Abstract
Descriviamo un metodo recentemente sviluppato per misurare le proprietà meccaniche delle superfici dei tessuti vegetali utilizzando microscopia a forza atomica (AFM) micro / nano-rientranze per un JPK AFM. In particolare, in questo protocollo misuriamo modulo apparente di Young delle pareti cellulari con risoluzione subcellulare in tutte le regioni fino a 100 micron x 100 micron di meristemi floreali, ipocotili e radici. Questo richiede un'attenta preparazione del campione, la corretta selezione di micro-penetratori e profondità di rientro. Per spiegare le proprietà della parete cellulare solo, le misurazioni vengono eseguite in soluzioni altamente concentrate di mannitolo per plasmolyze le cellule e rimuovere il contributo del turgore cellulare circoscritta.
A differenza di altre tecniche esistenti, utilizzando diversi penetratori e profondità di rientro, questo metodo consente misurazioni multiscala simultanea, Tuttavia, diverse limitazioni restano: il metodo può essere usato solo abbastanza piccoli campioni (circa 100 micron di diametro) e solo su tessuti esterni; il metodo è sensibile alla topografia tessuto; misura solo alcuni aspetti del complesso proprietà meccaniche del tessuto. La tecnica è stata sviluppata rapidamente ed è probabile che la maggior parte di queste limitazioni saranno risolti nel prossimo futuro.
Introduction
Crescita nelle piante è ottenuta dall'espansione coordinata delle pareti cellulari rigide che circondano ogni cellula dell'organismo. Accumulando prove indicano che è attraverso la modifica della chimica parete cellulare che le piante controllano localmente questa espansione. L'espansione è pensato per essere determinata principalmente da sforzo sulle pareti cellulari, causate da alta pressione turgore della cellula; questa risposta ceppo di turgore è regolato dalle proprietà meccaniche delle pareti cellulari 1. Si sa poco di queste proprietà meccaniche e come cambiano durante lo sviluppo. Inoltre si sa poco di come queste proprietà meccaniche sono controllate e se le risposte contribuiscono ad alterare la chimica della parete cellulare in un modo che è apparentemente coordinata tra un tessuto. Se vogliamo comprendere la connessione tra cambiamenti chimici e meccanici nelle pareti cellulari delle piante durante lo sviluppo, e in ultima analisi come queste interazioni microscopiche governare una piantaÈ necessario s 'crescita macroscopica, un metodo che può monitorare le proprietà meccaniche di pareti cellulari nello sviluppo organi a scala cellulare o tessutale.
Il metodo di microscopia a forza atomica (AFM) qui descritto, che si basa su micrometriche o nanometriche compressioni tessuto o rientranze, è stato sviluppato proprio per misurare le proprietà meccaniche delle pareti cellulari nello sviluppo organi contemporaneamente a risoluzioni subcellulari e attraverso intere regioni di tessuto. Altri metodi hanno o una risoluzione che è troppo basso o troppo alto: l'estensimetro è solo in grado di misurare le proprietà medie meccaniche di un intero tessuto alla scala millimetrica 2-4, una scala che è ad esempio troppo grande per misurare eventi precoci organogenesi; il microindenter può prendere misure a risoluzione subcellulare su scala nanometrica, ma si è limitato a misurare cellule isolate e non gruppi di cellule o organi 5-7. Con l'AFM, l'richiedonod tessuto, cellulare, e risoluzioni subcellulari possono essere raggiunti 8-10. Recentemente diversi protocolli sono stati sviluppati specificamente per misurare meccanica di piante tessuto che potrebbero anche essere utilizzati 11, 12.
Nel seguito verrà illustrato come valutare l'elasticità del tessuto attraverso la misurazione della apparente modulo di Young 13.
