Summary
Vi presenterer en diskret dråpe prøve innføring system for induktivt koplet plasma massespektrometri (ICPMS). Den er basert på en billig og disponibel mikrofluid chip som genererer svært monodisperse dråper i et størrelsesområde på 40-60 um ved frekvenser fra 90 til 7000 Hz.
Abstract
Denne protokollen beskriver fremstillingen og bruken av en engangs lav kostnad mikrofluid chip som prøve innføring system for induktivt koblet plasma massespektrometri (ICPMS). Brikken produserer monodisperse vandige prøvedråper i perfluorheksan (PFH). Størrelse og frekvens av de vandige dråper kan varieres i området fra 40 til 60 um og fra 90 til 7000 Hz, respektivt. Dråpene sprøytes ut fra brikken med en andre strøm av PFH og forbli intakt under utstøtningen. Et spesialtilpasset desolvation system fjerner PFH og transporterer dråpene inn i ICPMS. Her kan meget stabile signaler med en smal intensitetsfordeling måles, som viser monodispersitet av dråpene. Vi viser at innføringen systemet kan brukes til å kvantitativt bestemme jern i enkle bovine røde blodlegemer. I fremtiden kan egenskapene til innføringen enhet enkelt utvides ved integrering av flere microfluidic moduler.
Introduction
Elementanalyse av væskeprøver ved induktivt koblet plasma-massespektrometri (ICPMS) blir vanligvis utført ved anvendelse av forstøvere i kombinasjon med spraykammer som innføring systemet 1. I denne prøven innføring systemet prøven sprøytes med en forstøver for å generere en polydispers aerosol. En nedstrøms sprøytekammeret blir brukt til å filtrere ut store dråper. Denne fremgangsmåte er forbundet med høy prøve forbruk (> 0,3 ml min-1) 2 og en ufullstendig prøvetransport. Dermed blir det upraktisk for applikasjoner der bare mikroliter prøvevolumer er tilgjengelige, som i biologiske, retts, toksikologiske og kliniske studier 3. Å redusere prøven forbruk, ble nebulizers med mindre dysedimensjonene utviklet tre. Imidlertid øker størrelsen reduseres dyse risikoen for tilstopping når prøver av ufordøyde biologiske væsker eller konsentrerte saltløsninger må analyseres 3.
et al. 4. Forfatterne injiseres en væske inn ICPMS i form av monodisperse diskrete mikrodråper, som ble produsert av en piezo-elektrisk drevet mikropumpe. Selv om dette svært systemet ikke fant bredt program, det innledet den videre utviklingen av konseptet med diskrete dråpe innføring i ICPMS. I dag er piezo-elektrisk drevet dispenseringssystemer, som kan generere små dråper i størrelse på 30, 50, 70 og 100 um, og ved frekvenser på 100-2,000 Hz, kan kjøpes. Dråpene kan bli transportert inn ICPMS med nær 100% effektivitet fem. Disse mikrodråpe dispensere er anvendt for kvantitativ måling av enkeltnanopartikler 5,6 samt karakterisere individuelle biologiske celler 7. Et lignende system basert på termisk blekkskriverteknologi 8 ble testet for analyse av biologiske prøver ni. Selv om tilgjenglable enkeltdråpe innføring systemer er svært effektive, kan bli brukt for små prøvevolumer, og er lovende for analyse av nanopartikler og celler, de har flere begrensninger. For en fast dyse størrelse, kan dråpestørrelsen varieres bare litt (med mindre egendefinerte innstillinger brukes 10). Endringer av de fysiske egenskapene til væsken (pH, saltinnholdet) kan endre dråpe egenskaper (størrelse, injeksjonshastighet). Også disse enhetene er ganske dyrt, utsatt for tilstopping og er vanskelige å rengjøre.
En annen fremgangsmåte for å generere små dråper som er kjent på området dråpe MicroFluidics 11. I de senere årene dråpe MicroFluidics har fått interesse for (bio) kjemiske reaksjoner 12-15 og for encellete studier 16,17. I tillegg ble denne teknikken brukt for å innføre prøver i elektrosprayionisering massespektrometri 18,19 og for å forberede prøver i matrise-assistert laserdesorpsjon / ionization massespektrometri 20,21.
