Summary
Si introduce un metodo chirurgico per indurre sperimentale ischemia / riperfusione (I / R) pregiudizio per simulare infarto del miocardio (MI) in modelli murini che consente una maggiore chiarezza posizionamento della legatura sulla discendente anteriore sinistra (LAD) per migliorare la riproducibilità di esperimenti MI nei topi.
Abstract
Infarto miocardico acuto o cronico (MI) sono eventi cardiovascolari con conseguente elevata morbilità e mortalità. Stabilire i meccanismi patologici al lavoro durante MI e lo sviluppo di approcci terapeutici efficaci richiede una metodologia per simulare riproducibile l'incidenza clinica e riflettere i cambiamenti fisiopatologici connessi con MI. Qui, descriviamo un metodo chirurgico per indurre MI in modelli murini che può essere utilizzato per breve ischemia-riperfusione (I / R) lesioni nonché legatura permanente. Il principale vantaggio di questo metodo è quello di facilitare la posizione della discendente anteriore sinistra arteria (LAD) per consentire legatura accurata di questa arteria per indurre ischemia del ventricolo sinistro del cuore del mouse. Posizionamento accurato della legatura sul LAD aumenta la riproducibilità delle dimensioni dell'infarto e quindi produce risultati più affidabili. Maggiore precisione nel posizionamento della legatura migliorerà approcci chirurgiche standard per simulare MI nei topi, thus riduzione del numero di animali da laboratorio necessarie per gli studi statisticamente rilevanti e migliorare la nostra comprensione dei meccanismi che producono la disfunzione cardiaca che segue MI. Questo modello murino di MI è utile anche per la sperimentazione preclinica dei trattamenti mirati danno miocardico seguente MI.
Introduction
Modelli animali di infarto del miocardio (MI) sono importanti nella ricerca del complesso fisiopatologia della cardiopatia ischemica 1. Ischemia-riperfusione (I / R) infortunio è una delle principali cause del danno miocardico generato durante MI. Il danno da ischemia iniziale prodotto dalla occlusione della circolazione coronarica può essere minimizzato in pazienti MI dall'uso di angioplastica per ripristinare perfusione in modo tempestivo. Anche se questo intervento ha notevolmente ridotto il numero di morti a causa di infarto miocardico acuto, il ripristino del flusso sanguigno nelle ischemiche risultati dell'area in lesioni di I / R che porta alla morte dei cardiomiociti. Questa perdita di massa miocardica contribuisce alla riduzione della gittata cardiaca e la progressione verso l'insufficienza cardiaca. Pertanto, lo studio dei meccanismi che provocano cardiomiociti morte dalla ferita I / R è un importante linea di indagine nella ricerca cardiovascolare. Chirurgico legatura coronarica è una tecnica sperimentale utile per indurre modelli di MI in vari tipi di animali, including il ratto, cane e maiale. Pubblicazioni in diversi laboratori hanno introdotto vari metodi per la creazione del modello cuore topi di lesioni di I / R 2,3. Al fine di ottenere comprensione di questi meccanismi, dobbiamo avere accesso a modelli animali affidabili in grado di riprodurre diversi aspetti del MI patologia. Lo sviluppo di tali modelli è essenziale anche per testare approcci terapeutici per il trattamento di infarto miocardico e associata lesione di I / R.
La maggior parte delle tecniche chirurgiche attualmente disponibili per simulare MI in animali da esperimento coinvolgono dissezione chirurgica nella cavità toracica per esporre la discendente anteriore sinistra (LAD) che viene poi occluso da una legatura per determinato periodo di tempo per produrre l'evento ischemico. Poi legatura che può essere rimosso per consentire riperfusione dell'area ischemica e generazione di lesioni I / R. Una limitazione importante di questi approcci fatto che la posizione della letteratura sul LAD non è sempre riprodotto senza errori, chepuò portare alla variazione della gravità del MI indotta da questo approccio. La maggior parte delle tecniche disponibili solo descrivono in generale la posizione approssimativa del LAD nella parete anteriore del cuore. Come la ramificazione e la direzione della LAD possono variare in singoli animali la posizione non è sempre fisso e può essere facilmente confuso 4,5, inducono potenziali complicazioni durante l'intervento 6. Le conseguenze di un posizionamento errato del legatura può essere eseguito da variabilità delle dimensioni dell'infarto indotta nel ventricolo sinistro di compromettere completamente la specificità del modello. Presentiamo qui un metodo modificato di infarto I / R e legatura permanente nei topi che consente maggiore precisione di posizionamento della legatura sulla LAD. Applicando approcci specifici per l'incisione iniziale e dissezione interna, così come l'uso di manipolazioni per sollevare gli atri per consentire un migliore apprezzamento del LAD e il sito dove emerge dall'aorta. Stabilire l'posizione sulla LAD e la sua origine offre l'opportunità di legare il LAD in modo riproducibile. Questo modello di infarto I / R e legatura permanente non solo riduce la variazione di dimensioni dell'infarto dopo intervento chirurgico, può anche diminuire l'incidenza di sanguinamento eccessivo durante l'operazione.