Il modulo di Young è comunemente usato per descrivere la rigidità di un materiale. Durante piccola deformazione la forza necessaria per deformare un materiale è proporzionale all'area di rientro. Il modulo di Young è tale coefficiente. Nel caso di un materiale omogeneo continua lo stesso coefficiente sarà misurato indipendentemente dal tipo rientranza (dimensioni e forma) ma cambia con la velocità della misurazione. Nel caso della struttura complessa di piante tessuto, abbiamo osservato finora che la forza è proporzionale alla deformazione permettendo la determinazioneun coefficiente di proporzionalità che chiamiamo "giovani modulo apparente". In contrasto da continue medias nelle piante, questa apparente modulo di Young è sensibile alla dimensione della rientranza. Non corrisponde alla giovane moduli di una parete cellulare puro. Esso descrive meglio l'elasticità del ponteggio della parete cellulare del tessuto.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Preparare vetrini in vetro per il campione di montaggio
- Preparare imbedding mezzi di agarosio: 0,7% agarosio low melting nel 10% mannitolo (in acqua).
- Utilizzando uno strumento metallico forte (ad esempio punta trapano, calce), etch su un'area cm 0.5 x 0.5 nel centro di un vetrino al microscopio. O invece, incollare un piccolo pezzo di lamelle di vetro (circa 20 x 200 micron) per vetrino con colla Araldite. NOTA: Questo irruvidisce la superficie per favorire l'adesione del agarosio per garantire che i bastoni multimediali agarosio o correzioni alla diapositiva. Questa diapositiva può essere riutilizzato.
- Posizionare una goccia di circa 20 ml di imbedding supporti agarosio sulla regione incisa del vetrino. Questo dà una sottile pellicola di agarosio.
- Conservare il vetrino in una scatola di umido e attendere per i media agarosio solidificare.
2. Dissezione e montaggio meristema Campioni
- Meristemi Microdissect per l'immaginario confocaleng: togliere le gemme floreali uno per uno dallo stelo tirando giù con le pinzette ultrafini. È importante rimuovere tutte le gemme floreali fino alle papille che non presentano sepali (ossia la primordi P1 14).
- Utilizzando una lama di rasoio o la punta delle pinzette, tagliare il meristema lontano dallo stelo. Il taglio deve essere parallelo alla regione della superficie meristema che deve essere misurato con l'AFM. L'apice ottenuto deve essere compresa tra 300 micron e 600 micron alto per adattarsi sotto la punta AFM.
- Spingere l'apice nel film dei media agarosio preparati nella fase 1.1.4. Scegliere una posizione sul vetrino / agarosio e spingere delicatamente tale che il meristema sia direttamente a contatto con il vetrino e sporge fuori dal agarosio. E 'fondamentale per posizionare il meristema nella agarosio entro pochi secondi che seguono il suo taglio dallo stelo. NOTA: Questo è per impedire il meristema secchi. In questa fase, il meristema sarà in piedi in un crack perché l'agarosio fratturato in seguito all'applicazione di pressione.
- Preparare diverse meristemi questo modo per l'imaging batch, fornendo che sono della stessa altezza e sono posizionati a meno di 500 pm l'uno dall'altro sulla diapositiva. Tenere i meristemi preparati nella casella umida mentre dissezione ulteriori campioni.
NOTA: Esso limita la variazione proveniente dalla taratura. Idealmente 2 campioni di ogni condizione possono essere preparati e misurati in modo casuale. Finora non vi è alcun effetto osservato di immagini in batch sulla misura (stress indotto risposta). Questo potrebbe essere grazie alla diluizione di molecole di stress segnalazione in agar e / o la soluzione di montaggio. In alternativa la risposta allo stress è lo stesso indipendentemente alla quantità di campione preparato. - Prima di passare alla fase successiva, accertarsi che il confine tra il meristema e le gemme floreali è asciutto. In caso contrario, rimuovere delicatamente l'acqua in eccesso con carta da filtro. Ciò dovrebbe evitare che nella fase successiva che il fusoagarosio inonda il campione a causa di forze capillarità.
