Summary
Se introduce un método quirúrgico para inducir experimental de isquemia / reperfusión (I / R) lesión para simular el infarto de miocardio (MI) en modelos de ratón que permite una mayor claridad en el posicionamiento de la ligadura en la arteria descendente anterior izquierda (LAD) para aumentar la reproducibilidad de experimentos en ratones MI.
Abstract
Infarto agudo de miocardio o crónica (MI) son los eventos cardiovasculares que resulta en una alta morbilidad y mortalidad. El establecimiento de los mecanismos patológicos en el trabajo durante MI y el desarrollo de enfoques terapéuticos eficaces requiere una metodología para simular de forma reproducible la incidencia clínica y reflejar los cambios fisiopatológicos asociados a MI. Aquí, se describe un método quirúrgico para inducir infarto de miocardio en modelos de ratón que se puede utilizar para corto plazo isquemia-reperfusión (I / R) lesión, así como la ligadura permanente. La principal ventaja de este método es para facilitar la localización de la arteria descendente anterior izquierda (LAD) para permitir la ligadura exacta de esta arteria para inducir isquemia en el ventrículo izquierdo del corazón de ratón. La colocación exacta de la ligadura de la LAD aumenta la reproducibilidad del tamaño del infarto y por lo tanto produce resultados más fiables. Una mayor precisión en la colocación de la ligadura mejorará los enfoques quirúrgicos estándar para simular MI en ratones, tHus reducir el número de animales de experimentación necesarios para los estudios estadísticamente relevantes y mejorar nuestra comprensión de los mecanismos que producen la disfunción cardiaca después de infarto de miocardio. Este modelo de ratón de MI también es útil para el ensayo preclínico de tratamientos dirigidos daño miocárdico después de un IM.
Introduction
Los modelos animales de infarto de miocardio (IM) son importantes en la investigación de la compleja fisiopatología de la cardiopatía isquémica 1. La isquemia-reperfusión (I / R) lesión es un importante contribuyente al daño miocárdico generado durante la MI. La lesión por isquemia inicial producida por la oclusión de la circulación coronaria puede ser minimizado en pacientes con IM mediante el uso de angioplastia para restaurar la perfusión de una manera oportuna. Si bien esta intervención ha reducido considerablemente el número de muertes por infarto agudo de miocardio, la restauración del flujo sanguíneo en los resultados de la zona isquémica en la lesión de I / R que conduce a la muerte de los cardiomiocitos. Esta pérdida de masa miocárdica contribuye a la disminución del gasto cardíaco y la progresión hacia la insuficiencia cardiaca. Así, el estudio de los mecanismos que dan lugar a la muerte de los cardiomiocitos de la lesión de I / R es una importante línea de investigación en la investigación cardiovascular. Ligadura coronaria quirúrgica es una técnica experimental útil para inducir modelos de infarto de miocardio en varios tipos de animales, includiendo la rata, el perro y el cerdo. Publicaciones en diferentes laboratorios han introducido varios métodos en el establecimiento del modelo de corazón de ratones I / R lesión 2,3. Con el fin de comprender mejor estos mecanismos hay que tener acceso a los modelos animales fiables que pueden reproducir varios aspectos de MI patología. El desarrollo de este tipo de modelos es también esencial para el ensayo de enfoques terapéuticos para el tratamiento del infarto de miocardio y lesión de I / R asociada.
La mayoría de las técnicas quirúrgicas disponibles actualmente para simular MI en animales experimentales implican disección quirúrgica en la cavidad torácica para exponer la arteria descendente anterior izquierda (LAD), que luego es ocluido por una ligadura para el período definido en el tiempo para producir el evento isquémico. Luego de que la ligadura se puede quitar para permitir la reperfusión del área isquémica y la generación de la lesión I / R. Una limitación importante de estos enfoques en que la posición de la literatura sobre la LAD no está siempre reproducido con exactitud, quepuede conducir a la variación en la gravedad de la MI inducida por este enfoque. La mayoría de las técnicas disponibles sólo describen de manera general la ubicación aproximada de la LAD en la pared anterior del corazón. A medida que la ramificación y la dirección de la DA pueden variar en cada animal la ubicación no es siempre fijo y puede ser fácilmente confundido 4,5, dando lugar a posibles complicaciones durante la cirugía 6. Las consecuencias de la colocación incorrecta de la ligadura se pueden ejecutar de la variabilidad en el tamaño del infarto inducido en el ventrículo izquierdo a comprometer completamente la especificidad del modelo. Aquí presentamos un método modificado para el infarto de I / R y la ligadura permanente en los ratones que permite mejorar la precisión de la colocación de la ligadura de la LAD. Mediante la aplicación de enfoques específicos para la incisión inicial y la disección interna, así como el uso de manipulaciones para levantar las aurículas para permitir una mejor apreciación de la LAD y el sitio de donde emerge de la aorta. El establecimiento de laposición en la LAD y su origen proporciona la oportunidad de ligar la LAD de una manera reproducible. Este modelo de infarto de I / R y la ligadura permanente no sólo disminuye la variación en el tamaño del infarto después de la cirugía, sino que también puede disminuir la incidencia de sangrado excesivo durante la operación.
