Abstract
Se describe un método recientemente desarrollado para medir las propiedades mecánicas de las superficies de los tejidos vegetales utilizando microscopía de fuerza atómica (AFM) micro / nano-indentaciones, para un JPK AFM. En concreto, en este protocolo se mide el módulo aparente de Young de las paredes celulares en resoluciones subcelulares entre regiones de hasta 100 m x 100 m en los meristemos florales, hipocotilos y raices. Esto requiere una cuidadosa preparación de la muestra, la correcta selección de los micro-penetradores y profundidades sangría. Para tener en cuenta las propiedades de la pared celular sólo, las mediciones se realizan en soluciones altamente concentradas de manitol con el fin de plasmolizar las células y por lo tanto eliminar la contribución de la presión de turgencia de la célula.
En contraste con otras técnicas existentes, mediante el uso de diferentes penetradores y profundidades de indentación, este método permite mediciones multiescala simultánea, Sin embargo, varias limitaciones siguen siendo: el método sólo se puede utilizar en bastante pequeñas muestras (alrededor de 100 m de diámetro) y sólo en los tejidos externos; el método es sensible a la topografía de tejido; mide sólo algunos aspectos de las propiedades mecánicas complejas del tejido. La técnica se está desarrollando rápidamente y es probable que la mayoría de estas limitaciones se resolverán en un futuro próximo.
Introduction
El crecimiento de las plantas se logra por la expansión coordinada de las paredes celulares rígidas que rodean a cada célula del organismo. La acumulación de pruebas indica que es a través de la modificación de la química de la pared celular que las plantas locales controlan esta expansión. La expansión se piensa que es impulsado principalmente por la tensión en las paredes de las células, causados por la alta presión de turgencia de la célula; Esta respuesta cepa a la presión de turgencia se rige por las propiedades mecánicas de las paredes celulares 1. Poco se sabe de estas propiedades mecánicas y la forma en que cambia durante el desarrollo. Además, se sabe poco de cómo se controlan estas propiedades mecánicas y si evaluaciones contribuyen a alterar la química de la pared celular de una manera que está aparentemente coordinados a través de un tejido. Si vamos a entender la conexión entre los cambios químicos y mecánicos en las paredes celulares de las plantas durante el desarrollo, y en última instancia, cómo estas interacciones microscópicas gobiernan una plantaSe requiere 's crecimiento macroscópico, un método que puede controlar las propiedades mecánicas de las paredes celulares en el desarrollo de órganos en la escala celular o tisular.
El método de microscopía de fuerza atómica (AFM) descrito aquí, que se basa en micrómetros o nanómetros compresiones de tejido o indentaciones, fue desarrollado precisamente para medir las propiedades mecánicas de las paredes celulares en el desarrollo de órganos simultáneamente en resoluciones subcelulares y a través de regiones enteras de tejido. Otros métodos tienen ya sea una resolución que es demasiado bajo o demasiado alto: el extensómetro sólo es capaz de medir las propiedades mecánicas medias de un tejido completo en la escala milimétrica 2-4, una escala que sea, por ejemplo, demasiado grande para medir los primeros eventos en organogénesis; la microindenter puede efectuar mediciones en resolución subcelular en la escala nanométrica, pero se limita a la medición de las células aisladas y no grupos de células u órganos 5-7. Con la AFM, la requierend tejido, celular, y las resoluciones subcelulares se pueden alcanzar 8-10. Recientemente, varios protocolos han sido desarrollados específicamente para medir la mecánica de los tejidos de plantas que también se podrían utilizar 11, 12.
Vamos a presentar aquí la forma de evaluar la elasticidad del tejido a través de la medición del módulo de Young de la aparente 13.