- Con una pipetta 20 ml, aggiungere abbastanza sciolto il montaggio agarosio per riempire la fessura creata al punto 1.2.3. e per circondare ogni meristema. L'agarosio deve raggiungere il livello della cicatrice del bocciolo rimosso (primordio). Per ottenere ciò, può essere necessario aggiungere agarosio a ciascuna estremità della fessura.
- Quando si aggiunge l'agarosio, che invaderanno rapidamente nella fessura; con la pipetta, succhiare parte di montaggio agarosio per garantire che il meristema è il punto più alto sulla diapositiva del fuso. Questo risolve il meristema in modo che non possa muoversi durante l'imaging.
3. Montaggio di radici o hypocotyl Campioni
- Per radici e ipocotili, dissezione è necessario. Nel film sottile di agarosio sul vetrino preparato, fare una scanalatura direttamente sopra un etch in vetro o lungo una lamella di vetro. Posizionare la radice o hypocotyl in questa scanalatura assicurando che sia in contatto con l'vetro su tutta la sua lunghezza.
- Prima di passare alla fase successiva, accertarsi che il campione è secco sulla sua superficie. In caso contrario, rimuovere delicatamente l'eccesso di acqua con carta da filtro.
- Aggiungi sciolto il montaggio agarosio intorno al campione, come nel passaggio 1.2.6.
4. AFM preparazione e sensibilità di calibrazione (per un JPK Nanowizard AFM)
- Montare una mensola sul AFM. Il cantilever deve essere montata con penetratore di forma rotonda. Il raggio determinerà la x, y, z la risoluzione e la profondità di penetrazione a cui misurazione accurata potrebbe essere archiviata.
- Per effettuare misurazioni meso-scala nanometrica sulla superficie della epidermide, utilizzare un penetratore rotonda raggio di 50 nm; di prendere le misure mesoscala, utilizzare un 0,5 micron raggio penetratore turno; di prendere le misure microscala (tutti 2-3 celle), utilizzare un penetratore rotonda 2,5 micron raggio.
- Posizionare il laser sulla punta del cantilever. Allineare il laser al centrodel catturatore utilizzando lo specchio.
- Posizionare un bicchiere pulito sotto l'AFM.
NOTA: il seguente è destinata a trasformare il segnale di posizione laser sul recettore AFM in una deformazione del cantilever e, valutando la costante elastica del cantilever, per tradurlo in una forza. - Approccio con una forza target "set point" di 1 V.
- Selezionare "spettroscopia di forza". Effettuare una rientranza impostando la massima "set point relativo" a 2 V, il "estendere velocità" a 40 pm / sec, e la "lunghezza z" a 5 micron.
- Dal menu "Calibrazione manager", selezionare la parte lineare della curva forward per adattarsi alla sensibilità utilizzando il tasto "select gamma adatta". Il "set point relativo" dovrebbe essere trasformata da "volt" a "meter".
- Dal menu "direttore calibrazione", selezionare "costante elastica" per valutare l'elasticity del cantilever usando fluttuazioni termiche. Premere "run" per ottenere la trama densità spettrale del cantilever. Trova il picco di risonanza con la frequenza più bassa. Montare utilizzando il tasto "select gamma adatta".
NOTA 1: Per maggiori dettagli sulla messa a punto fluttuazioni termiche, leggi Cook et al 15.
Nota 2: E 'preferibile utilizzare un metodo diretto per valutare l'elasticità del cantilever utilizzando un cantilever di riferimento (o materiale con rigidità noto). Quello usato qui è stato gentilmente donato da Atef Asnacios 16. - Aggiungere 200 ml di soluzione di mannitolo al 10% sotto la punta cantilever. Riallineare il laser per mezzo della catturatore utilizzando lo specchio.
- Ricalibrare la sensibilità: dal menu "taratura manager", fare clic sul pulsante "sconosciuto"; ripetere i passaggi da 2.3 fino alla 2.5.
. 5 Acquisizione Dati: apparente Modulo di Young Cartografia
. 6 Analisi dei dati: Calcoli apparente modulo di Young
- Aprire il file di dati nel software di analisi dati.