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Protocol
Este protocolo fue aprobado por los animales y está en conformidad con las directrices y normas establecidas por el Cuidado de Animales y el empleo Comisión Institucional (IACUC) de la Universidad Estatal de Ohio. Todas las políticas desarrolladas por el IACUC locales están en conformidad con la Guía de Experimentación Animal desarrollado por la Oficina de Laboratorio Animal Welfare, de los Institutos Nacionales de Salud.
1. Anestesia y la intubación endotraqueal
- Autoclave todos los instrumentos y suministros quirúrgicos antes de su uso. Desgaste, de un solo uso guantes quirúrgicos estériles durante todo el procedimiento. Mantener un campo estéril durante todo el procedimiento. Se sugiere uso de un paño estéril pero no se muestra en el video para permitir una mejor visualización de los puntos de referencia anatómicos en el ratón.
- Coloque cada ratón individualmente en una cámara de inducción y proporcionar anestesia usando 5% de isoflurano y oxígeno con un caudal de 0,4 l / min hasta que la pérdida del reflejo de enderezamiento y luego mantener ªe animal con 2% de isoflurano en oxígeno al 100% con un caudal de 0,4 l / min por medio de un tubo de ojiva conectado al aparato de la anestesia hasta que el tubo traqueal está en su lugar. La máquina de anestesia isoflurano utilizado debe ser ventilado y equipado con filtros de carbón vegetal para minimizar la exposición del cirujano a los humos de isoflurano durante el procedimiento de manera adecuada. El cono de nariz se observó pero no se muestra en el vídeo para permitir la visualización de las manipulaciones de intubar el ratón.
- Shave el pecho del animal con una cortadora de cabello animal en una ubicación diferente de la plataforma de la cirugía para evitar la contaminación de la ubicación de la cirugía.
- Coloque el ratón en una posición supina en la plataforma de la cirugía para la intubación posterior. Una pequeña plataforma de espuma de poliestireno simple puede servir como una plataforma de funcionamiento. Cubrir la plataforma con una cortina de pre-esterilizada para proporcionar una superficie estéril. Coloque una almohadilla de calefacción entre la plataforma y la caída de mantener la temperatura corporal de los ratones en surgicaprocedimientos l.
- Adjuntar una longitud de sutura de seda 2-0 de al menos 10 cm a la plataforma con cinta y luego bucle de la sutura alrededor de los incisivos superiores delanteros. Coloque el cono en estrecha proximidad (2-3 cm) hasta el borde de la plataforma sobre la nariz del ratón. Tire de la tensa ratón y fijarlo a la plataforma por la cola con un trozo de cinta.
- Asegure las piernas a los lados del cuerpo con los filamentos de la cinta. Es importante que los miembros delanteros no se estiran sobre-ya que esto puede comprometer la respiración.
- Preparar los sitios quirúrgicos afeitadas con Betadine y alcohol antes de realizar las incisiones del cuello y del pecho.
- Coloque la plataforma con la cabeza de ratón, señalando en la dirección del operador. Corte un 0,5 cm mediana incisión en la piel del cuello uterino. Separar los lóbulos de la glándula tiroides en su istmo para exponer el músculo esternohioideo donde la tráquea se puede ver bajo el músculo.
- Retire la aguja interior de un trócar de calibre 18 por lo que se puede utilizar como un intubtubo ación. La punta de la aguja puede servir como un soporte y 1 cm de tubo exterior puede servir como el tubo traqueal.
