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Environment

Die Nutzung Chironomidae (Diptera) Oberflächenschwimm Pupal Exuviae als schnelle Bioassessment Protokoll für die Wasserkörper

doi: 10.3791/52558 Published: July 24, 2015

Abstract

Schnelle bioassessment Protokolle mit benthischen Makroinvertebraten Assemblagen wurden erfolgreich verwendet, um menschliche Auswirkungen auf die Wasserqualität zu beurteilen. Leider traditionellen benthischen Larvenprobenahmeverfahren, wie beispielsweise die Tauch net, kann zeitaufwendig und teuer sein. Eine alternative Protokoll beinhaltet Sammlung von Chironomidae Oberfläche schwimmende Puppen exuviae (SFPE). Chironomidae ist eine artenreiche Familie der Fliegen (Diptera), deren unreifen Stadien in der Regel in der aquatischen Lebensräume auftreten. Erwachsene Chironomiden ergeben sich aus dem Wasser, so dass ihre Puppen Skins, oder exuviae, schwimmt auf der Wasseroberfläche. Exuviae akkumulieren oft entlang Banken oder hinter Hindernissen durch die Wirkung des Wind- oder Wasserstrom, wo sie gesammelt, um Zuck Vielfalt und den Reichtum zu bewerten. Chironomiden können als wichtige biologische Indikatoren verwendet werden, da einige Arten sind toleranter Verschmutzung als andere. Daher ist die relative Häufigkeit und Artenzusammensetzung der gesammelten SFPE reflektierenVeränderungen der Wasserqualität. Hier werden Verfahren mit Felderhebung, Laborverarbeitung, Schienenführung und Identifizierung von Zuck SFPE assoziiert im Detail beschrieben. Vorteile der Methode sind SFPE minimaler Störung an einer Probefläche, effiziente und wirtschaftliche Probenentnahme und Labor Verarbeitung, leicht zu identifizieren, die Anwendbarkeit in fast allen aquatischen Umwelt und eine potenziell empfindlicher Maß Ökosystem Stress. Einschränkungen gehören die Unfähigkeit, Larvenmikrohabitatnutzung und die Unfähigkeit zu bestimmen, die Puppen exuviae um Arten zu identifizieren, wenn sie nicht mit erwachsenen Männern in Verbindung gebracht.

Introduction

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Biomonitoring-Programme, die lebende Organismen zu verwenden, um Umwelt und Gesundheit zu bewerten, werden oft verwendet, um die Wasserqualität zu beurteilen oder Erfolg der Wiederherstellung der Ökosysteme Programme überwachen. Schnelle bioassessment Protokolle (RBP) mit benthischen Makroinvertebraten Assemblagen waren unter den Zustand der Wasserressourcen Agenturen beliebt seit 1989 1. Traditionelle Methoden der Probenahme Makrozoobenthos für RBPs, wie die DIP-net, Surber Sampler, und Hess-Sampler 2, können zeit- aufwendig, teuer und kann nur messen Assemblagen von einem bestimmten Mikrohabitat 3. Eine effiziente, alternative RBP zur Erzeugung biologischer Informationen zu einem bestimmten Wasserkörper beinhaltet Sammlung von Chironomidae Oberfläche schwimmende Puppen exuviae (SFPE) 3.

Die Chironomidae (Insecta: Diptera), allgemein bekannt als Zuckmücken genannt, sind holometabolous Fliegen, die in der Regel in der aquatischen Umwelt auftreten, bevor Schwellen als Erwachsene 60; auf der Oberfläche des Wassers. Die Zuck Familie ist artenreich, mit rund 5.000 weltweit beschriebenen Arten; sind jedoch so viele wie 20.000 Arten schätzungsweise 4 existiert. Chironomiden sind nützlich bei der Dokumentation von Wasser und Lebensraumqualität in vielen aquatischen Ökosystemen aufgrund ihrer hohen Vielfalt und variable Verschmutzung Toleranzen 5. Außerdem sind sie oft die reichlich vorhanden und weit verbreitet Makrozoobenthos in Wassersystemen, in der Regel, die 50% oder mehr der Spezies in der Gemeinschaft 5,6. Nach Entstehung der terrestrischen Erwachsenen, die Puppen exuviae (Gusspuppenhaut) bleibt schwimmt auf der Wasseroberfläche (Abbildung 1). Puppen exuviae akkumulieren entlang Banken oder hinter Hindernissen durch die Einwirkung von Wind oder Wasser Strom und kann einfach und schnell gesammelt, um eine umfassende Stichprobe von Zuckmücken-Arten, die in der vorangegangenen 24-48 hr 7 entstanden sind zu geben.