Nylig innførte vi et mikrofluid basert system for prøve innføring i ICPMS 22. Den viktig del av vår introduksjon system er væsken assistert dråpe utstøting (LADE) chip. Denne brikken består helt av poly (dimetylsiloksan) (PDMS). I den første kanal krysset strømme fokusering blir brukt til å generere monodisperse dråper av en vandig prøveoppløsning (figur 1). For dette formål er det svært flyktig (kokepunkt 58-60 ° C 23) og ikke-blandbart bærerfase perfluorheksan (PFH) benyttes (figur 1). Disse PFH egenskaper muliggjøre en stabil dråpedannelse og rask fjerning av bærerfasen. Endringer i egenskapene til prøvevæsken påvirkning denne generasjonen metoden mindre, sammenlignet med andre dråpegeneratorer. Dråpestørrelsen kan reguleres over et vidt område ved å endre strømningshastigheten av den vandige fase og den PFH. I en nedstrøms sekuny-krysset blir mer PFH lagt til øke flyten hastigheten til minst 1 m sek -1. På denne hastigheten væsken kan bli kastet ut fra brikken i stabil og rett jet (figur 1) uten dråpe ødeleggelse (figur 1 innfelt). Denne dobbel-kryss design gjør kontrollere jet stabilitet uavhengig av dråpe generasjon. Dråpene er fraktet til ICPMS med en tilpasset transportsystem. Dette systemet omfatter et fallende rør, og en membran desolvator å fjerne PFH. De tørkede rester av de vandige dråpene blir deretter ioniseres i plasma av ICPMS og et masse detektor måler ionene. Den fremre delen av brikken er tønneformet for å sikre en tett forbindelse med dråpe transportsystemet. Utstøting av den vandige prøven som dråper i PFH er fordelaktig, fordi kontakt med dysen unngås. Dette reduserer vesentlig risikoen for tilstopping av dyser, som kan være et problem når man arbeider med cellesuspensjoner eller concentrated saltoppløsninger. Lade chips, fabrikkert av PDMS myk litografi, er billige (materielle kostnader ca $ 2 per chip), disponibel og enkel å modifisere. I kombinasjon med fabrikasjonen som krever bare en liten mengde av manuelt arbeid hvert eksperiment kan utføres med et nytt chip. Derfor er en arbeidskrevende rengjøring ikke er nødvendig og kryss-smitte er minimert.
Her er fabrikasjonen av LADE chip ved myklitografi og dens anvendelse for ICPMS beskrevet. Eksempler på målinger med en vandig oppløsning, og en cellesuspensjon er presentert.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. SU-8 Master Fabrication (figur 2)
MERK: Utfør fabrikasjonen av SU-åtte mester muggsopp i et rent rom for å forhindre feil forårsaket av støvpartikler. To skiver er nødvendig for fabrikasjon, en wafer med microfluidic funksjoner og en uten.
- Forberede master formene for microfluidic chip. Først påføre et klebesjikt på silikonplaten.
- Dehydrere en silikonplate i 10 minutter ved 200 ° C. Avkjøl wafer ned til RT og laste det videre til en spin coater og spinn strøk det med SU-8 2002 med følgende protokoll.
- Dispensere ca 3 ml motstå på wafer.
- Spinn skiven ved 500 opm i 10 sek for å spre motstå over hele skiven.
- Spinn wafer ved 2000 opm i 30 sekunder for å oppnå en motstand høyde på ca 2 um.
- Fjern overskudd motstå fra kanten av skiven med et aceton fuktet bomullspinne, for å hindrestikker av skiven til den varme platen i det neste trinn. Bake skiven i 60 sek ved 95 ° C på en varm plate.
- Utsette hele wafer med ultrafiolett lys (80 mJ / cm 2 ved 365 nm). Post-bake kjeks for 120 sek til 95 ° C.
- Avkjøle skiven ned og straks spinne belegge skiven igjen ved hjelp av følgende protokoll for SU-8 2050:
- Spinn skiven ved 100 opm i 20 sek (dispensere ca. 3 ml SU-8 motstå under dette trinnet).
- Spinn skiven ved 500 opm i 10 sek for å spre motstå over hele skiven.
- Spinn wafer ved 3250 rpm i 30 sekunder resulterte i en motstå tykkelse på omtrent 40 um.
- Igjen, fjerne overflødig motstå fra kanten av skiven med et aceton fuktet bomullspinne og myk bake skiven på en varm plate til 180 sekunder ved 65 ° C og etter 360 sekunder ved 95 ° C.
- Forbered fotosjablonmønsteret av sticking det til et soda-kalkglass. Se figur 3 for masken utforming. Bruke en maske aligner å eksponere resisten med ultrafiolett lys (160 mJ / cm 2, målt ved 365 nm) gjennom den klargjorte maske. Bake den eksponerte skive på nytt på en varmeplate i 60 sek ved 65 ° C og etter 360 sekunder ved 95 ° C.