- Sujete la lengüeta del ratón con pinzas curvas en una mano y moverlo ligeramente hacia arriba. Ver la tráquea a través de la incisión en la piel del cuello uterino. Utilice la otra mano para insertar suavemente el tubo de la intubación hasta que el tubo se ve el interior de la tráquea.
- Tan pronto como el tubo está en la tráquea, mover las pinzas curvas en otra parte hacia el tubo y rápidamente quitar la aguja interior. Si el tubo no puede ser insertado en la tráquea, el tubo debe ser extraído para evitar la producción de problemas respiratorios. Es importante señalar que la punta del tubo cuando está cerca de la garganta con el fin de evitar la inserción del tubo en el esófago en lugar de la tráquea.
2. Ventilación y Fijación
- Proporcionar ventilación artificial con un respirador animal de ventilación 2% de isoflurano en oxígeno con un caudal de 0,4 L / min. Utilice un Y-sha modificadoconector pe para conectar el tubo de la intubación con el ventilador. El posicionamiento correcto del tubo traqueal puede ser confirmada por juzgar la expansión del tórax simétrica.
- Ajuste el volumen corriente a 260 l / carrera y ventilación tasa es de 130 golpes por minuto, que se pueden ajustar con el peso corporal de un ratón en particular si es necesario.
- Retire la cinta en la cola y gire el ratón con cuidado para colocarlo en una posición de decúbito lateral derecho para la cirugía posterior. Use cinta adhesiva para asegurar la cola y las patas de la plataforma de nuevo.
- Insertar la sonda rectal para monitorear la temperatura del cuerpo y ajustar la almohadilla de calentamiento para mantener la temperatura alrededor de 37 º C.
- Fije la sonda a la plataforma usando cinta. Inyectar por vía subcutánea bupivacaína en el lugar de la incisión para adormecer el área antes de hacer la incisión.
3. Toracotomía
- Hacer una incisión oblicua que es de aproximadamente 1 cm de largo en un lugar de 2 mm de la izquierdaborde esternal en la dirección de donde la pata delantera izquierda se encuentra con el cuerpo (aproximadamente 1-2 mm por debajo de donde la pierna y el cuerpo se unen). La vena dorsal superficial está cerca de este sitio y la incisión debe hacerse de forma que el extremo lateral de la incisión sube, pero no corte, la vena.
- Cortar aunque el músculo torácica para exponer las costillas debajo. Durante este paso evitar lesiones accidentales del recipiente. Si se produce una hemorragia, utilice aplicadores de algodón para detener cualquier sangrado antes de proceder con el siguiente paso 7.
- Visualice las costillas e inflar los pulmones a través de la pared del pecho delgado y semitransparente. Abra la cavidad del pecho utilizando tijeras quirúrgicas para hacer una incisión de 6-8 mm en el tercer espacio intercostal. Esta incisión debe ser de un mínimo de 2 mm desde el borde esternal donde se encuentra la arteria torácica interna. Daño a la arteria producirá sangrado fuerte que es difícil de controlar.
- Introduce los retractores pecho caseros pre-esterilizados into la incisión y tire suavemente hacia atrás para abrir la incisión de manera que es cerca de 8-10 mm de ancho, mientras que teniendo cuidado de evitar el pulmón. Los retractores deben estar unidos a la plataforma quirúrgica con alfileres.
- En este punto, el corazón debe ser visible, sin embargo, el pulmón todavía cubrirá una parte del corazón. Levante el pericardio suavemente con pinzas curvas, separarlo y deslice el tejido detrás de los retractores. Durante esta manipulación del pulmón levantará y desde el corazón.
4. Posicionamiento LAD
- Localizar la LAD en la superficie del corazón a través de un microscopio de disección. La LAD baja por la mitad de la pared del corazón a partir de cerca de la punta del corazón hacia abajo a través del ventrículo izquierdo. El LAD aparece de color rojo brillante y se palpitaba con fuerza. La vena aquí es a veces confundido con la LAD, sin embargo la iluminación adecuada puede ayudar a distinguir los dos buques. Si la iluminación es demasiado brillante, puede ser difícil de apreciar el colordiferencias entre los vasos.