ntent "> Die relative Häufigkeit und taxonomische Zusammensetzung der gesammelten SFPE spiegelt die Wasserqualität, wenn man bedenkt, dass einige Arten sind sehr tolerant Verschmutzung, während andere sehr empfindlich 5 Die SFPE Verfahren hat viele Vorteile gegenüber herkömmlichen Larvenzuckstichprobenverfahren, einschließlich:. (1) minimal , falls vorhanden, tritt Lebensraum Störung bei einer Stichprobenraum, (2) Proben nicht auf das Sammeln von lebenden Organismen zu konzentrieren, sondern die nicht-lebenden Haut, so dass die Flugbahn des Gemeinschaftsdynamik nicht beeinträchtigt wird, (3) die Identifizierung an Gattung und oft Spezies ist relativ leicht entsprechenden Tasten und Beschreibungen 3 gegeben, (4) der Erhebung, Verarbeitung und Identifizieren Proben ist effizient und wirtschaftlich im Vergleich zu herkömmlichen Methoden zur Probenahme 3,8,9, (5) angesammelt exuviae stellen Taxa, die von ihren Ursprung haben eine breite Palette von Mikrohabitaten 10, (6) das Verfahren ist in fast allen aquatischen Umwelt, einschließlich Bächen und Flüssen, Flussmündungen, lakes, Teichen, Felsen-Pools, und Feuchtgebieten; und (7) SFPE vielleicht ein empfindlicher Indikator für die Gesundheit Ökosystem, da sie Personen, die alle unreifen Stadien abgeschlossen haben und erfolgreich wie Erwachsene 11 entstanden darstellen.

Die SFPE Methode ist nicht ein neuer Ansatz für die Sammlung von Informationen über Zuck Gemeinden. Die Nutzung SFPE wurde zuerst von Thienemann 12 in den frühen 1900er Jahren vorgeschlagen. Eine Vielzahl von Studien haben SFPE für taxonomische Studien (zB 13-15), die biologische Vielfalt und ökologische Studien (zB 7,16-19), und biologische Assessments (zB 20-22). Darüber hinaus haben einige Studien verschiedene Aspekte der Stichprobenplan, Stichprobengröße und Anzahl der Proben Veranstaltungen für das Erreichen verschiedener Erfassungsebenen von Arten oder Gattungen (zB 8,9,23) erforderlich gerichtet. Diese Studien zeigen, dass relativ hohe Prozentsätze der Art oder Gattung kann mit moderaten effor nachgewiesen werdent oder Kosten mit Probenverarbeitung verbunden. B. Anderson und Ferrington 8 bestimmt, dass auf der Grundlage einer 100-count Teilprobe, 1/3 weniger Zeit erforderlich war, um SFPE Proben im Vergleich zu Proben-net tauchen holen. Eine andere Studie festgestellt, dass 3-4 SFPE Proben konnten sortiert und für jede dip-net Probe und dass SFPE Proben waren effizienter als Dip-net Proben bei Erkennen Arten als Artenzahl um 3 identifiziert werden. Beispielsweise an Standorten mit Artenreichtum Werte 15-16 Arten, war die durchschnittliche Tauchnettowirkungsgrad von 45,7%, während SFPE Proben waren 97,8% effiziente 3.

Wichtig ist, dass die SFPE Verfahren in der Europäischen Union 24 genormt (bekannt als Zuck pupal exuviae Technik (CPET)) und Nordamerika 25 zum ökologischen Bewertung, aber das Verfahren ist nicht im Detail beschrieben worden. Eine Anwendung der SFPE Methodik wurde von Ferrington, et al.

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Protocol

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1. Vorbereitung der Feld Sammlung Supplies

  1. Bestimmen die Anzahl der Proben, die SFPE bezogen auf das Studiendesign gesammelt werden sollen, und erwerben eine Probengefäß (beispielsweise 60 ml) für jede Probe.
  2. Bereiten Sie zwei Datum und Ort Etiketten für jede Probe jar. Legen Sie eine auf der Innenseite und bringen die anderen an der Außenseite des Glases. Stellen Sie sicher, dass jedes Datum und Ort Etikett enthält die folgenden Informationen: Staat, Land, Landkreis, Stadt, Wasserkörper, GPS-Koordinaten, Datum und Name der Person (en) das Sammeln der Probe.
  3. Sammeln Sie anderen speziellen Materialien und Geräte (siehe Tabelle spezifischer Materialien / Ausrüstung).