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Protocol
Questo protocollo animale è stato approvato da ed è in conformità con le linee guida e regolamenti stabiliti dalla cura degli animali ed uso Comitato Istituzionale (IACUC) presso la Ohio State University. Tutte le politiche sviluppate dal IACUC locale sono in conformità con la sperimentazione animale guida sviluppato da Office of Laboratory Animal Welfare presso il National Institutes of Health.
1. Anestesia e intubazione endotracheale
- Sterilizzare in autoclave tutti gli strumenti e forniture chirurgiche prima dell'uso. Indossare sterili, monouso guanti chirurgici durante tutta la procedura. Mantenere un campo sterile tutta la procedura. L'uso di un telino sterile è suggerita, ma non mostrata nel video per consentire una migliore visualizzazione dei punti di riferimento anatomici sul mouse.
- Posizionare ciascun topo singolarmente in una camera di induzione e fornire anestesia utilizzando 5% isoflurano e ossigeno con una portata di 0,4 L / min fino alla perdita del riflesso di raddrizzamento e poi mantenere the animale con 2% isoflurano in ossigeno al 100% con un flusso di 0,4 L / min attraverso un tubo nosecone collegata all'apparecchio di anestesia finché il tubo tracheale è a posto. La macchina per anestesia isoflurano utilizzato deve essere opportunamente ventilati e dotati di filtri a carbone per ridurre al minimo l'esposizione del chirurgo ai fumi isoflurano durante la procedura. L'ogiva è nota ma non mostrato nel video per consentire la visualizzazione delle manipolazioni intubare il mouse.
- Shave petto dell'animale con un tagliatore di peli in una posizione diversa rispetto alla piattaforma intervento chirurgico per evitare la contaminazione del luogo dell'intervento.
- Posizionare il mouse in posizione supina su piattaforma chirurgica finalizzata alla intubazione. Una semplice piattaforma piccola polistirene espanso può servire come una piattaforma operativa. Coprire la piattaforma con un telo pre-sterilizzato per fornire una superficie sterile. Posizionare una piastra elettrica tra la piattaforma e drappeggio per mantenere la temperatura corporea dei topi in surgicaprocedure l.
- Attaccare una lunghezza di 2-0 sutura di seta di almeno 10 cm alla piattaforma con nastro e quindi avvolgere la sutura intorno incisivi superiori anteriori. Posizionare il cono in prossimità (2-3 cm) al bordo della piattaforma sopra il naso del mouse. Tirare la tesa del mouse e fissarlo alla piattaforma per la coda con un pezzo di nastro adesivo.
- Fissare le gambe ai lati del corpo con fili di nastro. È importante che gli arti anteriori non sono eccessivamente allungati come questo può compromettere la respirazione.
- Preparare i siti chirurgici rasati con Betadine e alcool prima le incisioni del collo e del torace sono fatti.
- Posizionare la piattaforma con la testa del mouse che punta nella direzione dell'operatore. Tagliare un 0,5 centimetri mediana incisione cutanea cervicale. Separare i lobi della tiroide a loro istmo per esporre il muscolo sternohyoideus dove la trachea può essere visto sotto il muscolo.
- Rimuovere l'ago interno di un trequarti 18 gauge modo che possa essere utilizzato come intubtubo zione. La punta dell'ago può servire da supporto e 1 cm di tubo esterno può servire come tubo tracheale.
- Tenere la lingua del mouse con pinze curve in una mano e spostarlo leggermente verso l'alto. Mostra la trachea attraverso l'incisione cutanea cervicale. Utilizzare l'altra mano per inserire delicatamente il tubo di intubazione finché il tubo si vede all'interno della trachea.
