Summary
Un vortice microfluidica piattaforma elettroporazione assistito è stato sviluppato per la consegna sequenziale di più molecole in popolazioni di cellule identiche, con un controllo preciso e indipendente il dosaggio. Formato basato fase di purificazione delle cellule bersaglio precedente elettroporazione del sistema aiutato a migliorare l'efficienza di consegna molecolare e la vitalità cellulare trasformati.
Abstract
Elettroporazione ha ricevuto crescente attenzione negli ultimi anni, perché è una tecnica molto potente per introdurre fisicamente non permeanti sonde molecolari esogeni in cellule. Questo lavoro riporta una piattaforma elettroporazione microfluidica in grado di effettuare la consegna molecola multiplo per cellule di mammifero con un controllo preciso e molecolare-dipendente parametro. La capacità del sistema di isolare le cellule con distribuzione di dimensione uniforme permette per meno variazione di efficienza elettroporazione per data intensità di campo elettrico; quindi una maggiore redditività del campione. Inoltre, la sua funzione di visualizzazione di processo consente di osservazione del processo di assorbimento molecolare fluorescente in tempo reale, che permette rapide regolazioni dei parametri consegna molecolari in situ per il miglioramento dell'efficienza. Per mostrare le vaste funzionalità della piattaforma segnalati, macromolecole con diverse dimensioni e cariche elettriche (ad esempio, Destrano con MW di 3.000 e 70.000 Da) sono staticonsegnato alle cellule del cancro al seno metastatico con elevate efficienze di consegna (> 70%) per tutte le molecole testate. La piattaforma sviluppata ha dimostrato il suo potenziale per l'uso nella espansione dei campi di ricerca in cui on-chip tecniche di elettroporazione può essere utile.
Introduction
Negli ultimi anni, l'uso di impulsi elettrici per facilitare l'erogazione citosolico di molecole extracellulari è diventato un dispositivo interessante per manipolare cellule di mammifero. 1 Questo processo, noto anche come elettroporazione, permeabilizes reversibilmente la membrana cellulare, permettendo membrana intrinsecamente molecole impermeabili per accedere di ambiente intracellulare delle cellule. Perché praticamente qualsiasi molecola può essere introdotto nel citoplasma tramite i pori temporanei creati nella membrana di qualsiasi tipo di celle utilizzando elettroporazione, la tecnica è stata segnalata come più riproducibile, universalmente applicabile, e più efficiente rispetto ad altri metodi, tra cui virus-mediata, chimica e gli approcci ottici. 2-3 Questa tecnica è stata utilizzata per introdurre molecole fluorescenti, 4 farmaci 5 e acidi nucleici 6-7, mantenendo le cellule vitali e intatto. Alla luce di questi vantaggi, l'elettroporazione è stato adottato come un lavoro comunetorio tecnica per la trasfezione del DNA, in vivo terapia genica 8 e studi di vaccinazione cella. E ', tuttavia, ancora difficile per i sistemi di elettroporazione convenzionali per ottenere contemporaneamente l'efficienza pratica e la redditività per i campioni con grande eterogeneità in termini di dimensioni, perché la forza del campo elettrico necessario per l'elettroporazione di successo è strettamente correlata con il diametro della cellula. Inoltre, tali sistemi non consentono un controllo preciso delle somme molecolari multipli consegnato a causa di affidamento sulle bulk processo stocastico consegna molecolare. 9 Al fine di risolvere questi problemi, molti gruppi hanno sviluppato piattaforme di elettroporazione microfluidica, offrendo il vantaggio di tensioni poration inferiori, migliore efficienza di trasfezione, una forte riduzione della mortalità delle cellule, e la capacità di fornire più molecole. 10-13 Tali vantaggi sono stati resi possibili grazie alle piccole orme dei sistemi di elettroporazione microscala il cui elettrodo passolunghezze sono sub-millimetri, drammaticamente diminuendo le tensioni necessarie per la consegna di successo. Inoltre, questi sistemi di elettroporazione microscala possono raggiungere una distribuzione uniforme del campo elettrico e rapidamente dissipare il calore generato, producendo una ridotta mortalità cellulare, migliorando l'efficienza di consegna. L'utilizzo di materiali trasparenti per questi microchip ulteriori permette osservazione in situ del processo di elettroporazione per la modifica dei parametri del prompt. 2,12 Tuttavia, il controllo preciso dosaggio e controllo molecular- e cellulare-dipendenti dei parametri, necessari per la ricerca e le applicazioni terapeutiche, 6 emergenti, 14-16 rimangono ancora irrisolti.
