model to study the control of growth anisotropy in higher plants. Journal of experimental botany. 60, 4175-4187 (2009).
- Parre, E., Geitmann, A. Pectin and the role of the physical properties of the cell wall in pollen tube growth of Solanum chacoense. Planta. 220, 582-592 (2005).
- Zerzour, R., Kroeger, J., Geitmann, A. Polar growth in pollen tubes is associated with spatially confined dynamic changes in cell mechanical properties. Developmental biology. 334, 437-446 (2009).
- Radotic, K., et al. Atomic force microscopy stiffness tomography on living Arabidopsis thaliana cells reveals the mechanical properties of surface and deep cell-wall layers during growth. Biophysical journal. 103, 386-394 (2012).
- Milani, P., et al. In vivo analysis of local wall stiffness at the shoot apical meristem in Arabidopsis using atomic force microscopy. The Plant journal : for cell and molecular biology. 67, 1116-1123 (2011).
- Peaucelle, A., et al. Pectin-induced changes in cell wall mechanics underlie organ initiation in Arabidopsis. Current biology : CB. 21, 1720-1726 (2011).
- Braybrook, S. A., Hofte, H., Peaucelle, A. Probing the mechanical contributions of the pectin matrix: Insights for cell growth. Plant signaling & behavior. 7, 1037-1041 (2012).
- Routier-Kierzkowska, A. L., et al. Cellular force microscopy for in vivo measurements of plant tissue mechanics. Plant physiology. 158, 1514-1522 (2012).
- Agudelo, C. G., et al. TipChip: a modular, MEMS-based platform for experimentation and phenotyping of tip-growing cells. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 1057-1068 (2013).
- Miedes, E., et al. Xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase (XTH) overexpression affects growth and cell wall mechanics in etiolated Arabidopsis hypocotyls. Journal of experimental botany. 64, 2481-2497 (2013).
- Byrne, M. E., et al. Asymmetric leaves1 mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis. Nature. 408, 967-971 (2000).
- Cook, S. M., et al. Practical implementation of dynamic methods for measuring atomic force microscope cantilever spring constants. Nanotechnology. 17, 20135-22145 (2006).
- Desprat, N., Richert, A., Simeon, J., Asnacios, A. Creep function of a single living cell. Biophysical journal. 88, 2224-2233 (2005).
- Peaucelle, A., Braybrook, S., Hofte, H. Cell wall mechanics and growth control in plants: the role of pectins revisited. Frontiers in plant science. 3, 121 (2012).
- Mittler, R., et al.
- Braybrook, S. A., Peaucelle, A. Mechano-chemical aspects of organ formation in Arabidopsis thaliana: the relationship between auxin and pectin. PLoS. 8, e57813 (2013).
- Asnacios, A., Hamant, O. The mechanics behind cell polarity. Trends in cell biology. 22, 584-591 (2012).
- Meister, A., et al. FluidFM: combining atomic force microscopy and nanofluidics in a universal liquid delivery system for single cell applications and beyond. Nano letters. 9, 2501-2507 (2009).
- Lintilhac, P. M., Wei, C., Tanguay, J. J., Outwater, J. O. Ball tonometry: a rapid, nondestructive method for measuring cell turgor pressure in thin-walled plant cells. Journal of plant growth regulation. 19, 90-97 (2000).
- Kroeger, J. H., Zerzour, R., Geitmann, A. Regulator or driving force? The role of turgor pressure in oscillatory plant cell growth. PloS one. 6, e18549 (2011).
- Forouzesh, E., Goel, A., Mackenzie, S. A., Turner, J. A. In vivo extraction of Arabidopsis cell turgor pressure using nanoindentation in conjunction with finite element modeling. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 509-520 (2013).