2. Feld Sammlung

  1. Halten Sie ein Larvenschale in einer Hand und ein Sieb in der anderen. Tauchen Sie den Larvenschale ins Wasser, wo SFPE sammeln (zB Schaum Ansammlungen, Baumstümpfe, Auftauchende Vegetation, Schutt, wieder Wirbel, und entlang bank Kanten) (2A), ermöglichen watäh, exuviae, und Schutt, um die Larvenschale geben, und dieses Material durch das Sieb gießen. Wenn Probenahme in einem lotic System, beginnen am unteren Ende der Probe zu erreichen und arbeiten stromaufwärts (2B). Wenn Probenahme in einem lentic System, beginnen an der Windrichtung Küstenlinie.
    1. Wiederholen Sie Schritt 2.1 für 10 Minuten (oder zu einem anderen für einen bestimmten Probenahmeverfahren definiert) innerhalb jeder vordefinierten Proben Reichweite (in der Regel 100 bis 200 m für Proben von Ströme gesammelt, aber abhängig von der Gesamtfläche der Wassermessstelle); bewegen sich zwischen SFPE Akkumulation Bereichen nach Bedarf.
  2. Konzentrieren Ablagerungen in einem Bereich des Siebes mit Spritzflasche mit Wasser aus der Probe Seite gefüllt und sorgfältig über SFPE Probe vor, eine markierte Probe jar mit Hilfe einer Pinzette und einem Strom von Ethanol aus einer Spritzflasche. Füllen Probenglas mit Ethanol.
  3. Wiederholen Sie die Schritte 2.1 und 2.2 für alle Proben.

3. Probe Picking

HINWEIS: Der Rest dieses Protokoll bezieht sich auf ein 300 SFPE Teilprobe und müssen möglicherweise für andere Teilprobe Größen verändert werden. Siehe Bouchard und Ferrington die 9 Unterabtastung und Abtastfrequenz Richtlinien für Schneiderei SFPE Methoden zu studieren spezifische Ziele und Ressourcen zu treffen.

  1. Vergeben Sie einen 1-Dram-Fläschchen für jeden SFPE Probe; bereiten ein Datum und Ort Etikett im Inneren jedes Fläschchen legen und füllen Sie das Fläschchen ¾ mit Ethanol.
  2. Entfernen Sie den Deckel von der entsprechenden Probengefäß und überprüfen Sie die beigefügten Puppen exuviae. Inhalte aus dem Deckel sanft ausspülen auf eine Petrischale mit Spritzflasche mit Ethanol gefüllt. Suchen und entfernen Sie Etikett von der Innenseite des Probenglas mit einer Pinzette und sanft spülen Inhalte aus dem Etikett auf der Petrischale. Set-Label zur Seite.
  3. Den Inhalt des Probenglas in eine Larvenschale, Spülen mit Ethanol, um sicherzustellen, keine SFPE verbleiben im Probengefäß. Bringen Sie einen Teil des Puppen exuviae, resiGrund und Ethanol aus dem Fach an die Petrischale. Sicherzustellen, dass die Probe in Ethanol bedeckt.
  4. Legen Sie die Petrischale unter einem Stereomikroskop. Systematisch scannen den Inhalt der Petrischale für Puppen exuviae. Wählen Sie alle Puppen exuviae aus der Schale mit einer Pinzette und Ort in das Fläschchen. Proben, die defekt sind Wählen Sie nicht (dh, die nicht über mindestens die Hälfte der Cephalothorax und Bauch), getrocknet, oder komprimiert werden, um spätere Identifikationsprobleme zu vermeiden.
    HINWEIS: Identifizierung von Arten häufig erforderlich, dass die gesamte Probe ist vorhanden, wenn auch in einigen Fällen Gattung Ebene Identifizierung möglich mit Teilproben sein.
    1. Swirl Gericht und scannen für zusätzliche Puppen exuviae auch etwaige auf Seiten der Schüssel stecken könnte, sowie, alle kleinen und scheinenden Proben, die zunächst nicht erkannt haben kann. Wiederholen, bis zwei aufeinanderfolgende Scans zeigen keine zusätzlichen Puppen exuviae.
  5. Wiederholen Sie die Schritte 3.3 und3.4 bis alle oder 300 Puppen exuviae wurden abgeholt. Wenn 300 Puppen exuviae wurden abgeholt, geben Sie den Rückstand aus der Petrischale auf die Larvenschale und spülen Sie die Petrischale mit Ethanol. Dann überweisen Sie den Rückstand aus der Larvenschale auf den leeren Probenglas, fügen Sie das Datum und die Ortschaft Etikett, und setzen Sie den Deckel auf den Topf. Behalten oder abgeben Rückstand nach projektspezifischen Protokollen.