Questo lavoro presenta un sistema di elettroporazione microfluidica vortice assistita, in grado di erogare più molecole sequenzialmente in una popolazione preselezionata identica di cellule bersaglio. Celle con distribuzione granulometrica uniforme sono isolati prima di elettroporazione utilizzando riportato in precedenza SImeccanismo ze-selettivi di cattura. 17-18 Avendo una distribuzione uniforme dimensioni, meno variazione di efficienza elettroporazione e una maggiore redditività per data intensità di campo elettrico sono stati raggiunti. 19 Inoltre, agitando continuamente cellule intrappolate utilizzando vortici microscala permesso per la consegna uniforme di molecole attraverso la intero citosol, in accordo con i risultati riportati in precedenza con un'altra piattaforma elettroporazione vortice-assistita. 20 Per dimostrare che questo sistema sarebbe applicabile a una vasta gamma di molecole comunemente utilizzati in applicazioni biologiche, macromolecole con una vasta gamma di pesi molecolari sono state consegnate a cellule del carcinoma mammario metastatico. Inoltre, con l'aiuto di monitoraggio del processo in tempo reale, questo lavoro fornisce ulteriori prove per mettere fine al lungo dibattito in piedi per quanto riguarda il meccanismo di consegna molecolare durante electrporation, essendo prevalentemente elettroforesi-mediata contro la diffusione mediata. 14 6,14,21-22 10,19 e le applicazioni che richiedono per la comprensione approfondita dei meccanismi di erogazione di elettroporazione molecolari.
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Protocol
1 Cella Preparazione
- Tavola 1 × 10 5 cellule / ml di metastatico linea di cellule di cancro al seno MDA-MB-231 in un volume di 10 ml per tessuti pallone di coltura T75 a Leibovitz L-15 Medium supplementato con 10% (v / v) di siero fetale bovino e 1 % di penicillina-streptomicina.
- Incubare MDA-MB-231 cellule in un incubatore umidificato a 37 ° C con 0% di CO 2 ambiente.
- Celle di raccolta per esperimenti di 2 giorni dopo la semina trattando le cellule con il 0,25% tripsina-EDTA per 2 min e inattivano l'attività enzimatica di tripsina con l'aggiunta di 8 ml di terreno di coltura.
- Cellule pellet di centrifugazione per 5 minuti a 200 × g e risospendere in tampone fosfato di Dulbecco (DPBS, 1x senza Ca 2 + e Mg 2 +) ad una concentrazione finale di 5 × 10 5 cellule / ml.
2. Dispositivo progettazione e fabbricazione
NOTA: La maschera, invenzioni stampo master e ilprocesso di inclusione a microcanali devono essere condotte all'interno di una stanza pulita mentre il polidimetilsilossano (PDMS) processo di fusione a microcanali può essere eseguito su un normale banco di laboratorio.
- Progettare un dispositivo di microfluidica, come illustrato nella figura 1 con AutoCAD. Il dispositivo deve essere composto da un ingresso con porte multiple di iniezione, filtri grossolani e due inerziali concentrandosi canali rettangolari parallele (L = 7 mm, L = 40 micron, e H = 70 micron). Canale rettilineo individuale si compone di 5 camere di elettroporazione, che sono posti a 800 micron a parte (W C = 400 micron), con due fori per il tramite elettrodi di alluminio. Due camere elettroporazione trasversalmente adiacenti condividono il foro per l'elettrodo negativo. Due canali semplici si fondono in una presa a valle della regione elettroporazione.