El módulo de Young se usa comúnmente para describir la rigidez de un material. Durante pequeña deformación la fuerza requerida para deformar un material es proporcional al área de indentación. El módulo de Young es este coeficiente. En el caso de un material homogéneo continua el mismo coeficiente se mide independientemente del tipo de indentación (tamaño y forma), pero va a cambiar con la velocidad de la medición. En el caso de la compleja estructura del tejido de las plantas, hemos observado hasta el momento que la fuerza es proporcional a la deformación que permite la determinación deun coeficiente de proporcionalidad que denominamos "módulo de elasticidad aparente". En contraste a partir de medios continuos en las plantas, este módulo de Young aparente es sensible al tamaño de la indentación. No corresponde a la joven módulos de una pared celular pura. Es mejor describe la elasticidad del andamiaje de la pared celular del tejido.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Preparar cristal diapositivas para la Muestra de montaje
- Preparar imbedding medios de agarosa: 0,7% de agarosa de bajo punto de fusión en el 10% de manitol (en agua).
- El uso de un instrumento de metal fuerte (por ejemplo, la punta de perforación, cal), grabar un área de 0,5 x 0,5 cm en el centro de un portaobjetos de vidrio microscopía. O en lugar, pegar un pequeño trozo de lámina de vidrio (aproximadamente 20 x 200 m) a la lámina de vidrio con pegamento Araldite. NOTA: Este hace rugosa la superficie a fin de facilitar la adhesión de la agarosa para garantizar que los palos de los medios de comunicación de agarosa o correcciones a la diapositiva. Esta diapositiva se puede reutilizar.
- Coloque una gota de aproximadamente 20 l de imbedding medios de agarosa en la región grabada al agua fuerte de la lámina de vidrio. Esto da una película delgada de agarosa.
- Guarde la placa de vidrio en una caja húmeda y esperar a que los medios de comunicación de agarosa para solidificar.
2. Disecante y montaje Muestras de meristemas
- Microdissect meristemos para imagi confocalng: quitar las yemas florales, uno por uno desde el tallo tirando hacia abajo con pinzas ultrafinas. Es importante eliminar todas las yemas florales hasta los brotes que no presentan sépalos (es decir, los primordios P1 14).
- Uso de una hoja de afeitar o la punta de las pinzas, cortar el meristemo de distancia desde el vástago. El corte debe ser paralelo a la región de la superficie meristemo que se va a medir con el AFM. El ápice obtenido debe estar entre 300 my 600 m de alto para caber debajo de la punta del AFM.
- Empuje el ápice en la película de los medios de agarosa preparado en el paso 1.1.4. Elija una posición sobre el portaobjetos de vidrio / agarosa y empuje suavemente de forma que el meristemo es tanto directamente en contacto con el portaobjetos de vidrio y sobresale hacia fuera de la agarosa. Es crucial para posicionar el meristemo en la agarosa dentro de los pocos segundos que siguen a su corte del tallo. NOTA: Este es con el fin de evitar que el meristemo de secado. En esta etapa, el meristemo será de pie en un CRACk debido a que la agarosa se fracturó en la aplicación de presión.
- Preparar varios meristemas de esta manera para formación de imágenes por lotes, siempre que sean de la misma altura y están posicionados de menos de 500 micras una de otra en la diapositiva. Mantenga los meristemos preparados en la caja húmeda mientras la disección de más muestras.
NOTA: Se limita la variación procedente de la calibración. Idealmente 2 muestras de cada condición se podrían preparar y medidos al azar. Hasta el momento no hay efecto observado de imágenes por lotes en la medición (el estrés inducido por la respuesta). Esto podría ser gracias a la dilución de las moléculas de señalización de estrés en el agar y / o la solución de montaje. Alternativamente, la respuesta de estrés es la misma independientemente de la cantidad de muestra preparada. - Antes de pasar al siguiente paso, asegúrese de que la frontera entre el meristemo y las yemas florales es seco. Si no es así, retire suavemente el exceso de agua con papel de filtro. Esto debe evitar que en la siguiente etapa de que el derretidoagarosa inunda la muestra debido a las fuerzas de capilaridad.