4. Proben Sortierung

  1. Gießen Sie alle abgeholt Puppen exuviae von dem markierten Fläschchen in eine Petrischale mit ausreichend Ethanol zu decken nur Proben gefüllt.
  2. Unter einem Stereomikroskop, separate Proben in verschiedene morphologische Gruppen (dh morphotaxa) und ordnen Sie morphotaxon in separat eine markierte Ampullen gefüllt 3/4 th voll mit Ethanol.
    1. Nutzen Sie externe morphologischen Eigenschaften zu Zuck morphotaxa trennen. Beispielsweise aus Cephalothorax verwenden Unterschiede in Gegenwart, der Größe, der Form undFärbung der Kopf Tuberkel frontal Warzen, frontal Seten und Brusthorn. Aus dem Bauch, benutzen Sie Stacheln, hookrows, shagreen, Seten und Ausläufer der Abdominalsegmente, zusätzlich zu den anal Lappen für morphotaxa Trennung (4A). Siehe Ferrington, et al. 5, Sæther 26. Pinder und Reiss 27 zusätzliche Beschreibungen und Abbildungen der morphologischen Eigenschaften.
    2. Verwenden Sie zusätzliche Ethanol, wenn Proben zu trocknen beginnen.

5. Schieben Montage

  1. Füllen einer Vertiefung einer Multi-Well-Platte für jede morphotaxon mit 95% Ethanol.
    1. Platzieren Sie mehrere Darstellungen (zB 25% der Gesamt) jedes morphotaxon zu Rutsche in die einzelnen Vertiefungen der Platte montiert werden. Erlauben Proben gut sitzen in für mindestens 10 min, ausreichend zu entwässern.
  2. Etikettenträger mit geeigneten Ort, Sammlung und Identifizierung informatiauf (Abbildung 3).
  3. Den Objektträger auf dem Stereomikroskop.
    HINWEIS: Eine Vorlage des Schlittens auf die Bühne mit Klebeband ist für die konsequente Platzierung.
  4. Geben Sie einen Tropfen Euparal auf der Folie; verbreiten Euparal so daß er die Größe des Deck annähert. Verwenden Sie für ausreichende Belüftung, wenn mit Euparal.
    Hinweis: Verwenden Sie für ausreichende Belüftung, wenn mit Euparal.
  5. Betten Sie einen Vertreter aus der ersten in die morphotaxon Euparal mit einer Pinzette.
    HINWEIS: Um überschüssige Ethanol von der Probe ungültig, mit einer Pinzette, leicht auf Probe auf Laborwischtücher vor der Einbettung in Euparal.
  6. Trennen Sie die Cephalothorax aus dem Bauch mit spitzen Pinzette und / oder Dissektion Sonden (4A).
    1. Teilen Sie die Cephalothorax entlang der Naht ecdysial (4B) und öffnen Sie die Cephalothorax so dass die Nahtkanten auf gegenüberliegenden Seiten (4C).
    2. Richten Sie die cephalothorax so dass die Bauchseite nach oben zeigt (4C).
    3. Positionieren Sie den Bauch Rückenseite nach oben; unmittelbar unterhalb der cephalothorax (4C).
  7. Legen Sie ein Deckglas auf die Probe. Halten Sie Deckglas in einem Winkel, mit einer Kante berühren Sie die Folie, und dann langsam tiefer und Drop das Deckglas der Luftblasenbildung zu reduzieren. Drücken Sie leicht auf das Deckglas der Probe zu glätten.
  8. Wiederholen Sie die Schritte 5.3 bis 5.7 für alle Proben dehydriert.

6. Genus Identification

  1. Bestimmen Sie, Gattung der Objektträger angebrachten Proben unter Verwendung eines zusammengesetzten Mikroskop. Identifizieren Sie Proben zur Gattung mit den Tasten und Diagnosen in Wiederholm 28 und Ferrington, et al. 5. Bei Bedarf bestätigen familien Ebene Identifikation mittels Ferrington, et al. 5. HINWEIS: Es gibt zahlreiche allgemeine Beschreibungen und Revisionen seit Wiederholm 28 und Ferrington,et al. 5 sind daher diese Tasten und Diagnosen unvollständig und müssen mit Primärliteratur ergänzt werden.