- Convertire il file CAD con micro-modelli in un file GDSII utilizzando LinkCAD. Scrivere le micro-pattern su un 5 "x 5" fotomaschera vuotoutilizzando uno scrittore maschera laser. Sviluppare la maschera seguendo il protocollo del produttore. NOTA: Il processo di sviluppo di fotoresist maschera comprende sviluppo, cromo incisione e resistere rimozione. In alternativa, micro-disegni stampati su una elevata trasparenza risoluzione (> 20.000 dpi) può essere acquistato da un produttore di terze parti e utilizzato come fotomaschera. Caratteristiche microscala finale su una fotomaschera devono essere trasparenti per abbinare la polarità di un photoresist negativo.
- Realizzare lo stampo colata del disegno dispositivo utilizzando tecniche di litografia soffice standard di 23 con un cappotto photoresist negativo filata su un wafer di silicio da 4 pollici a 2.000 giri per avere lo spessore finale di 70 micron.
- Precottura il wafer con photoresist negativo per 20 min a 95 ° C.
- Contatta l'maschera con la cialda ed esporre ad una sorgente UV (17,4 mJ / cm 2) per 80 secondi usando un allineatore maschera.
- Sviluppare il wafer esposto per 4 min in uno sviluppatore SU-8.
- Misurare ilspessore fotoresist sviluppato utilizzando un profilometro di superficie.
- Rigorosamente mescolare un rapporto 10: 1 di elastomero di agente (kit elastomero di silicone) curare e versare il composto nello stampo di fusione per generare repliche PDMS. Degasare il elastomero casting per 30 min e curare lo stampo di colata con elastomero degasata in stufa a 70 ° C per 2 ore.
- Sfalda curato replica PDMS con modelli a microcanali dallo stampo e punzonatura fori per insenature, outlet e elettrodi inserimenti utilizzando una morsa pin. NOTA: Il normale diametro tagliente della morsa perno dovrebbe essere 0,76 millimetri, sufficiente per ben tenendo tubo PEEK (OD di 1/32 ") ed elettrodi di alluminio (OD di 0,029") al posto.
- Creare canali microfluidici racchiuso da incollaggio PDMS repliche di un vetrino trattato in un pulitore di ossigeno-plasma per 7 secondi ad una frequenza radio di potenza e pressione parziale di ossigeno di 75 W e 500 mTorr rispettivamente.
3. Esperimenti di flusso
- Inseriscielettrodi di alluminio (0.029 "OD) e di un tubo di uscita PEEK (1/32" OD) in luoghi designati attraverso fori nei microcanali (vedi Figura 3B).
- Collegare l'apparecchiatura elettrica 18 responsabili per la generazione di alta tensione impulsi di breve onda quadra agli elettrodi di alluminio (vedi Figura 3C) che sono a contatto con soluzioni che scorre nello stampo PDMS. NOTA: L'apparecchiatura deve essere costituito da un generatore di impulsi e di un amplificatore ad alta tensione in-casa costruita 18.
- Preparare quattro 50 ml provette contenenti singolarmente DPBS, soluzioni con le cellule e biomolecole, e collegare ogni tubo al suo rispettivo titolare flaconcino collegato al sistema di controllo di flusso pneumatico (Figura 3A). 18
- Collegare il tubo PEEK ingresso dai titolari delle fiale nei rispettivi fori di ingresso del dispositivo di microfluidica.
- Impostare l'ampiezza di impulsi ad onda quadra, V a 100 V per avere la fie elettricoforza ld, E = V / L e, attraverso la camera di elettroporazione essere equivalente a 0,7 kV / cm. NOTA: Qui, L e è la distanza tra due punti in cui gli elettrodi positivi e negativi sono in contatto con la soluzione scorrevole (vedi Figura 1).