- Utilice un fragmento bola de algodón estéril con un diámetro de aproximadamente 1-2 mm para preparar la LAD para la ligación. Coloque el algodón entre la aurícula izquierda y el ventrículo izquierdo, lo que elevará la aurícula izquierda y ayudar a exponer la LAD y aclarar su posición. Si la LAD no puede ser localizado, el fragmento se puede deslizar más en lo que la aurícula izquierda se eleva aún más alto para revelar la aorta donde la LAD se origina.
5. LAD Ligadura
- El posicionamiento ideal para la ligadura es de aproximadamente 2 mm más baja que la punta de la aurícula izquierda. El tronco pulmonar se puede utilizar como un marcador para ayudar a identificar la aurícula izquierda. Alternativamente, la posición de la ligadura se puede visualizar como un punto de 1-2 mm de distancia de la ramificación de la circunfleja izquierda. Utilice pinzas curvas para aplicar una suave presión en un sitio inmediatamente debajo del punto de ligadura previsto. Esto hará que sea más fácil ver la arteria y también ayudará a mantener el corazón en su sitioy simplificar la vinculación de la ligadura. No presione con la pinza de más de 5 segundos a la vez y evitar la compresión del corazón que puedan producir alteraciones en el bombeo.
- Use una aguja cónica que pasar una sutura de seda 6-0 por debajo de la LAD mientras se observa con un microscopio de disección. Inserte la aguja debajo de la arteria con precisión que la aguja entre en la cámara del ventrículo izquierdo si se colocan demasiado profundamente o dañar el LAD si la aguja es demasiado superficial. Si la LAD se lesiona retire la aguja y suturar la LAD para controlar la hemorragia, sin embargo si el sangrado no se puede controlar, es preferible sacrificar al animal.
- Hacer un doble nudo flojo con la sutura, dejando un bucle de diámetro de 2-3 mm a través del cual se coloca una pieza larga de 2-3 mm de tubo de PE-10 8.
- Apriete el bucle alrededor de la arteria y la tubería y luego asegurar el lazo atando un nudo corredizo adicional, teniendo cuidado de no dañar la pared del ventrículo. Para la ligadura permanente, ate directamente a la LAD con unanudo 9. Confirme la oclusión de LAD por la comprobación de aparición de un color más pálido en la pared anterior del ventrículo izquierdo que debe aparecer a los pocos segundos después de la ligadura.
- Retire el retractor y cerrar la herida temporalmente por pellizcar la piel junto con una pinza bulldog. La longitud de tiempo que se mantiene la isquemia depende del diseño del experimento, pero es con frecuencia 20, 30, 45 o 60 min. El ratón sigue siendo en el ventilador para la duración de la oclusión de la arteria LAD.
6. Reperfusión
- Después del período de isquemia quitar la pinza bulldog e insertar los retractores de tórax para exponer la ligadura. Desatar el nudo y retire el tubo PE-10. Confirme la reperfusión mediante la observación de un retorno del color rosado-rojo de la pared anterior del ventrículo izquierdo después de 15-20 seg.
- Deja la sutura en su lugar si el 2% de cloruro de trifenil tetrazolio (TTC) y la tinción de azul se llevarán a cabo después de la reperfusión. Si la tinción no es necesario, la sutura puede be eliminado.
- El tiempo de reperfusión dependerá del diseño del experimento, por lo general que abarca entre 1 hr y 24 hr.
7. Cierre el pecho y Cuidado Postoperatorio
- Cierre la cavidad torácica por costura cierra la incisión en el espacio intercostal 3 ª con sutura de seda 4-0. Es importante que los pulmones están libres de la sutura y no quedar atrapados como la 3 ª y 4 ª costillas se suturan juntos. Mientras que atar los nudos de sutura es útil para aplicar una ligera presión en el pecho con el soporte de aguja para reducir al mínimo cualquier aire de la sala que podrían ser atrapado en la cavidad torácica.
- Cierre todas las capas de músculo con suturas continuas utilizando seda 4-0. Utilice suturas de nylon para cerrar la piel con una sutura continua. Alternativamente, la piel puede ser cerrada con sutura interrumpida.
- Cuando la sutura es cese completo del flujo de isoflurano mientras que el oxígeno continúa fluyendo. Una vez que el ratón se mueve los bigotes o la cola que, should empezar a hacer intentos de respirar espontáneamente. Retire el ratón del ventilador con el tubo de la intubación todavía mantienen en la tráquea.