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Representative Results

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Abbildung 1 zeigt die Zucklebenszyklus; unreifen Stadien (Ei, Larve, Puppe) nehmen in der Regel in oder eng mit, einer aquatischen Umwelt. Nach Abschluss der Larvenlebensphase, erstellt die Larve einen schlauchartigen Unterstand und heftet sich mit seidenen Sekret an das umgebende Substrat und Verpuppung erfolgt. Sobald die Entwicklung von Erwachsenen ist gereift, befreit die Puppe selbst und schwimmt auf der Wasseroberfläche, wo die Erwachsenen aus dem Puppen exuviae entstehen. Die exuviae mit Luft füllt, und auf Grund eines äußeren Wachsschicht der Oberhaut, bleibt es schwimmt auf der Wasseroberfläche, bis Bakterien beginnen, um die Wachsschicht zu zersetzen.

Wasserströmungen oder Wind Konzentrat schwimmPuppen exuviae in Bereiche der Akkumulation, wie beispielsweise in dem Ufervegetation oder umgestürzte Bäume Kontakt mit der Wasseroberfläche bilden, in 2A dargestellt. Ein Larvenschale und Sieb kann zum Puppen sammeln & sein# 160; aus diesen natürlichen Akkumulationsbereiche und Bewertung der Entstehung Chironomidae aus einem breiten Spektrum von Mikrohabitaten, wie in 2B gezeigt. Für bestimmte Anwendungen ist es wichtig, um Proben in einem einheitlichen, standardisierten Weise zu sammeln, so dass Vergleiche zwischen verschiedenen Probenstellen oder über die Zeit bei einem gegebenen Probenstelle erfolgen. Zehn-Minuten-Sammelperioden sind gezeigt worden, um eine angemessene Bewertung der Zuck relative Häufigkeit 3,25 bereitzustellen. B. Ferrington et al. 3 untersucht Entstehung Schätzungen der Spezies Chironomus riparius und fanden, dass die Schätzungen nicht wesentlich variieren nach 12 Wanne eintaucht wurden analysiert. Innerhalb von 10 min Erfassungszeitraum, viele mehr als 12 Dips sind in der Regel erhalten, so sind wir zuversichtlich, dass die Mehrheit der vorkommenden Arten in einer Probe zu erreichen wird in diesem Zeitraum erfasst werden. 3

Sobald SFPE Proben gesammelt wurden, aufgenommen und sortiert, specimens sind Rutsche für Gattung oder Art Identifikation und Schaffung von Belegexemplare montiert. Beschriftung der Objektträger mit geeigneten Ort, Sammlung und Identifizierungsinformationen wird empfohlen, wie in Abbildung 3. In der Regel zeigt der Ortschaft Label Informationen über das Land, Bundesland, Gewässer, GPS-Koordinaten, Studienort ID, Sammeldatum und den Namen des Person, die die Probe gesammelt. Darüber hinaus wird dieses Label haben eine einzigartige Foliennummer für jeden Objektträger angebrachten Probe. Das Typenschild zeigt die Gattung und Art (wenn zutreffend) Identifikation und Name der Person, die die Probe identifiziert.

Puppen exuviae müssen richtig präpariert und werden für die Gattung Identifikation und Gutschein Probenvorbereitung ausgerichtet. 4A zeigt die korrekte Rückenseite bis Puppen exuviae Platzierung auf der Folie. Während der Platzierung auf den Objektträger können die Proben zunächst nicht liegen dorsalen Seite, weil sie cylind sindrische in Form und oft mit Ethanol und Luftblasen gefüllt. Deshalb mit einer Pinzette oder einer Dissektion Sonde leicht den Bauch zu komprimieren in die Euparal Richtung der Objektträger vorgeschlagen. Compression sollte die Probe in Dorsalansicht orientieren und zu vertreiben die meisten der Äthanol und Luftblasen. 4B zeigt die Präparation, die die Cephalothorax aus dem Bauch trennt. In dieser Sektion ist es typisch für Anfänger, um den Bauch zwischen der ersten und zweiten Unterleibssegment reißen. Vorsicht ist bei der Aufrechterhaltung der erste Bauchabschnitt mit dem Rest der Bauch gelegt werden. 4C zeigt die richtige Ausrichtung der Präparation und der Puppen exuviae vor der Positionierung des Deckglases. Für einige Proben, kann es schwierig sein, den cephalothorax öffnen, so daß das Nahtkanten auf entgegengesetzten Seiten und der cephalothorax in ventral orientiert. Auch eine leichte dorsoventral Kompression des Cephalothorax um dieses Placement erreichennt empfohlen.

