Introduction
Descelularização e recelularização pode permitir a geração de órgãos funcionais, transplantáveis in vitro 1. Ao remover as células e material antigénico (por exemplo., ADN, epítopos alfa-Gal) de um órgão, a matriz extracelular ou menos não-imunogénico (ECM) pode ser obtido. Esta matriz conserva a microanatomy tridimensional de um órgão e podem servir como a biomatriz ideal para o repovoamento com células de uma origem diferente, possivelmente xenogénico 2. Assim, uma matriz de fígado de rato descelularizado poderia ser repovoada com células de fígado humano. Este micro-fígado humanizado poderia servir como um modelo ex vivo para a pesquisa sobre doenças (por exemplo., Doenças metabólicas, doenças virais inatos ou neoplasias) ou para testes pré-clínicos farmacêutica 3.
Vários protocolos diferentes para perfusão de fígado de rato decellularization já foram publicados 4-13. Em todos os protocolos, decellularção foi conseguida por perfusão de detergentes iónicos ou não-iónicos alcalinas através da veia portal canulada. Para o melhor de nosso conhecimento, fomos o primeiro grupo a relatar rato decellularization fígado por perfusão seletiva através da veia portal e / ou o rato artéria hepática 14. Activar a perfusão selectiva dos diferentes sistemas vasculares no fígado pode permitir melhores resultados decelularização e, além disso, podem desempenhar um papel importante no repovoamento celular.
No estudo detalhado aqui, fígados foram perfundidos em um dispositivo de perfusão proprietária feitos sob medida, permitindo a perfusão sob condições de pressão oscilantes. Estas condições de pressão imitar a perfusão fisiológica respiratória dependente do fígado: in situ, o fígado paira sob a cópula do diafragma, cujo movimento durante a respiração tem um impacto direto sobre a perfusão hepática. Inspiração conduz especificamente a redução do diafragma e apertando do fígado, optimizandosaída hepato-venoso, enquanto que leva a expiração do fígado elevação e abaixamento da pressão intra-abdominal para optimizar o fluxo venoso portal-15.
O nosso objectivo foi avaliar se a condições de pressão oscilante tem um impacto sobre a homogeneidade de fígado de rato descelularização perfusão intra-abdominais, imitando as condições ex vivo. A homogeneidade do processo de descelularização pode ser um fator subestimado na perfusão descelularização. Todos os agentes conhecidos utilizado para a descelularização fígado provocam alterações nas ECM. Células em áreas mal perfundidos permanecer dentro da ECM, ao passo que outras áreas já estão completamente descelularizados. Para se dissolver as células restantes, a duração ou a pressão de perfusão deve ser elevada, fazendo com que mais alterações às áreas bem perfundidos. Assim, detergentes para a descelularização deve ser distribuído de forma homogénea dentro do órgão.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Os animais foram mantidos no Centro de Medicina Experimental (FEM, Charité, de Berlim, Alemanha), e todos os protocolos experimentais foram revistos e aprovados pela Secretaria de Estado da Saúde e Assuntos Locais (LAGeSo, Berlim, Alemanha; Reg. No. 0365 O / 11).
Colheita 1. Fígado
- Preparação pré-cirúrgica
- Use uma placa de cortiça para fixação. Coloque uma cortina médico sobre a placa. Usando quatro agulhas, fixar uma máscara de inalação na placa de cortiça para narcose intraoperatória inalação.
- Prearrangement do Portal venosa cânula
- Conecte-se um cateter venoso periférico (G 20) a uma torneira de três vias. O cateter venoso deve ser cortado obliquamente, com um comprimento de aprox. 1,5 cm.
- De-ar do sistema usando uma seringa de 10 ml cheia com solução de Ringer. É muito importante para cuidadosamente-air de embolia gasosa, porque pode afetar negativamente o decellularization perfusão.
- Prearrangementda cânula arterial
- Usar uma cânula borboleta e cortar a agulha com um comprimento de 5 mm. Instale um tubo de 5 centímetros (ID 0,58 milímetros; OD 0,96 milímetros) para a agulha 5 mm e corrigi-lo com supercola. Inserir um tubo 2 cm de comprimento (ID 0,28 milímetros; OD 0,61 milímetros) para dentro do tubo maior e corrigi-lo com supercola.