- Etter avkjøling av skiven til RT, dyppe det i en glasspetriskål fylt med utvikleren i 5 minutter for å utvikle motstå. Beveg lett på petriskål for å fjerne ueksponert SU-8. Skyll wafer med isopropanol og blåse den tørr med et nitrogen pistol.
- Undersøke skiven under et mikroskop. I tilfelle uutviklet motstå rester på de egenskaper, utvikle skiven igjen i noen få minutter, som beskrevet i trinn 1.7.
- Fjerne eventuelt resterende oppløsningsmiddel ved baking av kjeksene i 2 timer ved 200 ° C. Sjekk høyden av funksjonene med et skritt profiler. I tilfelle den målte høyde er forskjellig fra den ønskede høyde begynne med dette protocol igjen og tilpasse sentrifugehastigheten i trinn 1.1.4.
- For å hindre klebing av PDMS til skiven silanize det ved å plassere den i eksikator sammen med 50 ul av 1H, 1H, 2H, 2H -perfluorodecyltrichlorosilane i en liten porselensskål. Redusere trykket i eksikator til 100 mbar og inkuber skiven i 12 timer.
- For de blanke deler PDMS silanize en silisiumskive under anvendelse av metoden ifølge trinn 1.10. For å spare tid silanize begge skiver på samme tid i en enkelt eksikator.
2. LADE Chip Fabrication
MERK: LADE chip er laget av to PDMS stykker som er bundet sammen av liming 24. Den første delen inneholder microfluidic funksjoner. Den andre delen er flat og brukes til å forsegle kanalene. Bundet sammen, danner de runde formen er nødvendig for å kommunisere med chip dråpe transportsystemet. Her fabrikasjon avde to deler og deres binding er beskrevet. Alle prosesstrinn er vist i figur 4.
- Forbered 44 g av PDMS ved å blande 40 g av forpolymeren med 4 g av PDMS herdemiddel (dette vil resultere i opp til seks spon). Avgasse PDMS i en eksikator inntil den er fri boble (dette tar omtrent 20 min).
- Replica støping av strukturerte halvdeler.
- Plasser casting skjemaet på toppen av wafer og klikk den på plass ved hjelp av de veiledende strukturer rundt design (se figur 5). Hopp snapping på plass for den flate PDMS halvere.
- Hell ca. 3 til 4 g av PDMS avgasset i støpe form og plassere den i 6 minutter på en varm plate ved 150 ° C. Kjøle ned de kurert PDMS i støpe form og løft støping skjema wafer med en slikkepott.
- For å hindre enhver forurensning av de microfluidic kanaler dekker den siden av brikken som tidligere var i kontakt with wafer med tape. Kutte tapen forsiktig langs kanten av PDMS del for å fjerne overflødig PDMS.
- Å dikte de flate PDMS halvdeler gjenta ovennevnte trinn 2.2.1 til 2.2.3 med blank silanert wafer.
- Skrelle av båndet og punch væsketilkoblings hull i de strukturerte halvdelene med en biopsi puncher. Beskytt strukturer med tape under lagring.
- Binde PDMS delene sammen ved liming hjelp av PDMS herder 24.
- Ta en ubehandlet silisium wafer og spinne strøk den med PDMS herder for 30 sek ved 6000 rpm. Ta skiven ut av sentrifuge coater.
- Fjern tapen fra de strukturerte halvdeler og legg dem med de strukturene som vender nedover på wafer. Trykk forsiktig på toppen av PDMS for å fjerne luftbobler.
- Fjern tapen fra de tomme PDMS halvdeler. Ta en strukturert halvere fra wafer og manuelt justere den på toppen av den flate PDMS halvere. Klem forsiktig pådel sammen for å fjerne luftbobler og la den monterte chip herding i 24 timer ved RT. Ikke presse delene sammen med kraft, da dette kan føre til at kanaler for å kollapse.
- Skjær tuppen av brikken langs indikatorlinjen vinkelrett på dysen kanal med en kniv for å åpne utløpsmunnstykket. Bruk en justeringsanordning for å sikre rett snitt, noe som er nødvendig for en rett flytende utstøting. Inspisere chip under et mikroskop for defekter i microfluidic kanaler og støvpartikler. Sett en tape over inntakshullene for å beskytte chips under lagring.
- Koble en Woulff flaske med slange til en tørr nitrogen kilde og til alle sundene på LADE chip. Innskudd 50 ul 1H, 1H, 2H, 2H -perfluorodecyltrichlorosilane ved bunnen av Woulff flasken og lukker den.
- Silanize de microfluidic kanaler ved å spyle alle kanaler etter 20 min med nitrogenstrømmen bærer en H, 1 H H, 2-H -perfluorodecyltrichlorosilane ved en strømningshastighet på ca. 1 ml / sek. Brikkene er klar for eksperimenter og kan lagres i minst flere uker ved RT.