Sammlungen von SFPE wurden erfolgreich in städtischen Seen in Minnesota zur Anhäufung von Arten (5A) und Gattung Reichtum (5B) und kumulative Artenzusammensetzung entlang eines Gradienten der mittlere Phosphorkonzentration zu bestimmen / bedeuten See Tiefe (Abbildung 6) 23. Basierend auf diesen Ergebnissen wird ein Proof-of-Concept-Studie hat für die Langzeitüberwachung von Chironomidae in Bezug auf den Klimawandel in Sentinel-Seen in Minnesota (implementiert http://midge.cfans.umn.edu/research/biodiversity/chironomidae -slice-Seen / ). Rufer und Ferrington 23 festgestellt, dass vier Proben pro SFPE See pro Saison erholt die Mehrheit der Zuck Gemeinschaft und erfasst wichtige jahreszeitlichen Schwankungen in städtischen Seen (5A, B). In allen 16 Seen, enthalten April Proben different Taxa als von Mai bis September Proben. Daher ist in Nord-gemäßigten Regionen, Probenahme vier Mal pro Saison wird empfohlen, mit einer Probe im April und drei Proben zwischen Mai und September. Jedoch für unterschiedliche geographische Bereiche und Klimata die Probenahmeverfahren sollte in den Bereich maßgeschneidert werden, um den Teil der Gemeinde gesammelt maximieren.

Abbildung 1
Abbildung 1. Zucklebenszyklus. Es gibt vier Lebensstadien, Ei, Larve, Puppe und Erwachsenen, in der Zucklebenszyklus. Weibliche Erwachsene legen ihre Eier auf der Oberfläche des Wassers. Eier sinken auf den Boden und in der Regel in mehreren Tagen schlüpfen zu einer Woche. Nach dem Verlassen der Eimasse, Larven in den Schlamm eingraben oder konstruieren Röhrchen in der sie leben, Futtermittel und zu entwickeln. Larven verwandeln sich in Puppen, während immer noch in ihren Röhren. Nach der Verpuppung, Puppen aktiv auf der Oberfläche des SchwimmWasser und Erwachsenen ergeben sich aus der Puppen exuviae. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 2
Figur 2 Beispiele für einen Bereich SFPE Akkumulation und Feldsammeltechniken in einem Strom. (A) Ein Beispiel, wo SFPE würde vor einem log akkumulieren. Das weiße, schaumartiges Material ist eine Kombination aus organischen Stoffen, wie Makrophyten und Algen, und kann Hunderte bis Tausende von Puppen exuviae enthalten. (B) Ein Beispiel, wie ein Sammler würde ein Sieb und Larvenschale zu SFPE aus den Anrainer Ufer des Baches zu sammeln verwenden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 3
Abbildung 3. Schematische Darstellung der Standorte Schiebe Datum und Ort Etikett (links), Typenschild (rechts), und Schlitten montiert Puppen exuviae unter Deckglas (Mitte). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 4
Abbildung 4. Schritt-für-Schritt Puppen exuviae Dissektion und Orientierung. (A) Unzerpuppen exuviae (Cephalothorax und Bauch mit Segmenten in Rückenansicht nummeriert). (B) seziert Puppen exuviae (Cephalothorax und Bauch in Rückenansicht). (C) seziert und orientiert Puppen exuviae (Cephalothorax: ventrale Darstellung; Bauch:. Dorsalansicht) Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 5
Abbildung 5: Taxonomische Akkumulation Kurven für SFPE Proben aus 16 städtischen Seen in Minnesota gesammelt. Für beide Platten, jeweils farbige Linie eine der 16 Seen. Siehe Rufer und Ferrington 23 für eine detaillierte Beschreibung der Eigenschaften jedes See. Jeder Datenpunkt stellt einen monatlichen 10-min SFPE Probe entlang der Küste in Windrichtung in den eisfreien Monaten 2005 (April bis Oktober) gesammelt. A) Species Akkumulation Kurven für SFPE Proben. B) Genus Akkumulation Kurven für SFPE Proben. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version zu sehen thiWert.

Figur 6
Abbildung 6: über ein Gefälle von See aus mehreren chemischen SFPE Proben als Funktion der mittleren epilimnetic Phosphorkonzentration (ug / l) über mittlere See Tiefe (m) von 16 städtischen Seen in Minnesota erkannt Kumulative Arten. Jeder Datenpunkt stellt eine der 16 Seen; Seen sind vom niedrigsten zum höchsten mittlere Phosphor sortiert / mittlere Tiefe. Siehe Rufer und Ferrington 23 für eine detaillierte Beschreibung der Eigenschaften jedes See. Kumulierte Anzahl der Arten angetroffen zunimmt, wenn das Verhältnis der mittlere Phosphorkonzentration über meine See Tiefe zunimmt.