- Non appena il tubo è nello tracheale, spostare le pinze curve in altra mano verso il tubo e rapidamente rimuovere l'ago interno. Se il tubo non può essere inserito nella trachea, il tubo deve essere estratta per evitare di produrre problemi respiratori. È importante sottolineare la punta del tubo quando è vicino alla gola per evitare l'inserimento del tubo nell'esofago invece della trachea.
2. Ventilazione e di fissazione
- Fornire ventilazione artificiale con un respiratore animale sfiato 2% isoflurano in ossigeno con una portata di 0,4 L / min. Utilizzare un Y-sha modificatocollegamento PE per collegare il tubo di intubazione con il ventilatore. Il corretto posizionamento del tubo tracheale può essere confermata da giudicare il petto di espansione simmetrica.
- Impostare il volume corrente a 260 microlitri / ictus e ventilazione tasso è di 130 colpi al minuto, che possono essere regolati per il peso corporeo di un mouse particolare se necessario.
- Rimuovere il nastro sulla coda e ruotare il mouse delicatamente per metterlo in decubito laterale destro per il successivo intervento chirurgico. Utilizzare nastro adesivo per fissare la coda e gambe alla piattaforma di nuovo.
- Inserire la sonda rettale per controllare la temperatura corporea e regolare il pad di riscaldamento per mantenere la temperatura intorno ai 37 ° C.
- Fissare la sonda alla piattaforma utilizzando del nastro adesivo. Iniettare bupivacaina per via sottocutanea al sito di incisione per intorpidire la zona prima che l'incisione viene fatta.
3. Thoracotomy
- Fare un'incisione obliqua che è lungo circa 1 cm in un luogo 2 mm dal fiancomargine sternale nella direzione in cui la gamba anteriore sinistra incontra il corpo (circa 1-2 mm sotto dove la gamba e corpo uniscono). La vena superficiale toracica è vicino a questo sito e l'incisione deve essere fatta in modo che l'estremità laterale dell'incisione va fino a, ma non tagliato, la vena.
- Tagliare se il muscolo toracica per esporre sotto le costole. Durante questa fase evitare lesioni accidentali della nave. Se si verifica sanguinamento, utilizzare applicatori di cotone per arrestare qualsiasi sanguinamento prima di procedere alla fase successiva 7.
- Visualizza le costole e gonfiaggio polmonare attraverso la parete sottile e semitrasparente torace. Aprire la cavità toracica usando forbici chirurgiche per fare una incisione 6-8 mm nel terzo spazio intercostale. Questa incisione dovrebbe essere un minimo di 2 mm dal margine sternale dove si trova l'arteria toracica interna. Danni all'arteria produrrà spurgo pesante che è difficile da controllare.
- Inserire i divaricatori torace fatti in casa pre-sterilizzati into l'incisione e delicatamente tirare indietro per aprire l'incisione in modo che sia di circa 8-10 mm di larghezza facendo attenzione ad evitare il polmone. I riavvolgitori devono essere allegati alla piattaforma chirurgica con perni.
- A questo punto il cuore dovrebbe essere visibile, tuttavia, il polmone continua a coprire una porzione del cuore. Sollevare il pericardio delicatamente con pinze curve, tirarlo a parte, e far scorrere il tessuto dietro i divaricatori. Durante questa manipolazione del polmone si alza e lontano dal cuore.
4. Posizionamento LAD
- Individuare la LAD sulla superficie del cuore attraverso un microscopio di dissezione. Il LAD corre lungo il centro della parete cardiaca da vicino all'apice del cuore giù attraverso il ventricolo sinistro. Il LAD appare rosso brillante e verrà pulsa forte. La vena qui viene a volte scambiato per il LAD, ma l'illuminazione adeguata può aiutare a distinguere le due navi. Se l'illuminazione è troppo luminosa può essere difficile apprezzare il coloredifferenze tra i vasi.
- Utilizzare un frammento batuffolo di cotone sterile con un diametro di circa 1-2 mm per preparare il LAD per legatura. Posizionare il cotone tra l'atrio sinistro e ventricolo sinistro, che alzerà l'atrio sinistro e aiutare a smascherare il LAD e chiarire la sua posizione. Se il LAD non puo essere, il frammento può essere fatto scorrere ulteriormente in modo dell'atrio sinistro è sollevato ancora più alto per rivelare l'aorta dove il LAD origine.