- Seleziona "elaborazione batch" per applicare la stessa analisi di tutte le curve di una singola mappa.
- Seleziona "correggere l'altezza per la piegatura del cantilever" in modo da estrarre la profondità di penetrazione.
- Seleziona "modulo funzione in forma di Young" che assume la forza è proporzionale all'area di rientro. Impostare la "forma di punta" per parabolici per supporre che la forma rientro è una parabolica.
- Indicare il raggio della punta.
- Selezionare preferenzialmente la curva "ritrazione" per l'analisi perché è meno sensibile alla topografia rispetto alla curva "estendere". Tuttavia, se vi è una significativa incollaggio della sonda durante il "ritrazione" usare la curva "estendere", che è insensibile ad attaccare.
- Setil rapporto di Poisson di 0,5. Premere analizzare e salvare l'output.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Nella figura 1 presentiamo tipici Giovani mappe di moduli di meristemi floreali (Figure 1A e 1B), giovani e vecchi ipocotili (Figure 1C-F), e meristema root (Figura 1G e 1H). In tutti gli esperimenti penetratore è emisferico, ma il suo raggio si differenzia in modo che le diverse risoluzioni spaziali possono essere raggiunti figure 1C e 1D mostrano risultati tipici per penetratori meso-scala nanometrica (un raggio di 50 nm) con dentellature meso-scala nanometrica (50 nm di profondità).; . i cartografici rivelano eterogeneità microscala nelle pareti delle cellule superficiali di cellule epidermiche hypocotyl Figure 1A, 1E, 1G e mostrano risultati tipici per penetratori mesoscala (500 raggio nm) con dentellature mesoscala (500 nm di profondità) per meristema floreale, ipocotilo, e la radice; notare che poiché il raggio penetratore supera il diametro della parete cellulare questo meso-indentazione Esamina'apparente' Giovani moduli delle pareti cellulari anticlinali (vedi Peaucelle et al. 9,17 e Braybrook et al. 10 per i dettagli). Infine, la figura 1B mostra un cartograph per penetratori microscala (2,5 micron circondario) con dentellature mesoscala (500 nm di profondità); interessante, imaging a questa risoluzione rivelato rammollimento dei tessuti durante organo iniziazione che ha preceduto una crescita visibile 9.
Ora evidenziare e proporre soluzioni parziali a quattro difficoltà tecniche che comunemente sorgono quando si utilizza l'AFM per misurare le proprietà di sviluppo di organi vegetali. In primo luogo, campioni possono essere impropriamente inserita nel agarosio: le regioni che sono coperti con agarosio non possono essere adeguatamente valutati (cfr. i bordi della figura 1E freccia). Per risolvere questo problema, provare a ripetere passo 1.2.6. In secondo luogo, i campioni che vengono impropriamente fissati al vetrino possono muovere durante l'esperimento; poi strisce aberranti appaiono nelle immagini dovutodi decorrelazione tra il diritto avanza scansioni (Figura 1F) e sinistro. Per risolvere questo problema, provate con attenzione a ripetere la preparazione del campione. In terzo luogo, il z-range dell'altezza del campione deve essere al di sotto di una certa soglia. Non vi è alcuna limitazione altezza media del campione nella direzione z verticale, ma la gamma di altezza nella direzione z (distanza tra i punti di massima e minima) deve essere inferiore a 15 micron, altrimenti la scansione sarà cancellata (vedi Figura 1B; impostazioni sono nella NanoWizard AFM). Questo perché, durante la scansione, il AFM regola automaticamente l'altezza del cantilever adattare l'altezza del campione, ma in una singola scansione altezza della mensola può variare di soli 15 micron. Per risolvere questo, utilizzare il modulo cellHesion JPK, che aumenta la z-gamma a 100 um, come mostrato nella Figura 1E-G. In quarto luogo, il metodo è sensibile alle topografie di superficie: più la superficie del campione è oriented parallela alla direzione di rientro, meno affidabili le misurazioni. Nel