3. Forberedelser til måling / Droplet Transport System
MERK: Bygg hele dråpe transportsystemet på toppen av en optisk tabell, siden det er nødvendig å bygge en stabil støttestruktur for oppsettet. En ordning av hele dråpe transportsystemet er vist på figur 6.
- Installere en spesial virvlende poly (metylmetakrylat) (PMMA) adapter med en 50 cm festet rustfritt stål rør vertikalt. Fest adapteren til en helium kilde med en masse kontrolleren. Fest en (gratis) kamera og en lampe til adapteren på motsatt nettsteder for dråpe visualisering.
- Plasser en patronvarmeapparatet i midten av stålrøret og bruke poly (vinylklorid) (PVC) rør og en Legris tubekontakt for å koble enden av stålrøret med innløps av membranen desolvator.
- Koble utløpet av desolvator med en annen PVC-slanger til en laminær strømningsadapter, som er direkte koblet til ICPMS innløpet. Kobler den laminære strømningsadapter til en argon-kilde med en massestrømningsregulator og senere brukes til å blande argon for å oppnå en stabil driftstilstand.
- Juster adapter samt stål rør vertikalt med et vater. Hvis justeringen ikke er nøyaktig, kan det føre til betydelige tap av dråper. Sett inn en plugg inn adapteren for å hindre gasser lekker ut i løpet av systemet oppvarmingstid.
- Begynn alle ovennevnte gasstrømmer og enheter ved hjelp av innstillingene fra tabell 1. La systemet for å varme opp i 15 min. Kassetten varmeapparat trenger 2 timer for å stabilisere temperaturen, slå den på på forhånd.
- Plasser sprøytepumper på et rack på høyden av syklon helium adapter. Hold avstand mellomsprøytepumper og adapter så kort som mulig.
4. Målinger
MERK: Følgende protokoll er skrevet i generelle vendinger på grunn av mangfoldet av løsninger og suspensjoner som kan brukes. Imidlertid bør cellesuspensjoner være fortynnet til en konsentrasjon på <1 x 10 7 celler / ml, når enkeltcelleanalysen er utført, for å sikre at mesteparten av dråpene bære bare en celle. For målinger med cellene plasserer sprøytepumper i en vinkel slik at utløpet av sprøytene peker nedover og montere røret på en slik måte at de peker nedover.
- Fest slangen til sprøytene. Belastnings to 5 ml sprøyter med perfluorheksan og en 1 ml sprøyte med en prøveoppløsning eller suspensjon. Fjern alle bobler fanget i sprøyter og tubing.
- Installere sprøytene i en sprøytepumpe og koble dem til de viker av brikken. Start sprøytepumper ved hjelp av startinnstillingene fraTabell 1 (eller høyere strømningsrater). Gi strømmer 3 til 5 minutter for å stabilisere.
- Fjern overflødig væske fra spissen av chip med en vev. Væskene skal nå løse ut fra brikken i en rett stråle. Hvis en rett utstøting ikke kan oppnås ved å tørke med en vev erstatte chip og starte på nytt med dette trinnet.
- Fjern pluggen fra adapteren og nøye sette brikken inn i adapteren. Smør chip med FC-40 hvis det er nødvendig. En brikke kan brukes i minst 2 timer av eksperimenter.
- Endre strømningshastigheten til å være innenfor de anbefalte måleinnstillinger fra tabell 1. Lavere strømningshastigheten av det PFH ikke bare sparer PFH men også reduserer bakgrunnssignalet, forårsaket av isobariske interferenser.
- Gi systemet 2-5 min til å stabilisere (avhengig av de valgte strømningsrater). Optimalisere ICPMS for den høyeste signalstyrken for analyttene av interesse.
- Suksessivt justere strømmer hele gpasientrapportert på masse kontrollerne (se de anbefalte områder i tabell 1) inntil maksimal signalintensitet av analyttene av interesse er oppnådd. Tune plasma makt og fokuseringslinsen spenninger (i henhold til produsentens anbefalte områder) på ICPMS på samme måte.
- Still ICPMS til en oppholdstid på 10 ms (anvendt for å få ICPMS brukt, men kan justeres med andre virkemidler for å sikre en tids løst oppkjøp). Starte opptak av signalet fra en bestemt m / z ved hjelp av produsentens protokoll.
- Etter målingen overføre de rå data til dataanalyse program for evaluering. Bin dataene, gitt i tellinger per 10 msek, med en innebygd-funksjon, og tomten som resulterer bin senter verdier mot teller. Passer hver topp i plottet frekvensfordeling histogram med en Gauss-funksjon. Den midlere og sigma for tilpasning representerer den midlere signalintensiteten og dens standardavvik, respektivt.