- Con una pipeta de 20 l, añadir una cantidad suficiente de montaje de agarosa derretida para rellenar la grieta creada en el paso 1.2.3. y para rodear cada meristemo. La agarosa debe alcanzar el nivel de la cicatriz de la yema floral eliminado (primordio). Para lograr esto, puede ser necesario añadir agarosa en cada extremo de la grieta.
- Cuando se añade la agarosa, se inundará de forma rápida dentro de la grieta; con la pipeta, chupar parte del fundido de montaje de agarosa para asegurar que el meristemo es el punto más alto en la diapositiva. Esto fija el meristemo de manera que no se pueda mover durante la exploración.
3. Montaje de raíces o hipocótilo Muestras
- Para raices e hipocotilos, sin disección es necesario. En la película fina de agarosa en el portaobjetos de vidrio preparado, hacer un surco bien directamente por encima de un grabado en el vidrio oa lo largo de una lámina de vidrio. Coloque la raíz o del hipocotilo en esta ranura asegurándose de que está en contacto con lavidrio a lo largo de toda su longitud.
- Antes de pasar al siguiente paso, asegúrese de que la muestra está seca en su superficie. Si no es así, retire suavemente el exceso de agua con papel de filtro.
- Añadir derretida montaje agarosa alrededor de la muestra como en el paso 1.2.6.
4. Preparación AFM y Calibración de la sensibilidad (para una JPK Nanowizard AFM)
- Montar un voladizo en el AFM. El voladizo debe ser montado con penetrador de forma redonda. El radio determinará la x, y, z resolución y la profundidad de penetración en el que la medición precisa podría ser archivada.
- Para tomar mediciones de meso-escala nanométrica en la superficie de la epidermis, use un penetrador redondo de 50 NM de radio; para tomar medidas de mesoescala, use un micras radio penetrador ronda 0.5; para tomar mediciones a microescala (a través de 2-3 células), utilice un penetrador ronda 2,5 m de radio.
- Coloque el láser en la punta del cantilever. Alinear el láser para el mediodel captor con el espejo.
- Coloque un vaso limpio bajo el AFM.
NOTA: el siguiente está destinada a transformar la señal de la posición del láser en el receptor AFM en una deformación de la palanca y, mediante la evaluación de la constante elástica del cantilever, para traducirlo en una fuerza. - Enfoque con un "punto de ajuste" fuerza objetivo de 1 V.
- Seleccione "espectroscopia de fuerza". Haga una muesca estableciendo el "punto de referencia relativo" máxima a 2 V, el "ampliar la velocidad" a 40 m / s, y la "longitud z" a 5 micras.
- En el menú "Calibración de negocios", seleccionar la parte lineal de la curva forward para adaptarse a la sensibilidad con el botón "seleccionar la cocinar". El "punto de ajuste relativa" debe transformarse de "V" en "metros".
- En el menú "Gestor de calibración", seleccione "constante de resorte" para evaluar la elasticity del cantilever usando las fluctuaciones térmicas. Pulse el botón "Ejecutar" para obtener el diagrama de densidad espectral del cantilever. Encuentre el pico de resonancia con la frecuencia más baja. Ajuste mediante el botón "seleccionar la cocinar".
NOTA 1: Para más detalles sobre la sintonía fluctuaciones térmicas, leer Cook et al 15.
NOTA 2: Es preferible utilizar un método directo para evaluar la elasticidad de la viga en voladizo con una referencia (o material con rigidez conocida). El que se utiliza aquí fue amablemente donada por Atef Asnacios 16. - Añadir 200 l de solución de manitol al 10% debajo de la punta en voladizo. Vuelva a alinear el láser para el medio de la captor usando el espejo.
- Vuelva a calibrar la sensibilidad: en el menú "Calibración gerente", haga clic en el botón "desconocido"; repita los pasos 2.3 hasta 2.5.
. 5 Adquisición de Datos: Aparente Módulo de Young Cartografía
. 6 Análisis de Datos: Cálculos aparente módulo de Young
- Abrir el archivo de datos en el software de análisis de datos.