campione radice presentato in Figura 1G-H, le pareti cellulari parallele all'asse lungo della radice non sono visibili ai bordi superiore e inferiore della scansione: qui la superficie della radice è lungi dall'essere perpendicolare al rientro. Nel meristema, analogamente, pareti cellulari ai bordi delle gemme da fiore non sono stati adeguatamente misurati (Figura 1A). Per rientranze meso-scala nanometrica (Figura 1C), più questo effetto topografico si osserva: bordi cellule 'sono erroneamente misurati come morbido precisamente dove la curva cellule lontano dal piano del cantilever. Uno strumento di analisi dei dati che è in grado di tenere conto di questi effetti topografici potrebbe risolvere il manufatto in futuro, ma un tale strumento non è ancora disponibile.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Nelle piante, la modifica delle proprietà meccaniche svolgono un ruolo importante nel dirigere la crescita e la morfogenesi. Ad oggi ci sono stati grandi progressi nel chiarire le reti genetiche e chimiche che controllano la crescita delle piante, ma la nostra conoscenza di come queste reti contribuiscono e sono influenzati dalle variazioni delle proprietà meccaniche è rudimentale. Questo metodo ci dovrebbe consentire di colmare questa lacuna, e quindi dovrebbe essere di forte interesse per gli scienziati che studiano ogni aspetto della crescita delle piante o morfogenesi. Ora riassumiamo le sfide e le limitazioni del metodo e le prospettive future.
Il passo più impegnativo nel protocollo è preparazione del campione. Il campione deve essere saldamente fissato al vetrino con agarosio ma questa agarosio non devono coprire anche le aree del campione che deve essere misurato. Inoltre, la preparazione deve essere completato con sufficiente rapidità (pochi minuti) in modo da prevenire l'essiccazione e delicatamente in modo da evitare danni ai tessuti: uno feritond siccità si prevede di portare a cambiamenti irreversibili nelle proprietà meccaniche della parete cellulare 18. Un altro passo è impegnativo per selezionare le impostazioni micro-indentazione AFM corretti: a seconda della questione scientifica, tessuto, cellulare, o risoluzione subcellulare possono essere realizzati con diversi penetratori e profondità di indentazione. Per ulteriori informazioni, consultare 9,10.
Il metodo ha diversi limiti. In primo luogo, il metodo è limitato a misura di proprietà meccaniche alle superfici degli organi; un tentativo di sviluppare un protocollo per misurare regioni interne di organi asportati è in corso nel nostro laboratorio. Secondo, tessuti differenziati con una topografia estremamente variabile sono molto difficili da misurare; per esempio, tricomi bloccare l'accesso della punta AFM per l'epidermide di foglie e steli, e allo stesso modo, peli radicali bloccano l'accesso della punta AFM di epidermide di root. In terzo luogo, il metodo è migliore applica a campioni di lunghezza 100 pm o less; esso può essere utilizzato su campioni più grandi fino a 1 mm ma ciò richiede misurazioni cartografiche sequenziali richiede tempo (come mostrato nella Figura 1D e 1E). Infine, le misure AFM solo parte della complessità meccanica della parete cellulare: è limitata agli esperimenti indentazione compressione, mentre le pareti cellulari sono gel complesse che possono mostrare proprietà meccaniche diverse a seconda del tipo di deformazione (es. tensione vs compressione). In un primo momento, questo metodo limitati a compressione sembra essere non oa distanza grado di informare sulla crescita, che è una parete cellulare derivata turgore distensione. Eppure alla nostra misura supersize sul meristema 9, 19 o sul hypocotyl (dati non pubblicati) indica una correlazione tra l'incredibile elasticità misurata attraverso il modulo di Young e la crescita apparente. Speriamo che in futuro, lo sviluppo di questa tecnica aiuterà la comprensione di questo enigma.