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Discussion

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Die wichtigsten Schritte für eine erfolgreiche SFPE Probensammlung, Kommissionierung, Sortierung, Schienenführung und Identifikation sind: (1) Lokalisieren Gebieten mit hohem SFPE Akkumulation im Untersuchungsgebiet während der Feldsammlung (2A); (2) langsames Abtasten der Inhalt der Petrischale für die Detektion aller SFPE während der Probensammeln; (3) Entwicklung der erforderlichen manuellen Geschicklichkeit, um die Cephalothorax aus dem Bauch während der Schienenführung (4A) zu zerlegen; und (4) die Anerkennung Schlüssel morphologische Merkmale von Zuckpuppen exuviae um korrekt zu Gattung identifizieren.

Erkennen Gebieten mit hohem SFPE Akkumulation (2A) ist der wichtigste Schritt bei der erfolgreichen SFPE Probensammlung. Puppen exuviae werden in Wasserpflanzen oder menschlichen Strukturen wie Bootsrampen gefangen und Wellen konzentrieren schwimmenden Materials in offshore "Schwaden" 30. Für größere Gewässer,die Identifizierung von Naturräumen der Akkumulation kann verlangen Ortung Studienzentren anhand von Windmuster oder mit Wasserfahrzeugen zugänglichen Bereichen, wo Puppen exuviae sind anzuhäufen. Eine Probe mit einer ausreichenden Anzahl von SFPE muss gesammelt, um das Vorhandensein von Schwellenarten zu erkennen und schätzen die relative Häufigkeit der einzelnen Arten mit hoher Genauigkeit durchzuführen. Während der Probensortierung, ist es notwendig, sich langsam zu scannen der Petrischale mehrere Male für kleinere (3-6 mm in der Länge), leicht pigmentiert Proben. SFPE oft halten Sie sich an Algen, Blätter, Stöcke, Samen und Blumen, und daher kann nicht während der anfänglichen Scan erfasst werden. Auch dieses Protokoll erfordert eine sorgfältige Präparation und Schienenführung des Cephalothorax aus dem Bauch für Gattung Identifikationen (4A). Verwenden spitzen Pinzette und / oder Dissektion Sonden exuviae zwischen dem ersten und Cephalothorax Abdominalsegment sezieren. Schließlich kann Gattung Identifizierung schwierig für neue Taxonomen sein.Nehmen Sie sich Zeit, um die Morphologie und Terminologie der Zuck Puppen vor Beginn der Proben zu identifizieren Gattung zu studieren. Siehe Wiederholm 28 und Ferrington, et al. 5 für Schlüssel und Diagnosen von Zuck Gattungen. Wenn Identifizierung Fähigkeiten sind ein Anliegen ist, können alle Objektträger oder eine Teilmenge der Belegexemplare an ein Labor mit den entsprechenden Fähigkeiten geschickt werden.

Basierend auf gestaffelte Erwachsenen Emergenzen in den meisten Gemeinden werden mehrere Stichproben Veranstaltungen beraten und für Langzeitstudien, kann ein Pilotprojekt die nützlichsten Abtastzeiten vor der Fertigstellung Methoden zu bestimmen. Auch mit mehreren saison gezielte Probenahme Veranstaltungen wird ein Teil der Gemeinschafts unentdeckt bleiben, auch wenn diese oft seltene Taxa 31. Für Abtastfrequenz Empfehlungen finden Bouchard und Ferrington 9 für Bäche und Rufer und Ferrington 23 Seen. Die größte Sorge in Bezug auf Stichprobenmethodik betrifft SFPE Schwebehöhe. In Strömen, ist typisch Drift zwischen 50-250 m, während in größeren Flüssen exuviae kann bis zu 2 km 30 zu bewegen. Feld deutet darauf hin, dass fünfzig Prozent oder mehr der exuviae nicht verdrängen mehr als 100 Meter stromabwärts von dem sich der Erwachsene 20 austritt. Wenn also eines sammelt SFPE über eine Probe Reichweite von 500 Meter stromabwärts von einem vermuteten Schadstoffquelle, ist es wahrscheinlich, dass die meisten der gesammelten Exemplare fertig ihres Lebenszyklus in der vermuteten Aufprallzone 25. In Seen, Teiche und Pools werden Puppen exuviae mit Oberflächenströme bewegen und häufig sammeln sich in großer Zahl auf der Leeseite des Gewässers.