- Impostare il regolatore di pressione a 40 psi. NOTA:. Una singola fonte di azoto regolabile manualmente viene utilizzata per pressurizzare in modo uniforme tutti i vial di campioni e di un collettore ad alta velocità è utilizzata per attivare tempestivamente porte di soluzioni individuali utilizzando il software LabVIEW custom-built 18
- Per il controllo della valvola, aprire il software LabVIEW custom-built marcato Valve Runner, e fare clic su Esegui dal menu a discesa dal titolo operano.
- Attivare le valvole facendo clic su ciascuna icona valvola corrispondente. NOTA: L'icona valvola dovrebbe diventare verde quando viene attivata. Facendo clic sull'icona attiva si disattiva e chiudere la valvola. L'icona valvola chiusa dovrebbe diventare grigio.
- Aprire la valvola per il serbatoio DPBS (cioè., soluzione di lavaggio) per innescare la velocità di flusso necessario per la generazione di vortice cella-trapping stabile per 1,5 min.
- Passare il porto soluzione attiva dalla soluzione di lavaggio alla soluzione cella per intrappolare le cellule nella camera di elettroporazione per 30 sec (cioè, la fase cellula-trapping).
- Flusso entrambe le soluzioni di lavaggio e di cella attraverso il dispositivo contemporaneamente per 10 secondi prima della fase cellula-trapping per garantire flusso undisrupted durante la fase di soluzione di commutazione. NOTA: Questa breve fase di co-flusso dovrebbe essere ripetuto ad ogni passo-soluzione di commutazione.
- Accendere il porto di lavaggio e lavare il dispositivo per 20 secondi al fine di rimuovere le cellule contaminanti non intrappolati.
- Iniettare la soluzione contenente la prima molecola di interesse (0,2 mg / ml di 3.000 Da molecole di destrano neutro e anionico o 1,5 mg / ml di 70.000 Da molecola destrano neutro) nel dispositivo.
- Applicare cinque impulsi brevi (Dt = 30 msec, con intervalli di 2 sec) subito dopo l'iniezione delsoluzione molecolare e monitorare l'entità e la durata degli impulsi elettrici applicati in tempo reale con un oscilloscopio.
- Ripetere passo 3.10 tante volte quanto il numero di molecole aggiuntive da consegnare. Per ogni consegna molecolare, incubare le cellule per 100 s nella soluzione molecolare poi sciacquare il dispositivo con la soluzione di lavaggio per 100 s per rimuovere le molecole in eccesso.
- Rilasciare le cellule in una piastra a 96 pozzetti per l'analisi a valle abbassando la pressione di esercizio inferiore a 5 psi. NOTA: Circa 100 ml di soluzione con 100 cellule sono raccolti da ogni release.
- Eseguire sperimentale passi 3.9 tramite 3.16 tre volte a raccogliere abbastanza cellule per citometria a flusso.
- Centrifugare la piastra a 96 pozzetti contenenti cellule lavorati per 5 min a 228 × g.
- Rimuovere il surnatante che contiene molecole fluorescenti in eccesso.
- Risospendere le cellule in DPBS per citometria a flusso.
- Le celle di carico nel citometro a flusso per u molecolareptake analisi di efficienza.