- Observar al animal con cuidado hasta que el ratón se reanuda un patrón de respiración normal y luego retirar la intubación con el ratón. El tubo debe ser retirado lentamente para evitar la aspiración de las secreciones de la cavidad oral.
- Confirmar el ratón no es en cualquier dificultad respiratoria mediante la observación de que para otro 3-5 minutos antes de volver a una jaula. Si se observan signos de deshidratación después de la cirugía, proporcionar hasta 0,5 ml de solución salina estéril por inyección intraperitoneal.
- Para la analgesia postoperatoria, administrar un analgésico opioide (buprenorfina, 0,1 mg / kg) por vía subcutánea (SC) antes de que el animal es ambulatoria y luego proporcionar una dosis adicional cada 4-6 horas para el próximo 24 hr. Compruebe los signos de los animales de angustia a las 12 horas después de la cirugía. Simulación de infarto de miocardio mediante cirugía la supervivencia requiere la evaluación del dolor y la angustia después de la recuperación de la dorgery. La corriente de las mejores prácticas aceptadas es proporcionar analgesia en las primeras 24 horas después de un procedimiento invasivo, con dosis adicionales dadas como se garantiza debido a la pérdida de peso o signos de dolor. Para la ligación permanente, el peso corporal debe ser rastreado diariamente para ayudar a calibrar la recuperación del animal.
- El ibuprofeno (Motrin), un fármaco antiinflamatorio no esteroideo (AINE) con propiedades antiinflamatorias, analgesia y antipirética, u otro AINE, puede ser proporcionada en el agua potable de los animales como una solución de 0,2 mg / ml durante dos días antes de la cirugía y hasta un 7 días después de la cirugía en junto con la buprenorfina para controlar el dolor / malestar adicional.
8. Medición del infarto de tamaño del infarto
- Anestesie y intubar el ratón al final del tiempo de reperfusión deseado. Cortar la piel del pecho en la línea media para el xifoides. Abrir el abdomen y el diafragma debajo de la caja torácica y de ambos lados de la línea media clavicular. <li> La exposicion el corazón y volver a ligar la DA en el mismo lugar. Canular la aorta por lo que 10% ftalo azul se puede lentamente inyecta directamente en la aorta para teñir el corazón para la delimitación de la zona isquémica de la zona no isquémica 10.
- Rápidamente extirpar el corazón y lavar en 30 mM de KCl (solución de cloruro de potasio) a cesar el latido del corazón y permitir que para la sección más consistente. Congelar el corazón durante al menos 4 horas a -20 ° C y cortar el corazón en rodajas de 1 mm utilizando una matriz corazón dispositivo 11 de seccionamiento.
- Incubar cortes de corazón con 2% TTC a 37 ° C durante 40 min. El área del infarto se demarca como una zona blanca mientras que el tejido viable mancha roja.
- Fijar los cortes teñidos con formaldehído al 10% durante la noche, lo que ayudará a aumentar el contraste entre la zona del infarto y el tejido normal. Fotografía las rebanadas y calcular el área en riesgo (AAR), la zona no isquémica y la zona del infarto utilizando el software ImageJ.
Medir la troponina cardiaca I (cTnI) los niveles en el suero de los ratones mediante la obtención de sangre de la vena porta y luego aislar el suero por centrifugación. Los niveles séricos de cTnI se determinan con un ensayo de cTnI rápida cuantitativa 12.
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Representative Results
Después de 24 horas de reperfusión, el análisis del tamaño del infarto y el área en riesgo (AAR), por ftalo colorante azul y cloruro de trifenil tetrazolio (TTC), la ligadura de la LAD puede ser confirmada mediante la observación de escaldado de tejido miocárdico distal a la sutura así como la disfunción de la pared anterior. La reperfusión puede ser verificada por la vuelta del color rojo con el tejido miocárdico y la demostración de una cierta recuperación del movimiento de la pared anterior.