Ilmetodo presentato qui solo misurata taluni aspetti delle proprietà meccaniche elastiche dei tessuti vegetali, come spiegato sopra. Ma anche tessuti viventi si comportano vischiosamente, e il combinato visco-elastico e comportamento è previsto essere importante per la crescita e lo sviluppo 16,20. Finora taciuta, abbiamo osservato le risposte delle pareti cellulari per AFM microindentazioni che erano dipendenti dal tempo per decine di secondi - questa risposta è stato caratterizzato come viscoelastico. Nel nostro precedente lavoro abbiamo presentato un metodo AFM per valutare questa risposta viscoelastica 9. Un'altra importante proprietà crescita mediazione di un tessuto è la pressione turgore locale di cellule. Per la misurazione della pressione di turgore, ci troviamo ad affrontare sfide simili: una tecnica che misura a risoluzione mesoscala di tutti i tessuti non esiste ancora. I micropali pressione utilizzati nelle piante erano, fino a poco tempo, limitata dal raggio punta di vetro, che è la dimensione delle cellule meristematiche (5 micron) 12, 21. Un altroviale molto promettente della ricerca è quello di sviluppare questo metodo AFM per l'uso su tessuto non plasmolyzed; speriamo, in questo modo, per rivelare la relazione tra singola pressione di turgore cellulare e la crescita dei tessuti. Questo metodo sarà essenzialmente applica alla misurazione turgore AFM già sviluppato attraverso il rientro con altri dispositivi e utilizzato su singole cellule 22-24.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Rendiamo grazie speciale a Yves Couder per molte discussioni utili. Ringraziamo Atef Asnacios per la calibrazione del cantilever e la discussione. Ringraziamo Lisa Willis, Elliot Meyerowitz, e Oliver Hamant per la lettura critica. Questo lavoro è stato finanziato in parte da Human Frontier Science Program sovvenzione RGP0062/2005-C; l'Agence Nationale de la Recherche progetti'' Growpec,'' e'' Mechastem''.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AFM | JPK | NanoWizard | All the 3-generation are able to do the work with the same preferment. |
| AFM stage | JPK | CellHesion | Required for sample with low topography (less than 11 µm between the lowest and the highest point in the area of force scanning). |
| AFM optics | JPK | Top View Optics | Very important in order to position the sample. Could be replaced by long range binoculars or a microscope. |
| Stereo microscope | Leica | M125 | Any type of stereo microscope could do. |
| 150 nm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | R150-NCL-10 | To measure only the cell wall at the surface of the epidermis use. |
| 1 µm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | SD-Sphere-NCH-S-10 | To measure the mechanics of the cell wall orthogonal to the surface of the epidermis. |
| Tipless cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | TL-NCH-20 | To measure the local mechanics of the tissue (2-3 cell wide) use a 5 µm mounted cantilever. We attached a 5 µm borosilicate bead to a tipless cantilever. |
| 5 µm silicon microspheres | Corpuscular | C-SIO-5 | |
| Araldite | Bartik S.A. 77170 Coubet, France | Araldite for fixing the bead to the tipless cantilever. | |
| Low melting agarose | Fisher Scientific Fair Lawn, New Jersey 07410 | BP160-100 | 34-45 °C gelation temperature |
| D-Mannitol | Sigma-Aldrich, 3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 USA | M4125-500G | |
| 2 Stainless Steel No. 5 Tweezers | Ideal-Tek 6828 Balerna, Switzerland | 951199 |
References
- Cosgrove, D. J. Measuring in vitro extensibility of growing plant cell walls. Methods in molecular biology. 715, 291-303 (2011).
- Durachko, D. M., Cosgrove, D. J. Measuring plant cell wall extension (creep) induced by acidic pH and by alpha-expansin. Journal of visualized experiments : JoVE. , 1263 (2009).
- Durachko, D. anielM., C, D. J. Measuring Plant Cell Wall Extension (Creep) Induced by Acidic pH and by Alpha-Expansin. J. Vis. Exp.. , 25 (2009).