- Seleccione "procesamiento por lotes" para aplicar el mismo análisis a todas las curvas de un solo mapa.
- Seleccionar "corregir la altura de la flexión del voladizo" de modo para extraer la profundidad de penetración.
- Seleccione "módulo en forma de función de Young" que se asume que la fuerza es proporcional al área de sangría. Ajuste la "plena forma" para parabólicos para suponer que la forma de sangría es una parabólica.
- Indique el radio de la punta.
- Seleccionar preferentemente la curva de "retracción" para el análisis, ya que es menos sensible a la topografía de la curva de "extender". Sin embargo, si hay adherencia significativa de la sonda durante la "retracción," utilizar la curva de "extender", que es insensible a pegarse.
- Conjuntola relación de Poisson de 0,5. Presione en analizar y guardar el resultado.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En la Figura 1 se presenta típicos mapas móduli jóvenes de meristemos florales (Figuras 1A y 1B), hipocotilos jóvenes y mayores (figuras 1C-F), y meristemas de la raíz (Figura 1G y 1H). En todos los experimentos el penetrador es semiesférica, pero su radio es diferente por lo que las diferentes resoluciones espaciales se pueden lograr figuras 1C y 1D muestran resultados típicos para penetradores meso-escala nanométrica (50 NM de radio) con muescas meso-escala nanométrica (50 nm de profundidad).; . los cartographs revelan heterogeneidades microescala en las paredes celulares de la superficie de las células epidérmicas hipocotilo Figuras 1A, 1E y 1G muestran resultados típicos para penetradores de mesoescala (500 nm) con radio hendiduras de mesoescala (500 nm de profundidad) para meristemo floral, hipocótilo y raíz; en cuenta que debido a que el radio de penetrador excede el diámetro de la pared celular de este meso-indentación evalúa'aparentes' módulos de jóvenes de las paredes celulares anticlinales (ver Peaucelle et al. 9,17 y Braybrook et al. 10 para más detalles). Por último, la Figura 1B muestra una cartograph para penetradores microescala (2,5 m de radio) con muescas de mesoescala (500 nm de profundidad); curiosamente, las imágenes en esta resolución revela reblandecimiento del tejido durante la iniciación del órgano que lo precedió ningún crecimiento visible 9.
Ahora nos destacamos y proponemos soluciones parciales a cuatro dificultades técnicas que surgen comúnmente cuando se utiliza el AFM para medir las propiedades de desarrollar órganos de la planta. En primer lugar, las muestras pueden ser incrustados de forma incorrecta en la agarosa: regiones que están cubiertas de agarosa no se pueden medir adecuadamente (ver bordes de la figura 1E flecha). Para resolver esto, pruebe el paso 1.2.6 repetir. En segundo lugar, las muestras que están mal fijados a la placa de vidrio se pueden mover durante el experimento; entonces rayas aberrantes aparecen en las imágenes owinga descorrelación entre la exploraciones adecuadas avance (Figura 1F) e izquierdo. Para resolver esto, trate con cuidado de repetir la preparación de la muestra. En tercer lugar, el Z-gama de la altura de la muestra debe estar por debajo de un determinado umbral. No hay ninguna restricción en la altura media de la muestra en la dirección z vertical, pero la gama de altura en la dirección z (distancia entre los puntos más altos y más bajos) debe ser inferior a 15 micras, de otro modo la exploración será abortado (ver Figura 1B; ajustes se encuentran en el NanoWizard AFM). Esto es porque, durante la exploración, el AFM ajusta automáticamente la altura del voladizo para que coincida con la altura de la muestra, pero en una sola exploración altura del voladizo puede variar de sólo 15 micras. Para resolver esto, utilice el módulo CellHesion JPK, lo que aumenta la distancia z a 100 micras, como se demuestra en la Figura 1E-G. En cuarto lugar, el método es sensible a las topografías superficiales: cuanto más la superficie de la muestra es oriented paralelo a la dirección de la muesca, el menos fiables las mediciones. En la muestra de raíz presentado