- Måle en enkelt eller flerelement standardløsning inneholdende element eller elementer av interesse ved de samme strømningshastigheter som prøven.
- Plasser en LADE-brikke i en petriskål på et mikroskop. For en bedre bildekvalitet bruke en ikke-rund brikke. Fremstill denne brikken som beskrevet i trinn 2, men ved anvendelse av en enkel rektangulær støpe formen i stedet for den delvis runde formet en.
- Følg trinnene 4.1 til 4.2.1 for å starte dråpe generasjon. Still strømningsrater til strømningshastigheten som brukes i trinn 5.1.
- Ta bilder av de vandige dråper med et høyhastighetskamera festet til et mikroskop (20X objektiv). Bruke et bildeanalyse programvare som dråpen morfometri og velocimetry programvare ved Basu 25 for å få den gjennomsnittlige dråpediameter fra opptakene.
- Bruk gjennomsnittlig dråpediameter for å beregne dråpestørrelse, forutsatt at dråpene er en sfærisk objekt.
- Fra dette volumet og knegen konsentrasjon av en analytt i dråpen beregne antall svarende atomer. Dele antall målte ioner per dråpe med antall atomer for å oppnå deteksjonseffektivitet. Bruk av dette deteksjonseffektivitet for å beregne antallet atomer i en ukjent prøve.
MERK: Siden variasjoner mellom individuelle brikker er små 22, er det ikke nødvendig å gjenta målinger av dråpestørrelsen for hver chip eller løsning hvis strømningshastighetene er de samme. En liste over de dråpestørrelser og frekvenser i henhold til de spesifikke strømningsrater er utgitt av Verboket et al. 22.
- Fra dette volumet og knegen konsentrasjon av en analytt i dråpen beregne antall svarende atomer. Dele antall målte ioner per dråpe med antall atomer for å oppnå deteksjonseffektivitet. Bruk av dette deteksjonseffektivitet for å beregne antallet atomer i en ukjent prøve.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den presenterte systemet kan bli anvendt for å måle små volumer av oppløsninger eller suspensjoner inneholdende celler eller nanopartikler. Eksempler på en måling av en standardløsning og karakterisering av enkeltceller er vist her. Andre eksempler kan finnes i Verboket et al., 22.
Typisk signalet av en enkelt dråpe av en oppløsning er en svært kort hendelse. Det varer vanligvis i noen få 100 usek 26. Med ICPMS brukes her (holdetid 10 msek) korte signaler som disse kan ikke bli midlertidig løst. Figur 7a og 7b viser signaler og frekvensfordeling histogram av en Na standardløsning. Dråpene kommer til plasma med en timelig jitter> 10 msek. Påvisning er usynkroniserte. Signaler om en (201 ± 24), to (381 ± 34) eller tre (560 ± 45) dråper oppdages innen en holdetid. Lav variasjon i signalintensitet antyder høy HydroPlet monodispersitet. Den første tailing toppen er trolig et resultat av dråpe fragmenter; årsaken til denne fragmenteringen er fortsatt under etterforskning.
Kalibrerings metode som er beskrevet i 5 (ved hjelp av Fe-standardløsning) ble testet for bestemmelse av Fe-innholdet av enkelt bovin / kalv røde blodceller (6-7 mikrometer i diameter) suspenderes i fosfat-bufret saltvann (PBS). Suspensjonen av 1 x 10 7 celler -1 ml ble anvendt for å sikre at mesteparten av dråpene bære bare en celle. Figur 8 viser signalene fra cellene som frekvensfordeling histogram. I gjennomsnitt hver celle inneholdt 5,3 ± 1,2 x 10 8 Fe atomer (se Verboket et al. 22).