5. LAD legatura
- Il posizionamento ideale per la legatura è di circa 2 mm rispetto alla punta del padiglione auricolare sinistro. Il tronco polmonare può essere utilizzato come marcatore per identificare l'atrio sinistro. In alternativa, la posizione di legatura può essere visualizzato come un punto di 1-2 mm dalla ramificazione della circonflessa. Utilizzare pinze curve per applicare delicatamente la pressione in un sito immediatamente sotto il punto di legatura previsto. In questo modo sarà più facile vedere l'arteria e aiuterà anche a tenere il cuore a postoe semplificare legando la legatura. Non applicare una pressione con le pinze per più di 5 secondi alla volta ed evitare la compressione del cuore che potrebbe alterare il pompaggio.
- Utilizzare un ago conico per passare una sutura di seta 6-0 sotto la KOP, osservando con un microscopio da dissezione. Inserire l'ago sotto l'arteria con precisione l'ago entra nella camera ventricolo sinistro se collocato troppo in profondità o danneggiare il LAD se l'ago è troppo superficiale. Se il LAD è infortunato rimuovere l'ago e la sutura LAD per controllare l'emorragia, se l'emorragia non può essere controllato è preferibile eutanasia dell'animale.
- Fare un doppio nodo sciolto con la sutura, lasciando un anello del diametro di 2-3 mm attraverso la quale un lungo pezzo di tubo PE-10 2-3 mm è collocato 8.
- Stringere l'anello intorno all'arteria e il tubo quindi fissare il ciclo legando un nodo scorsoio supplementare, facendo attenzione a non danneggiare la parete del ventricolo. Per la legatura permanente, legare direttamente il LAD con unnodo 9. Confermare l'occlusione di LAD controllando comparsa di un colore più chiaro nella parete anteriore del ventricolo sinistro che deve essere visualizzato entro pochi secondi dopo la legatura.
- Rimuovere il divaricatore e chiudere temporaneamente la ferita pizzicando la pelle insieme con un morsetto bulldog. La lunghezza del tempo che ischemia viene mantenuta dipende dal disegno dell'esperimento, ma è spesso 20, 30, 45 o 60 min. Il mouse rimane sul ventilatore per la durata del l'occlusione dell'arteria LAD.
6. Riperfusione
- Dopo il periodo di ischemia rimuovere la clip bulldog e inserire i divaricatori torace per esporre la legatura. Sciogliere il nodo e rimuovere il tubo PE-10. Conferma riperfusione osservando un ritorno del colore rosa-rosso della parete anteriore del ventricolo sinistro dopo 15-20 sec.
- Lasciare la sutura a posto se 2% di cloruro di trifeniltetrazolo (TTC) e blu colorazione verranno eseguite dopo la riperfusione. Se la colorazione non è necessario, la sutura può be rimosso.
- Il tempo di riperfusione dipenderà dal disegno esperimento, di solito si estende da 1 ora a 24 ore.
7. Petto di chiusura e post-operatoria Cura
- Chiudete la cavità toracica dalla cucitura chiuso l'incisione nello spazio intercostale 3 ° con 4-0 sutura in seta. E 'importante che i polmoni sono chiari della sutura e non diventano intrappolati come il 3 ° e 4 ° costole sono suturati insieme. Mentre legando i nodi di sutura è utile applicare una leggera pressione al petto con porta-aghi per ridurre al minimo l'aria ambiente che potrebbe essere intrappolato nella cavità toracica.
- Chiudere tutti gli strati di muscoli con continui punti di sutura utilizzando 4-0 seta. Utilizzare punti di sutura in nylon per chiudere la pelle con una sutura continua. In alternativa, la pelle può essere chiusa con sutura interrotta.
- Quando sutura è completa cessazione del flusso di isoflurano mentre ossigeno continua a fluire. Una volta che il mouse si sposta i baffi o la coda di esso, spallamentid iniziare a fare tentativi di respirare spontaneamente. Rimuovere il mouse dal ventilatore con il tubo di intubazione ancora conservato nella trachea.