en la Figura 1G-H, las paredes celulares paralelos al eje largo de la raíz no son visibles en los bordes superior e inferior de la exploración: aquí la superficie de la raíz está lejos de ser perpendicular a la indentación. En el meristema, de manera similar, las paredes celulares en los bordes de los brotes de flores fueron no miden adecuadamente (Figura 1A). Para hendiduras meso-escala nanométrica (Figura 1C), de nuevo este efecto topográfico se observa: bordes células se miden incorrectamente como suave, precisamente donde la curva de las células fuera del plano de la viga. Una herramienta de análisis de datos que es capaz de dar cuenta de estos efectos topográficos podría resolver este artefacto en el futuro, sino una herramienta aún no está disponible.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
En las plantas, el cambio de propiedades mecánicas juegan un papel importante en dirigir el crecimiento y la morfogénesis. Hasta la fecha no ha habido un gran progreso en el descubrimiento de las redes genéticas y químicas que controlan el crecimiento de las plantas, pero nuestro conocimiento de cómo estas redes contribuyen y se ven afectados por los cambios en las propiedades mecánicas es rudimentaria. Este método nos debería permitir a llenar este vacío, y por lo que debe ser de gran interés para los científicos que estudian algún aspecto del crecimiento de las plantas o la morfogénesis. Ahora Resumimos los retos y limitaciones del método, y las perspectivas futuras.
El paso más difícil en el protocolo es la preparación de muestras. La muestra debe estar firmemente fijado a la placa de vidrio con agarosa, pero este agarosa no debe cubrir todas las áreas de la muestra que se van a medir. Además, la preparación tiene que ser completado con la suficiente rapidez (en cuestión de minutos) a fin de prevenir el secado y delicadamente con el fin de prevenir el daño tisular: herir a unnd sequía se prevé que conducir a cambios irreversibles en las propiedades mecánicas de la pared de la célula 18. Un paso más difícil es seleccionar la configuración correcta micro-sangría de AFM: dependiendo de la pregunta científica, tejido, celular, o la resolución subcelular se puede lograr con diferentes penetradores y profundidades sangría. Para más información, consulte 9,10.
El método tiene varias limitaciones. En primer lugar, el método está limitado a la medición de propiedades mecánicas en las superficies de los órganos; un intento de desarrollar un protocolo para la medición de las regiones interiores de los órganos resecados está en marcha en nuestro laboratorio. En segundo lugar, los tejidos diferenciados con una topografía muy variable son muy difíciles de medir; por ejemplo, los tricomas bloquean el acceso de la punta del AFM a la epidermis de las hojas y tallos, y de manera similar, los pelos radicales bloquean el acceso de la punta del AFM a la epidermis de la raíz. En tercer lugar, el método se aplica mejor a las muestras de longitud de 100 micras o Less; se puede utilizar en muestras más grandes de hasta 1 mm, pero esto requiere mucho tiempo mediciones cartográficas secuenciales (como se muestra en la figura 1D y 1E). Por último, las medidas de AFM sólo una parte de la complejidad mecánica de la pared celular: se limita a experimentos de indentación de compresión, mientras que las paredes celulares son geles complejos que pueden mostrar diferentes propiedades mecánicas en función del tipo de deformación (por ejemplo, la tensión frente a la compresión). Al principio, este método se limita a la compresión parece ser no-o remotamente capaz de informar sobre el crecimiento, que es una turgencia pared celular derivada proceso de estiramiento. Sin embargo, para nuestra propia medición de superencolado sobre el meristemo 9, 19 o en el hipocotilo (datos no publicados) indica una correlación sorprendente entre la elasticidad medido a través del módulo de Young aparente y el crecimiento. Esperamos que en el futuro, el desarrollo de esta técnica le ayudará a entender este enigma.