Figur 1. Micrograph av dråpe generasjonen, akselerasjon og utstøting. I en strømningsfokuserings junction, er monodisperse vandige små dråper i strømmen av PFH. Ytterligere PFH tilsettes ved et annet knutepunkt. Deretter blir væskestrømmen mates ut fra LADE-brikken gjennom en dyse. Piler indikerer retningen på strømningen. Målestokk er 500 mikrometer. Innfelt: Micrograph av en vandig dråpe i en PFH skall etter utstøting fra LADE chip. Skala bar 100 mikrometer. Tilpasset med tillatelse fra 22. Copyright 2014 American Chemical Society. Dette tallet har blitt modifisert med data fra forskning utført siden utgivelse i laboratoriet av PS Dittrich. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2. Skjematisk av SU-8-behandling. Først en heftsjiktet er belagt. En silisiumskive er spinnbelagt med SU-8 2002, myk bakt, flom eksponert med ultrafiolett lys og post bakt. På toppen av dette laget av microfluidic strukturer blir produsert. Skiven er rotasjonsbelagt med SU-8 2050 og moderat brenning. Utformingen av microfluidic strukturer blir overført til skiven ved å utsette den med ultrafiolett lys gjennom en fotomaske. Etter en postexposure bake, er fotoresist utviklet og en hardbake utføres. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3. Utforming av fotomaske for LADE chip som inneholder de følgende funksjoner: a) føringsstrukturer for støpeform, b) et innløp for PFH for dråpene akselerasjon, c) et innløp for PFH for dråpedannelse og d) et innløp for den vandige prøven.e) Indikator linje for å kutte av spissen av brikken. Kanal bredder f) = 40 mikrometer, g) = 20 mikrometer og h) = 25 mikrometer. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4. Prosess diagram av LADE chip fabrikasjon. Først strukturert og de flate PDMS deler er fabrikkert av replica støping. De to delene er festet sammen ved hjelp av klebende binding. Til slutt blir toppen av brikken avskåret og microfluidic kanalene er silaniserte. Tilpasset med tillatelse fra 22. Copyright 2014 American Chemical Society. Dette tallet har blitt endret siden utgivelse. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 5. Teknisk tegning av aluminium casting skjema for LADE chip. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 6. Skjematisk tegning av oppsettet (ikke i målestokk). Består av LADE chip, en virvlende adapter, et oppvarmet stålrør, en membran desolvator, og en ICPMS Systemet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet .
pload / 52525 / 52525fig7highres.jpg "/>
Figur 7. (A) signaler av dråper laget av en 1 mg kg -1 Na standardløsning. (B) Frekvensfordeling histogram av disse signalene. I de 10 msek dvele tidssignaler av en (gul), to (rød) eller tre (blå) dråper ble registrert. Midlere og standard avvik for de signaler som ble bestemt ved å montere Gaussiske funksjoner. Strømningshastigheten som ble brukt var 0,5, 50, og 60 mL min - 1 av vandig prøve, PFH for dråpe generasjon, og PFH for dråpe akselerasjon, henholdsvis. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 8. Frekvensdistribusjon histogram av 56 Fe + signaliserer generated av røde blodceller. Midlere og standard avvik for de signaler som ble bestemt ved å tilpasse en gaussisk funksjon. Strømningshastigheten som ble brukt var 2, 80, og 80 mikroliter min - 1 av cellesuspensjon, PFH for dråpe generasjon, og PFH for dråpe akselerasjon, henholdsvis.
| Han gasstrømningshastighet | 0,6-0,8 L min -1 | |
| Patron varmeapparat | 30 W | |
| Desolvator membran temperatur | 160 ° C | |
| Desolvator sveipe gasstrømningshastighet | 3-4 L min -1 | |
| Ar gasstrømningshastighet | 0.1 L min -1 | |
| ICP plasma makt | 1300 W | |
| Sample strømningshastighet | starter opp | 1 mL min -1 |
| måling | 0,3 til 15 mL min -1 | |
| Strømningshastighet på PFH dråpe generasjon | starter opp | 60 mL min -1 |
| måling | 35-80 mL min -1 | |
| Strømningshastighet på PFH dråpe akselerasjon | starter opp | 60 mL min -1 |
| måling | 35-80 mL min -1 |
Tabell 1. Start innstillinger og anbefalte måleinnstillinger for ICPMS og sprøytepumper.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Selv om fremstillingen av flisen er meget pålitelig det er noen kritiske punkter i løpet av fabrikasjonen som krever spesiell oppmerksomhet. For det første er renslighet under sammenstillingen av stor betydning for å hindre forurensning av brikken ved støv. Støvet kan blokkere kanaler og hindre en stabil dråpe generasjon. For det andre, er det spesielt viktig at spissen er skåret vinkelrett på dyse-kanal. Vinkelen av kuttet sterkt påvirker utløser- vinkel. Hvis væsken er kastet ut i en vinkel kan det føre til tap av de kastet ut dråper.
Når du bygger oppsettet sikre at den er stabil. Den vertikale oppstilling av metallrøret og adapteren er viktige. Også under målingene er det noen punkter som trenger spesiell oppmerksomhet. Innsettingen av brikken i adapteren må utføres omhyggelig. Det kan skje at under innføringen strålen blir avbrutt og stopper. For målinger med celler posisjon og orientation av sprøytepumper og rør er viktig. Sin riktige plassering kan redusere sedimentering av cellene i sprøyten og slangen.