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Representative Results
Il elettroporatore microfluidica parallelo sviluppato consegnato macromolecole con dimensioni diverse e cariche elettriche nelle cellule viventi con carcinoma mammario metastatico. Consegna molecolare di successo è stato qualitativamente determinata monitorando i cambiamenti di intensità di fluorescenza delle cellule orbitanti elettroporate in situ e confermato da misurazioni quantitative mediante citometria a flusso. Figura 4A mostra che il 90% delle cellule trattate uptake 70.000 Da destrano neutro. Per l'analisi statistica, una soglia di intensità per ciascun fluoroforo è stato elaborato in modo che la maggior parte (> 99%) di cellule viventi non trasformate viene contato sotto della soglia (vedi Figura 4 (c)). L'efficienza è definita come il rapporto tra il numero di cellule prendendo successo le molecole di interesse per il numero totale di cellule trasformate. Figura 4B illustra che l'efficienza non sostanzialmente variano a seconda molecolarepeso o elettrici oneri (P> 0,1). Tutte le molecole di destrano testati sono stati consegnati nel citosol con efficienza superiore al 70%. Inoltre, la figura 4D mostra che la consegna molecolare sequenziale è stata eseguita con successo con un doppio efficienza consegna molecola del 56% utilizzando il anionici e destrani neutri con peso molecolare identica (MW = 3.000 Da). L'attuale sistema in grado di elaborare le celle con 10 volte più alta velocità e multi-molecola efficienza di consegna rispetto al sistema precedentemente riportato 18 e questo miglioramento non riguarda la consegna singola molecola (82% e 70% per anionici e neutrale destrano, rispettivamente).
Figura 1 (A) Una schematica del sistema di elettroporazione microfluidica, comprensivi di ingressi per celle (indicato come C), molecole (indicati con M1 e M2) e un filo soluzione (indicata come F), due canali rettilinei dove si verifica inerziale concentrandosi, 10 camere di elettroporazione con elettrodi e una presa di corrente. (B) Soluzione scambio di dimostrazione in entrata con una soluzione 1μM FITC e una soluzione di lavaggio (DPBS) indica che la soluzione attiva può essere iniettato in modo uniforme a tutte le matrici delle camere a valle. Contrasto dell'immagine è migliorata regolando look-up table (LUT). Barre di scala sono 250 micron. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2 Una fotografia dell'elettrodo 15 pin utilizzata per applicazioni di breve impulso ad alta tensione, costituito da 10 positivo (+) e cinque elettrodi negativi (-). Ciascun elettrodo positivo è distanziato 2 millimetri a parte un elettrodo negativo, e l'indirizzoach elettrodo della stessa polarità è distanziato 1,35 millimetri a parte. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3 Schema dell'apparato sperimentale, costituito da: (A) l'unità di fluido di comando, (B) il elettroporatore microfluidica, e (C) il materiale elettrico. (A) fiale contenenti soluzioni con le molecole, cellule e tampone pulito sono sotto pressione individualmente su richiesta utilizzando il sistema di flusso pneumatico LabView controllato. La soluzione dal flacone pressurizzato viene iniettato nel elettroporatore microfluidica tramite la tubazione PEEK con una valvola di controllo installata. (B) e (C) I segnali elettrici vengono inviati agli elettrodi 15 pin a contatto con la fsoluzione muggito nel sistema microfluidica durante la fase di elettroporazione. Gli impulsi elettrici con la durata programmata vengono generati utilizzando il generatore di impulsi e l'ampiezza dell'impulso elettrico viene amplificato a 100 V dall'alta amplificatore di tensione. Tutti i parametri elettrici applicati sono monitorati in tempo reale con un oscilloscopio. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 4 rappresentativa citometria di flusso di dati. (A) segnali fluorescenti di MDA-MB-231 cellule, che ha avuto successo la molecola 70.000 Da destrano anionico, rispetto a quella della controparte controllo. (B) Le efficienze per ogni molecola destrano trasferito non presentano significative molecolare dipendentevariazione (p> 0,1). (C) Flusso Rappresentante citometria profili per le cellule, che non sono stati trattati con elettroporazione (controllo). La soglia fluorescente che indica la consegna molecolare successo è impostato dai dati in modo che i segnali provenienti da campioni di controllo si trovano al di sotto della soglia. (D) Flusso Rappresentante citometria di dati per le celle in sequenza elettroporate. Scatole verdi, rossi e gialli in citometria a flusso immagini di scena e striscia fluorescente sulla destra rappresentano segnali fluorescenti da cellule uptaking 3000 Da destrano soli neutro, destrano-solo e anionici entrambe le molecole di destrano, rispettivamente. Barra di scala è di 100 m. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Con la nuova piattaforma elettroporazione parallelizzati, aumento di 10 volte in velocità e l'efficienza della consegna multi-molecola è stata ottenuta in aggiunta a tutti i meriti che il sistema monocamerale precedentemente sviluppato fornisce. Meriti 18 Precedentemente disponibili includono (i) pre-purificazione della colpire le cellule con distribuzione uniforme di formato per la valorizzazione vitalità, (ii) un controllo preciso e individuale dosaggio molecolare, e (iii) a bassa corrente elettrica operativa. Fluorescente destrani etichettati sono stati scelti come molecole di interesse, perché sono facilmente disponibili in una vasta gamma di pesi molecolari, tipologie fluoroforo coniugati, e cariche elettriche. Questi macro-molecole sono buoni candidati per un tale studio poiché sono intrinsecamente membrana impermeabile per le cellule viventi e non presentano citotossicità. 24 concentrazione ottimale di destrano fluorescente, tempo di incubazione, e parametri elettrici sono stati identificati per il sistema attuale prima to gli esperimenti di elettroporazione. Il processo di ottimizzazione è stato piuttosto semplice ed efficiente grazie alla capacità della piattaforma per monitorare il processo di assorbimento molecolare in tempo reale. La visualizzazione di questo processo è molto utile se una molecola o cella di tipo con poco-a-nessuna conoscenza dei parametri di elettroporazione è in fase di test. Il tempo di incubazione per tutte le molecole testate è stato impostato per essere 100 s con cui le cellule intrappolate in tutte le 10 camere presentano segnali di intensità fluorescenti rilevabili in tempo reale, che indica il completamento della consegna molecolare successo. Si noti che questa non è la durata minima di incubazione richiesto per la consegna molecolare.
C'è stato un dibattito di lunga data per quanto riguarda il processo di consegna molecolare mediante elettroporazione, se è esclusivamente mediato per diffusione 4,19,25 o mediante elettroforesi. 26 Identificazione del meccanismo dominante di consegna molecolare comporta una serie di laboriose singoli test, confrontando tegli esiti in base alle dimensioni molecolari, cariche elettriche e parametri di elettroporazione. Per quanto a conoscenza degli autori, questi processi di ottimizzazione laboriosi non sono stati riportati con i sistemi di elettroporazione convenzionali. 4,26-28 semplice capacità di ottimizzazione dei parametri del sistema sviluppato ha permesso di identificare il meccanismo dominante consegna molecolare, esaminando da variazioni in termini di efficienza elettroporazione a seconda dei parametri molecolari ed elettrici. I risultati hanno mostrato che l'efficienza di tensioattivi anionici 3000 Da destrano non era significativamente diverso da quello della sua controparte neutra (83 e 75%, rispettivamente), suggerendo che l'assorbimento molecolare osservata era probabilmente mediato per diffusione. A differenza di altri sistemi di elettroporazione, le cellule trasformate sono state continuamente agitati durante il processo di elettroporazione in questo sistema. Graduale aumento dei segnali fluorescenti di cellule orbitanti stato osservato, suggerendo che la diffusione sarebbe la dominant meccanismo di distribuzione. Assorbimento molecolare ad alta efficienza (90%) dei neutri 70.000 molecole di destrano Da implica inoltre che anche ad alti pesi molecolari del processo di erogazione si verifica come risultato della diffusione. Infine, il successo di consegna sequenziale di 3.000 Da molecole di destrano anionici e neutri solidifica l'affermazione che la consegna molecolare si verifica nonostante la carica molecole. Questo risultato suggerisce anche che la membrana nuova chiusura non è completata entro 3 min di elettroporazione (100 sec per consegna molecolare).