Lamétodo que aquí se presenta sólo mide ciertos aspectos de las propiedades mecánicas elásticas de los tejidos vegetales, como se explicó anteriormente. Pero los tejidos vivos también se comportan viscoso, y la visco-elástica y el comportamiento combinado se prevé que sea importante para el crecimiento y el desarrollo 16,20. Hasta ahora no mencionado, observamos las respuestas de las paredes celulares de AFM micro-hendiduras que estaban en función del tiempo durante decenas de segundos - esta respuesta se caracteriza por ser viscoelástico. En nuestros trabajos anteriores hemos presentado un método AFM para evaluar esta respuesta viscoelástica 9. Otra propiedad importante de crecimiento de la mediación de un tejido es la presión de turgencia local de células. Para la medición de la presión de turgencia, enfrentamos desafíos similares: una técnica que mide con una resolución de mesoescala través de los tejidos aún no existe. Las microsondas de presión utilizados en las plantas eran, hasta hace poco, limitado por el radio de punta de vidrio, que es el tamaño de las células meristemáticas (5 micras) 12, 21. Otromuy prometedora vía de investigación es el desarrollo de este método de AFM para el uso en el tejido no plasmolyzed; esperamos, de esta manera, para revelar la relación entre la presión de turgencia de la célula individual y el crecimiento del tejido. Este método básicamente aplicará a la medición de la turgencia AFM ya desarrolladas a través de la sangría utilizando otros dispositivos y se utiliza en las células individuales 22-24.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Damos un agradecimiento especial a Yves Couder útil para muchos debates. Agradecemos a Atef Asnacios para la calibración de los voladizos y discusión. Damos las gracias a Lisa Willis, Elliot Meyerowitz, y Oliver Hamant para la lectura crítica. Este trabajo fue financiado en parte por la Human Frontier Science Program RGP0062/2005-C subvención; la Agence Nationale de la Recherche proyecta'' Growpec'' y'' Mechastem''.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AFM | JPK | NanoWizard | All the 3-generation are able to do the work with the same preferment. |
| AFM stage | JPK | CellHesion | Required for sample with low topography (less than 11 µm between the lowest and the highest point in the area of force scanning). |
| AFM optics | JPK | Top View Optics | Very important in order to position the sample. Could be replaced by long range binoculars or a microscope. |
| Stereo microscope | Leica | M125 | Any type of stereo microscope could do. |
| 150 nm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | R150-NCL-10 | To measure only the cell wall at the surface of the epidermis use. |
| 1 µm mounted cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | SD-Sphere-NCH-S-10 | To measure the mechanics of the cell wall orthogonal to the surface of the epidermis. |
| Tipless cantilever | Nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel, Switzerland | TL-NCH-20 | To measure the local mechanics of the tissue (2-3 cell wide) use a 5 µm mounted cantilever. We attached a 5 µm borosilicate bead to a tipless cantilever. |
| 5 µm silicon microspheres | Corpuscular | C-SIO-5 | |
| Araldite | Bartik S.A. 77170 Coubet, France | Araldite for fixing the bead to the tipless cantilever. | |
| Low melting agarose | Fisher Scientific Fair Lawn, New Jersey 07410 | BP160-100 | 34-45 °C gelation temperature |
| D-Mannitol | Sigma-Aldrich, 3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 USA | M4125-500G | |
| 2 Stainless Steel No. 5 Tweezers | Ideal-Tek 6828 Balerna, Switzerland | 951199 |
References
- Cosgrove, D. J. Measuring in vitro extensibility of growing plant cell walls. Methods in molecular biology. 715, 291-303 (2011).
- Durachko, D. M., Cosgrove, D. J. Measuring plant cell wall extension (creep) induced by acidic pH and by alpha-expansin. Journal of visualized experiments : JoVE. , 1263 (2009).
- Durachko, D. anielM., C, D. J. Measuring Plant Cell Wall Extension (Creep) Induced by Acidic pH and by Alpha-Expansin. J. Vis. Exp.. , 25 (2009).