Áreas de infarto (blanco) deben distinguirse de las zonas de riesgo (rojo) y el área no está en riesgo (azul). Aplicación de Phthalo colorante azul (Figura 1 A) permite la resolución de la zona del corazón, donde la oclusión de la DA, mientras que los corazones que no se tiñen con el colorante azul sólo puede mostrar el área de infarto (Figura 1B). Tamaños de infarto dependen de la duración de la isquemia. Es importante destacar que la troponina I cardiaca (cTnI) los niveles son bajos en operación simulada animales que fueron sometidos a todoprocedimientos quirúrgicos excepto la isquemia y reperfusión en comparación con los animales que se sometieron a infarto de miocardio (Figura 2). Esto indica la cirugía simulada no produjo patología cardiaca significativa, mientras que la lesión de isquemia / reperfusión era suficiente para producir la elevación de este biomarcador ampliamente utilizado para MI.
Figura 1:. Cuantificación de la extensión de infarto después de la cirugía oclusión de la DA (A) Imagen de Representante de ratón de tipo salvaje secciones del corazón de los animales sometidos a 45 minutos de isquemia y 24 horas de reperfusión. La inyección de colorante azul permite la evaluación de la zona no isquémica del corazón, que no está en riesgo de un infarto. (B) Una imagen representativa de un corazón donde no se inyecta colorante azulhacer hincapié en el área en riesgo (AAR), que aparece en rojo, y el área del infarto, que aparece en blanco. Las áreas de cada región se calculan como porcentajes del total del ventrículo izquierdo del área (LV), multiplicado por el peso total de ese sector. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
Figura 2:. El uso de niveles de troponina cardíaca como una medida de la extensión de infarto de corazón Un gráfico de barras de la troponina cardiaca I (cTnI) niveles en ratones sometidos a 45 minutos de isquemia y reperfusión durante 24 horas (E / R) o cirugía simulada como control. Se recogió sangre de la vena porta a las 24 horas después de la cirugía de tres animales para cada grupo. Los niveles de cTnI son significativamente elevados enanimales después de la lesión de I / R (9,195 ± 0,07146) en comparación con los animales de control simulado (1,195 ± 0,06651). Los datos se presentan como medias ± SEM y *** indica P <0,0001 comparar simulacro de control y los grupos I / R por T-test. Haz clic aquí para ver la imagen más grande.
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Discussion
Modelos de isquemia-reperfusión del miocardio de ratón son un método eficaz para la investigación cardiovascular para simular la enfermedad cardíaca aguda o crónica clínica 13,14. Un esfuerzo importante se ha aplicado para desarrollar y refinar los métodos quirúrgicos que producen los eventos isquémicos y daño de reperfusión en los corazones de varios tipos diferentes de animales. Mientras que hay ventajas particulares a la utilización de diferentes sistemas de animales, el ratón tiene las características que han llevado a extensa interés en la producción de infarto de I / R en el corazón de ratón. Una de las razones principales es la tratabilidad genética del sistema de ratón. La amplia selección de animales modificados genéticamente disponibles, y la relativa facilidad con la que los nuevos modelos pueden ser generados para abordar cuestiones específicas, no tienen coincidencia en otros sistemas de modelos animales. Otra razón para el aumento del uso de los ratones en los estudios cardiovasculares es el aumento de la disponibilidad de equipo quirúrgico y otras herramientas experimentales específicasaliado diseñado para su uso en ratones. El costo relativamente bajo de los modelos de ratón también es un importante contribuyente a su uso en los estudios. La creciente necesidad de rigor en los estudios preclínicos requiere el uso de más animales, que puede ser más realista cuando se necesitan menos recursos para incluir el número adecuado de animales. Mientras que el uso del modelo de ratón tiene varias ventajas hay desventajas también, particularmente cuando se consideran los aspectos divergentes de ratón y la fisiología cardiovascular humano. Muchos modelos animales más grandes, tales como el perro y cerdo, se asemejan más a la mayoría de los aspectos de la fisiología cardiovascular humano que el ratón. Otra desventaja es el tamaño del ratón, la manipulación del corazón más pequeño en el ratón requiere un mayor grado de habilidad quirúrgica, en particular en la localización de la LAD y reproducible ligándolo para producir un área de infarto consistente en el ventrículo izquierdo. El método que aquí se presenta puede proporcionar una mejora significativa en la identificación de unnd ligación de la LAD. Nuestros resultados consistentes en la cantidad de liberación de cTnI desde el corazón (Figura 2) sugieren que reproducible podemos generar infarto de un tamaño y nivel de cardiomiocitos muerte similar.