La piattaforma di distribuzione molecolare presentati in sequenza può fornire ampie gamme di dimensioni molecolari, indipendentemente dalla loro cariche elettriche. Tempestiva messa a punto e la modifica dei singoli parametri si possono ottenere con poco sforzo aiutato dalla capacità di monitoraggio di processo in tempo reale. Processo di purificazione cell-based dimensioni del sistema elimina la necessità di preparazione del campione laboriosa e richiede molto tempo centrifugazione pre-e post-elettroporazionepassaggi. Inoltre, bassa corrente operativa del sistema riduce notevolmente la mortalità delle cellule.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Questo lavoro è supportato dal programma Rowland Junior Fellow. Gli autori desiderano esprimere gratitudine ai ricercatori e al personale presso l'Istituto Rowland ad Harvard: Chris Stokes per il suo aiuto nello sviluppo della, configurazione controllo della pressione custom-built computer-assistita, Diane Schaak, Ph.D. per il suo ingresso per la manipolazione dei campioni biologici, Winfield Hill per sviluppare l'installazione elettrica, Alavaro Sanchez, Ph.D. per concedere l'accesso al citofluorimetro, Scott Bevis, Kenny Spencer e Don Rogers per la lavorazione di componenti idraulici meccanici necessari per l'installazione di pressione. Maestri microfluidica sono stati realizzati presso il Centro per Nanoscale Systems (CNS) presso la Harvard University.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| MDA-MB-231 cancer cell line | American Type Culture Collection (ATCC) | HTB-26 | |
| Leibovitz’s L-15 Medium | Cellgro, Mediatech, Inc. | 10-045-CV | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Gibco, Life Technologies | 16000-044 | |
| Penicillin-streptomycin | Sigma-Aldrich | P4333 | |
| Dulbecco's phosphate buffered saline (DPBS) | Cellgro, Mediatech, Inc. | 21-030 | |
| Trypsin | Gibco, Life Technologies | 25200-056 | |
| Flow Cytometer easyCyte HT | Millipore | 0500-4008 | |
| Oxygen Plasma Cleaner | Technics Micro-RIE | ||
| Dektak 6M surface profiler | Veeco | ||
| KMPR 1050 | Microchem | ||
| SYLGARD 184 SILICONE ELASTOMER KIT | Dow Corning | ||
| Compressed Nitrogen gas | Airgas | NI 300 | |
| High Pressure Regulator | McMaster-Carr | 6162K22 | |
| Downstream regulator | McMaster-Carr | 4000K563 | |
| High-speed 3/2way-8 valve manifold | Festo | ||
| Inline Check Valve | Idex Health and Science | CV3320 | |
| 5/32" OD x 3/32" ID Polyurethan tubes | Pneumadyne | PU-156F-0 | |
| 1/4" OD X 0.17" ID Polyurethan tubes | Pneumadyne | PU-250PB-4 | |
| 1/16" PEEK tubings | Festo | P1533 | |
| 1/32" PEEK tubings | Idex Health and Science | P1569 | |
| PEEK tubing unions | Idex Health and Science | P881 | |
| Pulse Generator | HP | 8110A | |
| Aluminum Wire | Bob Martin Company | 6061 ALUM | |
| Oscilloscope | Agilent | DSO3062A | |
| 50 ml centrifuge tubes | VWR | 21008-178 | |
| 15 ml centrifuge tube | VWR | 21008-216 | |
| T75 culture flask | VWR | 82050-862 | |
| Dextran, Tetramethylrhodamine, 3,000 MW, Anionic | Gibco, Life Technologies | D3307 | |
| Dextran, Tetramethylrhodamine, 70,000 MW, Neutral | Gibco, Life Technologies | D1819 | |
| Dextran, Texas Red, 3,000 MW, Neutral | Gibco, Life Technologies | D3329 |
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