- Suslov, D., Verbelen, J. P., Vissenberg, K. Onion epidermis as a new model to study the control of growth anisotropy in higher plants. Journal of experimental botany. 60, 4175-4187 (2009).
- Parre, E., Geitmann, A. Pectin and the role of the physical properties of the cell wall in pollen tube growth of Solanum chacoense. Planta. 220, 582-592 (2005).
- Zerzour, R., Kroeger, J., Geitmann, A. Polar growth in pollen tubes is associated with spatially confined dynamic changes in cell mechanical properties. Developmental biology. 334, 437-446 (2009).
- Radotic, K., et al. Atomic force microscopy stiffness tomography on living Arabidopsis thaliana cells reveals the mechanical properties of surface and deep cell-wall layers during growth. Biophysical journal. 103, 386-394 (2012).
- Milani, P., et al. In vivo analysis of local wall stiffness at the shoot apical meristem in Arabidopsis using atomic force microscopy. The Plant journal : for cell and molecular biology. 67, 1116-1123 (2011).
- Peaucelle, A., et al. Pectin-induced changes in cell wall mechanics underlie organ initiation in Arabidopsis. Current biology : CB. 21, 1720-1726 (2011).
- Braybrook, S. A., Hofte, H., Peaucelle, A. Probing the mechanical contributions of the pectin matrix: Insights for cell growth. Plant signaling & behavior. 7, 1037-1041 (2012).
- Routier-Kierzkowska, A. L., et al. Cellular force microscopy for in vivo measurements of plant tissue mechanics. Plant physiology. 158, 1514-1522 (2012).
- Agudelo, C. G., et al. TipChip: a modular, MEMS-based platform for experimentation and phenotyping of tip-growing cells. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 1057-1068 (2013).
- Miedes, E., et al. Xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase (XTH) overexpression affects growth and cell wall mechanics in etiolated Arabidopsis hypocotyls. Journal of experimental botany. 64, 2481-2497 (2013).
- Byrne, M. E., et al. Asymmetric leaves1 mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis. Nature. 408, 967-971 (2000).
- Cook, S. M., et al. Practical implementation of dynamic methods for measuring atomic force microscope cantilever spring constants. Nanotechnology. 17, 20135-22145 (2006).
- Desprat, N., Richert, A., Simeon, J., Asnacios, A. Creep function of a single living cell. Biophysical journal. 88, 2224-2233 (2005).
- Peaucelle, A., Braybrook, S., Hofte, H. Cell wall mechanics and growth control in plants: the role of pectins revisited. Frontiers in plant science. 3, 121 (2012).
- Mittler, R., et al. ROS signaling: the new wave. Trends in plant science. 16, 300-309 (2011).
- Braybrook, S. A., Peaucelle, A. Mechano-chemical aspects of organ formation in Arabidopsis thaliana: the relationship between auxin and pectin. PLoS. 8, e57813 (2013).
- Asnacios, A., Hamant, O. The mechanics behind cell polarity. Trends in cell biology. 22, 584-591 (2012).
- Meister, A., et al. FluidFM: combining atomic force microscopy and nanofluidics in a universal liquid delivery system for single cell applications and beyond. Nano letters. 9, 2501-2507 (2009).
- Lintilhac, P. M., Wei, C., Tanguay, J. J., Outwater, J. O. Ball tonometry: a rapid, nondestructive method for measuring cell turgor pressure in thin-walled plant cells. Journal of plant growth regulation. 19, 90-97 (2000).
- Kroeger, J. H., Zerzour, R., Geitmann, A. Regulator or driving force? The role of turgor pressure in oscillatory plant cell growth. PloS one. 6, e18549 (2011).
- Forouzesh, E., Goel, A., Mackenzie, S. A., Turner, J. A. In vivo extraction of Arabidopsis cell turgor pressure using nanoindentation in conjunction with finite element modeling. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 509-520 (2013).