Den LADE chip presenteres her har flere fordeler i forhold til eksisterende kommersielle dråpe generatorer. Systemet er mer robust, gir et bredere spekter dråpestørrelse, som kan forlenges ytterligere ved modifikasjon av kanalens geometri, og kan kastes. En engangsbruk anordning er av særlig interesse for analyse av prøver med et høyt innhold av salter eller faste reststoffer, som for eksempel nanopartikler eller cellesuspensjoner, som kan tette små kanaler, og kan ikke alltid lett vaskes ut. Transporten av enkle mikrodråper som genereres av LADE inn i MS fremdeles en begrensende trinn i systemet og må bli ytterligere optimalisert. Den nåværende dråpetransportenheten, selv fjerner PFH damp, som ellers ville skape ytterligere spektral og ikke-spektrale interferenser og forårsake plasma ustabiliteter, men STIll resulterer i en høy temp jitter av dråpe ankomst på MS og en ufullstendig dråpe transport. I forhold til de kommersielle tilgjengelige dråpe introduksjon systemer transportsystemet for dette oppsettet krever mer utstyr. Den aktuelle brikken er utformet for prøve innføring kun. Men med små endringer av design avansert innføring og prøveopparbeidelse skritt sky implementeres on-chip, for eksempel, fortynning 27-29, ultra rask miksing 30, kjemiske reaksjoner 31, separasjon 32-34, eller celle sortering 35,36. Under avanserte introduksjons enheter vi forstår for eksempel innføring av prøvemateriale og standard dråper sekvensielt eller parallelt med en enkelt brikke. Dette vil øke hastigheten og forbedre nøyaktigheten av kvantitativ analyse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Silicon wafer 100 mm | Si-Mat (Kaufering, Germany) | ||
| SU-8 2002 | Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.) | ||
| SU-8 2050 | Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.) | ||
| Acetone | Merk VWR (Darmstadt, Germany) | 100014 | |
| MR-developer 600 | Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany) | ||
| Isopropanol | Merk VWR (Darmstadt, Germany) | 109634 | |
| 1H,1H,2H,2H-perfluorodecyltrichlorosilane | ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany) | AB111155 | |
| Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS) | Dow Corning (Michigan, U.S.A.) | 39100000 | |
| Perfluorohexane 99% | Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.) | 281042 | |
| FC-40 | ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany) | AB103511 | |
| Phosphate-buffered saline | Life Technologies (Paisley, U.K.) | 10010-015 | |
| Red blood cells in phosphate-buffered saline | Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.) | R400-0100 | |
| Single-element standard solutions Na, Fe | Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.) | ||
| Multielement standard solution | Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.) | IV | |
| Nitric acid | Sub-boiled | ||
| Ultrahigh-purity water | Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.) | ||
| Hot plate HP 160 III BM | Sawatec (Sax, Switzerland) | used for wafer preparation | |
| Spin modules SM 180 BM | Sawatec (Sax, Switzerland) | used for wafer preparation | |
| High resolution film photomask | Microlitho (Essex, U.K.) | ||
| Step profiler Dektak XT advanced | Bruker (Massachusetts, U.S.A.) | ||
| Hot plate MR 3002 | Heidolph (Schwabach, Germany) | used for replica molding | |
| 1.5 mm biopsy puncher | Miltex (Pennsylvania, U.S.A.) | 33-31AA/33-31A | |
| Spin coater WS-400 BZ-6NPP/LITE | Laurell (Pennsylvania, U.S.A.) | used for adhesive bonding | |
| Syringe pump neMESYS | Cetoni (Korbussen, Germany) | ||
| 1 ml syringe | Codan (Lensahn, Germany) | 62.1002 | |
| 5 ml syringe | B. Braun (Melsungen, Germany) | 4606051V | |
| PTFE tubing | PKM SA (Lyss, Switzerland) | PTFE-AWG-TFT20.N | |
| Quadrupole-based ICPMS ELAN6000 | PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.) | ||
| Membrane desolvator CETAC6000AT+ | CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.) | only the desolvator unit is used | |
| High speed camera Miro M110 | Vision Research (New Jersey, U.S.A.) | ||
| Data analysis program Origin pro | OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.) | version 8.6 | |
| Microscope | Olympus (Tokyo, Japan) | IX71 |
References
- Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. Liquid sample introduction in ICP spectrometry: A Practical Guide. , Elsevier. Amsterdam. 10-1016 (2008).
- Sutton, K. L., B'Hymer, C., Caruso, J. A. Ultraviolet absorbance and inductively coupled plasma mass spectrometric detection for capillary electrophoresis - A comparison of detection modes and interface designs. J. Anal. At. Spectrom. 13 (9), 885-891 (1998).
- Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. Sample introduction systems for the analysis of liquid microsamples by ICP-AES and ICP-MS. Spectrochim. Acta, Part B. 61 (3), 239-283 (2006).
- Olesik, J. W., Hobbs, S. E. Monodisperse dried microparticulate injector - A new tool for studying fundamental processes in inductively-coupled plasma. Anal. Chem. 66 (20), 3371-3378 (1994).
- Gschwind, S., Hagendorfer, H., Frick, D. A., Günther, D. Mass quantification of nanoparticles by single droplet calibration using inductively coupled plasma mass spectrometry. Anal. Chem. 85 (12), 5875-5883 (2013).
- Garcia, C. C., Murtazin, A., Groh, S., Horvatic, V., Niemax, K. Characterization of single Au and SiO2 nano- and microparticles by ICP-OES using monodisperse droplets of standard solutions for calibration. J. Anal. At. Spectrom. 25 (5), 645-653 (2010).
- Shigeta, K., et al. Sample introduction of single selenized yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) by micro droplet generation into an ICP-sector field mass spectrometer for label-free detection of trace elements. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 637-645 (2013).
- Orlandini v. Niessen, J. O., Schaper, J. N., Petersen, J. H., Bings, N. H. Development and characterization of a thermal inkjet-based aerosol generator for micro-volume sample introduction in analytical atomic spectrometry. J. Anal. At. Spectrom. 26 (9), 1781-1789 (2011).
- Orlandini v. Niessen, J. O., Petersen, J. H., Schaper, J. N., Bings, N. H. Comparison of novel and conventional calibration techniques for the analysis of urine samples using plasma source mass spectrometry combined with a new dual-drop-on-demand aerosol generator. J. Anal. At. Spectrom. 27 (8), 1234-1244 (2012).
- Shigeta, K., et al. Application of a micro-droplet generator for an ICP-sector field mass spectrometer - optimization and analytical characterization. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 646-656 (2013).
- Teh, S. -Y., Lin, R., Hung, L. -H., Lee, A. P.
- Zheng, B., Tice, J. D., Ismagilov, R. F. Formation of arrayed droplets by soft lithography and two-phase fluid flow, and application in protein crystallization. Adv. Mater. 16 (15), 1365-1368 (2004).
- Theberge, A. B., et al. Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets. Lab Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).
- Li, L., et al. Nanoliter microfluidic hybrid method for simultaneous screening and optimization validated with crystallization of membrane proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (51), 19243-19248 (2006).
- Zhang, Q., Liu, X., Liu, D., Gai, H. Ultra-small droplet generation via volatile component evaporation. Lab Chip. 14 (8), 1395-1400 (2014).
- Baret, J. C., Beck, Y., Billas-Massobrio, I., Moras, D., Griffiths, A. D. Quantitative cell-based reporter gene assays using droplet-based microfluidics. Chem. Biol. 17 (5), 528-536 (2010).
- Brouzes, E., et al. Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (34), 14195-14200 (2009).
- Pei, J., Li, Q., Lee, M. S., Valaskovic, G. A., Kennedy, R. T. Analysis of samples stored as individual plugs in a capillary by electrospray ionization mass spectrometry. Anal. Chem. 81 (15), 6558-6561 (2009).
- Kelly, R. T., Page, J. S., Marginean, I., Tang, K., Smith, R. D. Dilution-free analysis from picoliter droplets by nano-electrospray ionization mass spectrometry. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (37), 6832-6835 (2009).
- Küster, S. K., et al. Interfacing droplet microfluidics with matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: label-free content analysis of single droplets. Anal. Chem. 85 (3), 1285-1289 (2013).
- Pabst, M., Jefimovs, K., Zenobi, R., Dittrich, P. S. High-Resolution Droplet-Based Fractionation of Nano-LC Separations onto Microarrays for MALDI-MS Analysis. Analytical Chemistry. 86 (10), 4848-4855 (2014).
- Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., Günther, D., Dittrich, P. S. A New Microfluidics-Based Droplet Dispenser for ICPMS. Analytical Chemistry. 86 (12), 6012-6018 (2014).
- Ammerman, C. N., You, S. M. Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water. J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).
- Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst. J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).
- Basu, A. S. Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters. Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).
- Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction. Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).
- Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).
- Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. Decompressing emulsion droplets favors coalescence. Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).
- Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits. Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).
- Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).
- Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F.
- Lombardi, D., Dittrich, P. S. Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions. Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).
- Edgar, J. S., et al. Compartmentalization of chemically separated components into droplets. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).
- Edgar, J. S., et al. Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis. Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).
- Baret, J. C., et al. Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity. Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).
- Agresti, J. J., et al. Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).