- Osservare attentamente l'animale fino mouse riprende un normale modello di respirazione e poi estubare il mouse. Il tubo deve essere rimosso lentamente per evitare l'aspirazione di secrezioni della cavità orale.
- Confermare il mouse non è in alcun distress respiratorio osservando per un altro 3-5 minuti prima di rimetterla in una gabbia. Se i segni di disidratazione si osservano dopo l'intervento chirurgico, fornire fino a 0,5 ml di soluzione salina sterile per iniezione intraperitoneale.
- Per analgesia post-operatoria, somministrare un analgesico oppioide (buprenorfina, 0,1 mg / kg) per via sottocutanea (SC) prima che l'animale è ambulatoriale e quindi fornire una dose supplementare ogni 4-6 ore per il prossimo 24 hr. Controllare i segni animali di disagio a 12 ore dopo l'intervento chirurgico. Simulazione di infarto miocardico utilizzo della chirurgia sopravvivenza richiede la valutazione del dolore e angoscia dopo il recupero dalla surgery. L'attuale best practice accettata è di fornire analgesia per le prime 24 ore a seguito di una procedura invasiva con ulteriori dosi indicate come garantito a causa della perdita di peso o segni di dolore. Per la legatura permanente, il peso corporeo deve essere monitorato ogni giorno per aiutare a misurare il recupero dell'animale.
- Ibuprofene (Motrin), un farmaco antinfiammatorio non steroideo (FANS) con anti-infiammatori, analgesici e l'attività antipiretica, o altri FANS, può essere fornita acqua potabile dell'animale come una soluzione di 0,2 mg / ml per due giorni prima della chirurgia e fino a 7 giorni dopo l'intervento chirurgico in lungo con la buprenorfina per gestire qualsiasi ulteriore dolore / disagio.
8. Misurazione della Infarto miocardico Size
- Anestetizzare e intubare il mouse alla fine del tempo di riperfusione desiderato. Tagliare la pelle del petto sulla linea mediana al xifoidea. Aprire l'addome e il diaframma sotto la gabbia toracica e da entrambi i lati della linea medioclavicolare. <li> Esporre il cuore e poi ri-legare la LAD nella stessa posizione. Incannulare l'aorta così 10% Phthalo Blu può essere iniettato lentamente direttamente in aorta a macchiare il cuore per delimitazione della zona ischemica dalla zona nonischemic 10.
- Rapidamente asportare il cuore e lavarlo in 30 mM KCl (soluzione di cloruro di potassio) di cessare il battito del cuore e consentire il sezionamento più coerente. Congelare il cuore per almeno 4 ore a -20 ° C e tagliare il cuore a fette da 1 mm utilizzando una matrice cuore dispositivo 11 sezionamento.
- Incubare fette di cuore con il 2% TTC a 37 ° C per 40 min. L'area infartuale è delimitata come zona bianca mentre il tessuto vitale macchie rosso.
- Fissare le fette colorate con il 10% di formaldeide durante la notte, che contribuirà ad aumentare il contrasto tra l'area infartuale e il tessuto normale. Fotografare le fette e calcolare l'area a rischio (AAR), la zona ischemica e l'area infartuata utilizzando il software ImageJ.
Misurare troponina I cardiaca (cTnI) i livelli nel siero di topi ottenendo sangue dalla vena porta e poi isolare siero mediante centrifugazione. I livelli sierici di cTnI sono poi determinate con un quantitativo rapido cTnI dosaggio 12.
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Representative Results
Dopo 24 ore di riperfusione, analisi delle dimensioni dell'infarto e l'area a rischio (AAR), da Phthalo colorante blu e trifenil cloruro di tetrazolio (TTC), legatura del LAD può essere confermata osservando sbiancamento del tessuto miocardico distale alla sutura come pure disfunzione della parete anteriore. Riperfusione può essere verificata dal ritorno di colore rosso per il tessuto miocardico e la dimostrazione di una certa ripresa del movimento della parete anteriore.