- Suslov, D., Verbelen, J. P., Vissenberg, K. Onion epidermis as a new model to study the control of growth anisotropy in higher plants. Journal of experimental botany. 60, 4175-4187 (2009).
- Parre, E., Geitmann, A. Pectin and the role of the physical properties of the cell wall in pollen tube growth of Solanum chacoense. Planta. 220, 582-592 (2005).
- Zerzour, R., Kroeger, J., Geitmann, A. Polar growth in pollen tubes is associated with spatially confined dynamic changes in cell mechanical properties. Developmental biology. 334, 437-446 (2009).
- Radotic, K., et al. Atomic force microscopy stiffness tomography on living Arabidopsis thaliana cells reveals the mechanical properties of surface and deep cell-wall layers during growth. Biophysical journal. 103, 386-394 (2012).
- Milani, P., et al. In vivo analysis of local wall stiffness at the shoot apical meristem in Arabidopsis using atomic force microscopy. The Plant journal : for cell and molecular biology. 67, 1116-1123 (2011).
- Peaucelle, A., et al. Pectin-induced changes in cell wall mechanics underlie organ initiation in Arabidopsis. Current biology : CB. 21, 1720-1726 (2011).
- Braybrook, S. A., Hofte, H., Peaucelle, A. Probing the mechanical contributions of the pectin matrix: Insights for cell growth. Plant signaling & behavior. 7, 1037-1041 (2012).
- Routier-Kierzkowska, A. L., et al. Cellular force microscopy for in vivo measurements of plant tissue mechanics. Plant physiology. 158, 1514-1522 (2012).
- Agudelo, C. G., et al. TipChip: a modular, MEMS-based platform for experimentation and phenotyping of tip-growing cells. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 1057-1068 (2013).
- Miedes, E., et al. Xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase (XTH) overexpression affects growth and cell wall mechanics in etiolated Arabidopsis hypocotyls. Journal of experimental botany. 64, 2481-2497 (2013).
- Byrne, M. E., et al. Asymmetric leaves1 mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis. Nature. 408, 967-971 (2000).
- Cook, S. M., et al. Practical implementation of dynamic methods for measuring atomic force microscope cantilever spring constants. Nanotechnology. 17, 20135-22145 (2006).
- Desprat, N., Richert, A., Simeon, J., Asnacios, A. Creep function of a single living cell. Biophysical journal. 88, 2224-2233 (2005).
- Peaucelle, A., Braybrook, S., Hofte, H. Cell wall mechanics and growth control in plants: the role of pectins revisited. Frontiers in plant science. 3, 121 (2012).
- Mittler, R., et al. ROS signaling: the new wave. Trends in plant science. 16, 300-309 (2011).
- Braybrook, S. A., Peaucelle, A. Mechano-chemical aspects of organ formation in Arabidopsis thaliana: the relationship between auxin and pectin. PLoS. 8, e57813 (2013).
- Asnacios, A., Hamant, O. The mechanics behind cell polarity. Trends in cell biology. 22, 584-591 (2012).
- Meister, A., et al. FluidFM: combining atomic force microscopy and nanofluidics in a universal liquid delivery system for single cell applications and beyond. Nano letters. 9, 2501-2507 (2009).
- Lintilhac, P. M., Wei, C., Tanguay, J. J., Outwater, J. O. Ball tonometry: a rapid, nondestructive method for measuring cell turgor pressure in thin-walled plant cells. Journal of plant growth regulation. 19, 90-97 (2000).
- Kroeger, J. H., Zerzour, R., Geitmann, A. Regulator or driving force? The role of turgor pressure in oscillatory plant cell growth. PloS one. 6, e18549 (2011).
- Forouzesh, E., Goel, A., Mackenzie, S. A., Turner, J. A. In vivo extraction of Arabidopsis cell turgor pressure using nanoindentation in conjunction with finite element modeling. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 509-520 (2013).