Obwohl kostengünstig, es mögliche Beschränkungen bei diesem Verfahren verbunden sind, einschließlich: (1) die Unfähigkeit von Mikrohabitaten Larven 32 genutzt wird; (2) die Unfähigkeit, wichtige Lebenszyklus Ereignisse und Larvenstadium Dauer vor dem Schlüpfen zu bewerten, da ist oft voltinismen schwierig zu bestimmen, 7; (3) starke saisonale Schwankungen zu Assemblagen erkannt 30; (4) eine Voreingenommenheit gegenüber Spezies mit leicht chitinized exuviae, die brechen oder Senke mit einer schnelleren Rate 33; (5) nicht in der Lage, Proben zu Spezies zu identifizieren, wenn Puppen und adulten Männchen zuvor nicht zugeordnet 5; und (6) die Schwierigkeit der Schätzung der Flächendichte oder Biomasse.

Wie oben beschrieben, sind Puppen exuviae zu den nützlichsten und kosteneffiziente Lebensphasen, in aquatischen Biomonitoring-Studien 5 enthalten. Zukünftige Studien, um die Verfahren zu verbessern SFPE gehören Tests: (1) entsprechende Wiederholungen; (2) Teilstichprobe Größen; (3) entsprechende Häufigkeit der Probenahme Ereignisse je nach Ort und Wasserkörpers von Interesse; und (4) Untergang und Abbauraten für exuviae unter verschiedenen Bedingungen von Temperatur, Feuchtigkeit, Zersetzer Inokulation und mechanischen Störungen. Darüber hinaus sollten künftige Studien Verfeinerung umfassenmolekularbasierten Identifikationstechniken wie DNA Barcodes auf Puppen exuviae mit Larven und Erwachsene 34-35 zuzuordnen.

Hier wir beschrieben haben Zuck SFPE Probenahme, Laborverarbeitung, Schienenführung und Gattung Identifizierung im Detail. Die SFPE Verfahren ist effizient für die Bewertung vielfältig, verbreitet Zuck Gemeinden und kann benthischen Proben in Studien von biologischen Reaktionen auf sich verändernde Wasserqualität zu erhöhen. Diese kostengünstige, alternative RBP bietet mehrere deutliche Vorteile, die sie besonders geeignet für großflächige machen Analysen, wiederholte Probenahme Ereignisse über einen längeren Zeitraum umfassen.

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Disclosures

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Acknowledgments

Die Finanzierung für die Komposition und Veröffentlichung dieses Papiers wurde durch mehrere Finanzhilfen und Aufträge an die Chironomidae Research Group (LC Ferrington, Jr., PI) in der Abteilung Entomologie an der Universität von Minnesota, um Nathan Roberts für den Austausch von Feldarbeit Fotografien als Zahlen verwendet wird. Dank in dem Video mit dieser Handschrift verbunden.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ethanol Fisher Scientific S25309B  70-95%
Plastic wash bottles Fisher Scientific 0340923B
Sample jar Fisher Scientific 0333510B Glass or plastic, 60-mL recommended
Testing sieve Advantech 120SS12F 125-micron mesh size
Larval tray BioQuip 5524 White
Stereo microscope
Glass shell vials Fisher Scientific 0333926B 1-dram size
Plastic dropper Thermo Scientific 1371110 30 to 35 drops/mL
Fine forceps BioQuip 4524 #5
Petri dish Carolina 741158 Glass or plastic
Multi-well plate Thermo Scientific 144530 Glass or plastic
Glass microslides Thermo Scientific 3010002 3 x 1 in.
Glass cover slips Thermo Scientific 12-519-21G Circular or square
Euparal mounting medium  BioQuip 6372B
Pigma pen BioQuip 1154F Black
Probe BioQuip 4751
Kimwipes Kimberly-Clark Professional™ 34120

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Die Nutzung Chironomidae (Diptera) Oberflächenschwimm Pupal Exuviae als schnelle Bioassessment Protokoll für die Wasserkörper
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Kranzfelder, P., Anderson, A. M., Egan, A. T., Mazack, J. E., Bouchard, Jr., R. W., Rufer, M. M., Ferrington, Jr., L. C. Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies. J. Vis. Exp. (101), e52558, doi:10.3791/52558 (2015).More

Kranzfelder, P., Anderson, A. M., Egan, A. T., Mazack, J. E., Bouchard, Jr., R. W., Rufer, M. M., Ferrington, Jr., L. C. Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies. J. Vis. Exp. (101), e52558, doi:10.3791/52558 (2015).

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