Aree INFARTO (bianco) dovrebbero essere distinguibile dalle aree a rischio (rosso) e la zona non a rischio (blu). Applicazione di Phthalo colorante blu (Figura 1A) consente la risoluzione della superficie del cuore in cui occlusione del LAD, mentre il cuore che non sono colorate con colorante blu possono mostrare solo l'area di infarto (Figura 1B). Dimensioni dell'infarto dipendono durata dell'ischemia. È importante sottolineare che, troponina cardiaca I (cTnI) i livelli sono bassi in sham operati animali che hanno subito tuttiprocedure chirurgiche tranne ischemia e riperfusione rispetto agli animali che hanno subito infarto miocardico (Figura 2). Questo indica l'intervento chirurgico farsa non ha prodotto significativi patologia cardiaca, mentre il danno da ischemia / riperfusione era sufficiente a produrre l'elevazione di questo biomarcatore ampiamente utilizzato per MI.
Figura 1:. Quantificazione del grado di infarto dopo l'intervento chirurgico occlusione LAD (A) immagine rappresentativa del tipo di mouse sezioni cuore selvaggio di animali sottoposti a 45 minuti ischemia e 24 ore di riperfusione. Iniezione di colorante blu consente per la valutazione della zona non-ischemica del cuore che non è a rischio di un infarto. (B) Una immagine rappresentativa di un cuore dove blu colorante non viene iniettatoper sottolineare l'area a rischio (AAR), che appare rosso, e l'area infartuale, che appare bianco. Le aree di ciascuna regione sono calcolati come percentuale del ventricolo sinistro totale (LV) zona moltiplicato per il peso totale di quella fetta. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
Figura 2:. Uso di livelli di troponina cardiaca come una misura del grado di infarto cardiaco Un grafico a barre della troponina I cardiaca (CTnl), nei topi sottoposti a 45 minuti di ischemia e riperfusione per 24 ore (I / R) o ambulatorio finto come controllo. Il sangue è stato raccolto dalla vena porta a 24 ore dopo l'intervento di tre animali per ciascun gruppo. I livelli di cTnI sono significativamente elevati inanimali seguenti infortunio I / R (9,195 ± 0,07146) rispetto agli animali di controllo sham (1.195 ± 0,06651). I dati sono presentati come media ± SEM e *** indica p <0,0001 confronto controllo sham e di I / gruppi R da T-test. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
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Discussion
Modelli di ischemia-riperfusione miocardica mouse sono un metodo efficace per la ricerca cardiovascolare per simulare clinico malattia cardiaca acuta o cronica 13,14. È stato applicato sforzo significativo per sviluppare e perfezionare approcci chirurgici che producono eventi ischemici e danni da riperfusione nei cuori di diversi tipi di animali diversi. Mentre ci sono particolari vantaggi per l'utilizzo di diversi sistemi animali, il mouse ha caratteristiche che hanno portato a un vasto interesse a produrre miocardica I / R nel cuore del mouse. Uno dei principali motivi è la trattabilità genetica del sistema mouse. L'ampia selezione di animali geneticamente modificati, e la relativa facilità con cui i nuovi modelli possono essere generati per affrontare questioni specifiche, non hanno corrispondenza in altri sistemi modello animali. Un altro motivo per il crescente impiego di topi negli studi cardiovascolari è la crescente disponibilità di attrezzature chirurgiche e di altri strumenti sperimentali specificialleato progettato per l'uso nei topi. Il costo relativamente basso di modelli murini è anche un importante contributo al loro uso negli studi. La crescente esigenza di rigore negli studi preclinici richiede l'uso di altri animali, che può essere più realistico quando sono necessarie meno risorse per includere il numero appropriato di animali. Mentre l'uso del modello di topo ha diversi vantaggi ci sono svantaggi, soprattutto considerando gli aspetti divergenti di topo e fisiologia cardiovascolare umano. Molti modelli animali più grandi, come il cane e maiale, più strettamente imitare molti aspetti della fisiologia cardiovascolare umano che il mouse. Un altro svantaggio è la dimensione del mouse, manipolazione del cuore più piccolo nel topo richiede una certa abilità chirurgica superiore, in particolare nel localizzare la LAD e riproducibile legatura di produrre una zona infartuata consistente nel ventricolo sinistro. Il metodo qui presentato può fornire un notevole miglioramento in una identificazionend legatura del LAD. I nostri risultati coerenti nella quantità di cTnI rilascio dal cuore (Figura 2) suggeriscono che possiamo riproducibile generare infarto di dimensioni e livello di cardiomiociti morte simile.