Un aspecto clave de las cirugías para inducir el infarto de miocardio experimental es la clara identificación y ligadura de la LAD. En nuestro enfoque se detalla aquí hemos mejorado la metodología para identificar y acceder a la LAD, lo que permite una colocación más consistente de la ligadura en el buque. Durante la cirugía, se hace uso de un pequeño trozo de algodón estéril para levantar la aurícula izquierda y totalmente exponer la LAD, que aclara la posición de LAD y facilita la ligadura de LAD. Esta un paso crítico para la técnica y un punto de la diferenciación de otros enfoques. La introducción de estas modificaciones de la ligadura de LAD debe permitir que para obtener resultados más reproducibles durante la simulación de MI en modelos de ratón. Si bien la mejora de la precisión en el lugarción de la ligadura debería mejorar la coherencia en el tamaño del infarto genera todavía es importante para medir la zona de riesgo en el uso de la perfusión de Phthalo colorante azul. Esto es particularmente cierto durante el uso de líneas de ratón genéticos de modificación donde la manipulación de la expresión génica puede resultar en cambios en la respuesta de los vasos sanguíneos del corazón a la ligadura.
Otro paso crítico durante la ligadura en la confirmación de que la isquemia se ha generado de manera efectiva mediante la ligación de la LAD. Observación de una, rápido cambio de color distinto en el área de riesgo es esencial para tener la certeza de que las condiciones isquémicas se han producido en la sección específica del miocardio. El cambio en el color del miocardio debe ser visto dentro de unos segundos si el LAD se obtura eficazmente. Otros pasos críticos en el procedimiento implican la duración del período de isquemia y el tiempo permitido para la reperfusión antes se miden los puntos finales experimentales. Como se mencionó en el protocol, la duración del período isquémico puede ser variado para producir diferentes grados de daño isquémico al corazón. En general, un periodo de isquemia más largo tendrá como resultado la muerte de los miocitos más extensa a lo largo de la zona de riesgo. La longitud de la reperfusión puede tener efectos sobre el desarrollo de la patología cardiaca, incluyendo la aparición de lesiones fibróticas en el corazón, así como la estabilización de gasto cardíaco y cambios electrofisiológicos. Así, la longitud específica de estas medidas experimentales deben adaptarse para abordar las cuestiones específicas examinadas en el estudio. Los criterios de valoración experimentales también deben ser seleccionados en base a la duración de los períodos de isquemia y reperfusión utilizados y las cuestiones específicas que se abordarán en el experimento. Se presenta el uso de la tinción TTC para medir el tamaño del infarto y ELISA mediciones de los niveles de cTnI en suero como criterios de valoración para evaluar la extensión del daño cardíaco. Estos criterios de valoración se puede utilizar para cualquier longitud de la reperfusión, sin embargo, son particularmente useful por períodos más cortos de reperfusión (24 horas) donde los defectos funcionales no se han estabilizado todavía. Si bien no entrar en detalles aquí sobre las mediciones funcionales del gasto cardíaco, como la ecocardiografía Doppler 15 y las mediciones de microesferas de flujo sanguíneo coronario 16, estos enfoques son útiles para entender los cambios en la función cardíaca durante los experimentos a largo plazo, tales como la oclusión crónica de la LAD.
Mientras que el uso de modelos de ratón de MI tiene grandes ventajas para el estudio de la lesión I / R en el corazón todavía hay limitaciones a estos enfoques. Desde grandes incisiones quirúrgicas se deben hacer en la cavidad torácica las interrupciones de tejido resultantes y la inflamación asociados pueden influir en la respuesta del corazón a los efectos MI. Estas preocupaciones pueden abordarse parcialmente a través del uso de ratones control quirúrgico simulado donde todos los pasos quirúrgicos están todos realizados con la excepción de el apriete de la ligadura alrededor de laLAD. Otra cuestión que se produce por la naturaleza invasiva de la cirugía es la necesidad de controlar el dolor y el sufrimiento que se produce durante y después del procedimiento. Enfoques de gestión del dolor que se ajustan a las mejores prácticas actuales se detallan en este procedimiento y son necesarias para evitar el sufrimiento de los animales de experimentación. Es importante ser consciente de que el uso de muchos tipos diferentes de anestésicos y analgésicos puede tener efectos cardioprotectores después de su aplicación. Por lo tanto, es conveniente aplicar estos agentes para el control de ratones, incluso cualquier ratones de control que no se utilizan para las cirugías simuladas, con el fin de evitar cualquier complicación a la interpretación de los resultados experimentales. Otra limitación de este enfoque es que no proporciona una simulación perfecta de la patología asociada con MI humana. Con frecuencia, los modelos de ratones utilizados para tales experimentos no sufren de comorbilidades que subyacen a la MI en los seres humanos, como la enfermedad vascular coronaria, la diabetes y la hipertensión. Talcomplicaciones que no están presentes en el modelo de ratón podrían tener efectos sobre las vías que se están estudiando en un experimento en particular y por lo tanto deben ser considerados a la hora de interpretar los resultados. En estos casos, el uso de ratones modificados genéticamente que muestran algunas de estas patologías de base puede ser apropiado para modelar de manera más eficaz la enfermedad, ya que presentaría en pacientes humanos. En el futuro, otros aspectos de este enfoque podrían ser modificados para simular con más precisión los aspectos adicionales de la patología MI humano.