Un aspetto fondamentale di interventi chirurgici per indurre sperimentale infarto del miocardio è la chiara identificazione e la legatura del LAD. Nel nostro approccio qui descritto abbiamo migliorato il metodo per identificare e accedere al LAD, consentendo un posizionamento più coerente della legatura sulla nave. Durante l'intervento, ci avvaliamo di un piccolo pezzo di cotone sterile per sollevare l'atrio sinistro e completamente esporre la LAD, che chiarisce la posizione di LAD e facilita la legatura di LAD. Questo un passaggio critico per la tecnica e un punto di differenziazione da altri approcci. L'introduzione di queste modifiche per KOP legatura dovrebbe consentire risultati più riproducibili durante la simulazione di MI in modelli murini. Mentre una migliore precisione nella zonamento della legatura dovrebbe migliorare la coerenza delle dimensioni di infarto generato è comunque importante per misurare la a zona a rischio con perfusione di Phthalo colorante blu. Ciò è particolarmente vero durante l'uso di linee del mouse modificazione genetica dove la manipolazione di espressione genica può provocare cambiamenti nella risposta dei vasi sanguigni del cuore di legatura.
Un altro passo fondamentale durante legatura a conferma che l'ischemia è stato effettivamente generato dalla legatura del LAD. Osservazione di un cambiamento di colore diverso, rapido nella zona di rischio è essenziale per essere certi che le condizioni ischemiche sono stati prodotti nella sezione mirata del miocardio. Il cambiamento di colore del miocardio deve essere visto in pochi secondi se la LAD è effettivamente occluso. Altri passaggi critici nella procedura implicano la durata del periodo ischemico e il tempo concesso per riperfusione prima endpoint sperimentali sono misurati. Come accennato nella protocol, la lunghezza del periodo ischemico può essere variata per produrre diversi gradi di danno ischemico al cuore. Generalmente un periodo di ischemia più si tradurrà in una più ampia morte miociti tutta la zona a rischio. La lunghezza di riperfusione può avere effetti sullo sviluppo della patologia cardiaca, inclusa la comparsa di lesioni fibrotiche nel cuore e la stabilizzazione della gittata cardiaca e cambiamenti elettrofisiologici. Così, la lunghezza specifica di queste fasi sperimentali devono essere adattati per rispondere alle domande specifiche esaminati nello studio. Gli endpoint sperimentali devono essere selezionati anche in base alla lunghezza di ischemia e di riperfusione periodi usati e le questioni specifiche da affrontare nell'esperimento. Vi presentiamo l'utilizzo di TTC colorazione per misurare la dimensione dell'infarto e le misure ELISA dei livelli sierici di cTnI come endpoint per valutare l'entità del danno cardiaco. Questi computer possono essere utilizzati per qualsiasi periodo di riperfusione, tuttavia sono particolarmente useful per periodi di riperfusione più brevi (24 ore) in cui difetti funzionali non hanno ancora stabilizzato. Mentre noi non andiamo nel dettaglio qui sulle misure funzionali di gittata cardiaca, come ecocardiografia Doppler 15 e le misure microsfere di flusso coronarico 16, questi approcci sono utili per capire i cambiamenti nella funzione cardiaca durante gli esperimenti a lungo termine, come ad esempio l'occlusione cronica di KOP.
Mentre l'uso di modelli murini di MI ha grandi vantaggi per lo studio di lesioni I / R nel cuore ci sono ancora limiti di questi approcci. Da grandi incisioni chirurgiche devono essere effettuate nella cavità toracica le interruzioni dei tessuti risultanti e l'infiammazione associati possono influenzare la risposta del cuore agli effetti MI. Questi problemi possono essere parzialmente trasmesse attraverso l'utilizzo di topi di controllo sham chirurgiche, in cui tutte le fasi chirurgiche sono tutti regolati ad eccezione del serraggio della legatura intornoLAD. Un altro problema che è prodotto dalla natura invasiva della chirurgia è la necessità di gestire il dolore e la sofferenza che si verifica durante e dopo la procedura. Approcci di gestione del dolore conformi alle migliori pratiche correnti sono dettagliati in questa procedura e sono necessarie per prevenire le sofferenze degli animali da esperimento. È importante tenere presente che l'utilizzo di diversi tipi di anestetici e analgesici può avere effetti cardioprotettivi dopo la loro applicazione. Così, opportuno applicare questi agenti ai topi di controllo, anche eventuali topi di controllo che non vengono utilizzati per interventi chirurgici fittizie, al fine di evitare eventuali complicazioni all'interpretazione dei risultati sperimentali. Un altro limite di questo approccio è che esso non fornisce una simulazione perfetta di patologia associata MI umano. Spesso i modelli murini utilizzati per tali esperimenti non soffrono di co-morbidità che sono alla base MI negli esseri umani, come la malattia vascolare coronarica, il diabete e l'ipertensione. Talecomplicazioni che non sono presenti nel modello murino potrebbero avere effetti sulle vie in fase di studio in un particolare esperimento e devono pertanto essere considerati quando si interpretano i risultati. In questi casi, l'utilizzo di topi geneticamente modificati che mostrano alcune di queste patologie sottostanti può essere opportuno modello più efficacemente la malattia come sarebbe presente in pazienti umani. In futuro, altri aspetti di tale approccio potrebbero essere modificati per simulare in modo più accurato ulteriori aspetti della patologia MI umana.
Nonostante questi limiti, i metodi qui descritti rappresentano un approccio efficace per produrre lesioni localizzate I / R nel topo che simula molto degli effetti patologici di MI in pazienti umani. La nostra tecnica consente una più facile manipolazione del LAD che può portare a risultati più riproducibili e semplificare l'intervento chirurgico. Tuttavia, padroneggiare questa tecnica richiede ancora notevoli abilità chirurgica che può essere acquisita solo attraverso la pratica della procedura. Prendersi cura sufficiente per lo svolgimento della chirurgia, in particolare in luoghi in cui questo viene notato nel protocollo, permetterà di migliorare il tasso di sopravvivenza degli animali come bene e la riproducibilità dei risultati sperimentali. Una volta che l'approccio chirurgico è padroneggiata, questo protocollo si rivelerà molto utile per gli investigatori studiano l'effetto di MI sulla fisiologia cardiovascolare nonché coloro che desiderano testare l'efficacia di interventi terapeutici in un modello di topo.
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Disclosures
Il dottor Noah Weisleder è un fondatore e Chief Scientific Officer presso TRIM-edicine, Inc.
Acknowledgments
Ricerca riportata in questa pubblicazione è stato sostenuto dal National Institute of Arthritis e muscoloscheletrico e malattie della pelle, parte del National Institutes of Health, sotto Premio Numero R01-AR063084. Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresentano necessariamente il punto di vista ufficiale del National Institutes of Health.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PhysioSuite with RightTemp Homeothermic Warming | Kent Scientific Corp | PS-RT | |
| Light source | Zeiss | KL 1500 LCD | |
| Mouse Heart Slicer Matrix | Zivic Miller | HSMS001-1 | |
| Micro Tray - Base, Lid, & Mat (6.0 x 10 x 0.75) | Fine Science Tools | 6100A | |
| 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride | Sigma Aldrich | T8877 | |
| Buprenorphine (Buprenex Injectable) | Reckitt Benkiser Healthcare | NDC 12496-0757-1 | |
| bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1163-01 | |
| Isoflurane | Abbott | NDC 5260-04-05 | |
| Betadine Soultion | Purdue Pharma | 25655-41-8 | |
| Mouse Cardiac Troponin T(cTnT) ELISA | Kamiya Biomedical Company | KT-58997 | |
| Fine Scissors | Fine Science Tools | 14040-10 | |
| Dumont #5 Forceps | Fine Science Tools | 11251-30 | |
| Dumont #3 Forceps | Fine Science Tools | 11231-30 | |
| Castroviejo Micro Needle Holders | Fine Science Tools | 12060-01 | |
| Slim Elongated Needle Holder | Fine Science Tools | 12005-15 | |
| Round Handled Needle Holders | Fine Science Tools | 12075-12 | |
| Omano Trinocular Stereoscope | Microscope.com | OM99-V6 | |
| SB2 Boom Stand with Universal Arm | Microscope.com | V6 | |
| Tracheal Tube, 0.5 mm, 1/16 in Y | Kent Scientific Corp | RSP05T16 | |
| Anesthesia Systems for Rodents and Small Animals | VetEquip, Inc | 901807 | |
| 4-0 silk taper suture | Sharpoint™ Products | DC-2515N | |
| 6-0 silk taper suture | Sharpoint™ Products | DC-2150N |
References
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