A pesar de estas limitaciones, los métodos descritos aquí representan un método eficaz para producir la lesión de I / R localizada en el ratón que simula la mayor parte de los efectos patológicos de la MI en pacientes humanos. Nuestra técnica permite la fácil manipulación de la LAD que puede conducir a resultados más reproducibles y simplificar la cirugía. Sin embargo, el dominio de esta técnica aún requiere de la habilidad quirúrgica importante que sólo puede ser adquirida a través de la práctica deel procedimiento. El cuidado suficiente cuando se realiza la cirugía, sobre todo en lugares donde esto se indica en el protocolo, va a mejorar la tasa de supervivencia de los animales, así y la reproducibilidad de los resultados experimentales. Una vez que se domina el abordaje quirúrgico, este protocolo resultar muy útil para los investigadores que estudian el efecto de la MI en la fisiología cardiovascular, así como aquellos interesados en probar la eficacia de las intervenciones terapéuticas en un modelo de ratón.
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Disclosures
Dr. Noah Weisleder es un fundador y responsable científico de TRIM-edicina, Inc.
Acknowledgments
Las investigaciones realizadas en esta publicación fue apoyada por el Instituto Nacional de Artritis y Enfermedades Musculoesqueléticas y de la Piel, parte de los Institutos Nacionales de Salud, en virtud de Premio Número R01-AR063084. El contenido es de exclusiva responsabilidad de sus autores y no representa necesariamente las opiniones oficiales de los Institutos Nacionales de Salud.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PhysioSuite with RightTemp Homeothermic Warming | Kent Scientific Corp | PS-RT | |
| Light source | Zeiss | KL 1500 LCD | |
| Mouse Heart Slicer Matrix | Zivic Miller | HSMS001-1 | |
| Micro Tray - Base, Lid, & Mat (6.0 x 10 x 0.75) | Fine Science Tools | 6100A | |
| 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride | Sigma Aldrich | T8877 | |
| Buprenorphine (Buprenex Injectable) | Reckitt Benkiser Healthcare | NDC 12496-0757-1 | |
| bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1163-01 | |
| Isoflurane | Abbott | NDC 5260-04-05 | |
| Betadine Soultion | Purdue Pharma | 25655-41-8 | |
| Mouse Cardiac Troponin T(cTnT) ELISA | Kamiya Biomedical Company | KT-58997 | |
| Fine Scissors | Fine Science Tools | 14040-10 | |
| Dumont #5 Forceps | Fine Science Tools | 11251-30 | |
| Dumont #3 Forceps | Fine Science Tools | 11231-30 | |
| Castroviejo Micro Needle Holders | Fine Science Tools | 12060-01 | |
| Slim Elongated Needle Holder | Fine Science Tools | 12005-15 | |
| Round Handled Needle Holders | Fine Science Tools | 12075-12 | |
| Omano Trinocular Stereoscope | Microscope.com | OM99-V6 | |
| SB2 Boom Stand with Universal Arm | Microscope.com | V6 | |
| Tracheal Tube, 0.5 mm, 1/16 in Y | Kent Scientific Corp | RSP05T16 | |
| Anesthesia Systems for Rodents and Small Animals | VetEquip, Inc | 901807 | |
| 4-0 silk taper suture | Sharpoint™ Products | DC-2515N | |
| 6-0 silk taper suture | Sharpoint™ Products | DC-2150N |
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