- Deslizamento outro tubo sobre essa construção como um pilar e corrigi-lo com supercola. De-ar da cânula arterial com uma seringa de 5 ml cheio com solução de Ringer.
- Anestesia e Analgesia
- Induzir narcose do rato na câmara de indução da anestesia de 3,5% de isoflurano em oxigénio a um caudal de 1,5 L / min.
- Para assegurar a analgesia segura durante a operação, metamizol injectar (100 mg / kg de massa corporal) e a cetamina em dose baixa / medetomidina (10 mg / 0,1 mg por kg de massa corporal) por via intraperitoneal.
- Fornecer 1,5% de isoflurano em 1 L / min de oxigênio via máscara de inalação para posterior manutenção da anestesia cirúrgica.
- Arranjos pré-operatórios <ol>
- Raspar o abdômen liberalmente com uma máquina de corte elétrica. Humedecer o local da incisão no abdómen rapado com etanol a 70% para desinfecção.
- Colocar o animal em decúbito dorsal sobre a placa preparado, insira a cabeça para dentro da máscara de inalação e corrigir os membros com fita adesiva médica e pinos. Retire o excesso de etanol e de pele com uma compressa de gaze.
- Avaliar a profundidade da anestesia, observando a freqüência respiratória. Quando a anestesia parece suficientemente profundo (40-60 respirações / min), verifique se a analgesia é suficiente, tentando provocar o reflexo toe pitada usando uma pinça cirúrgica para comprimir a pele entre os dedos de ambas as patas traseiras.
- Adicione uma incisão mediana na parede abdominal caudal acima da bexiga. Cortar a partir deste ponto para ambos os arcos hipocôndrios de uma maneira em forma de V. Tome cuidado para não cortar o diafragma. Puxe a parede abdominal corte sobre o peito. Fixar o xifóide com uma braçadeira Overholt, puxe-cranial e corrigi-lo com um elástico. Use cotonetes molhados para evacuar o intestino. Enrole intestino em uma atadura de gaze molhada. Além disso, cobrir todas as margens abdominais com compressas húmidas.
- Dissecar o ligamento falciforme. Use uma atadura de gaze molhada para manter os lobos hepáticos medial e cranial esquerda sob a cúpula do diafragma. Expor o ligamento hepatoduodenal eo lóbulo do fígado omental superior.
- Use duas micropinças e tesoura primavera para dissecar cuidadosamente o ligamento anexado ao lobo omental superior até que o lobo é móvel. Mova o lobo usando cotonetes molhados sob a compressa de gaze, segurando os lobos medial e deixados no local.
- Depois de mobilização do lóbulo do fígado omental superior, passar do estômago para a esquerda. Fixar o estômago com uma braçadeira e dissecar o omento menor com micropinças e os tesoura primavera.
- Mobilizar a omentos menorl lóbulo do fígado até que ele é móvel e, posteriormente, mover o lobo de volta em sua cavidade. Usar uma braçadeira Backhaus para reter o duodeno. Mover o duodeno para a esquerda para esticar e expor o ligamento hepatoduodenal. Circunscrever o ducto biliar comum no ligamento hepatoduodenal esticado.
- Dissecar o ducto biliar do tecido adiposo e no pâncreas. Corte o ducto biliar 1,5 cm do bifurcação do ducto biliar. Dissecar a veia porta a partir do tecido adiposo circundante. Expor a veia gastroduodenal.
- Ligadura da veia gastroduodenal duas vezes com seda 6-0 e dividir a veia entre as duas ligaduras. Dissecar o tronco celíaco e da artéria hepática comum do tecido circundante até que todos rami arterial são revelados.
- Libertar a artéria gastroduodenal a partir do tecido circundante. Ate a artéria gastroduodenal duas vezes com seda 6-0, com os laços distantes um do outro. Dissecção da artéria gastroduodenal entre as duas ligaduras.
- Libere a artéria esplênicaa partir do tecido circundante. Amarre a artéria esplênica duas vezes com seda 6-0, com os laços distantes uns dos outros. Dissecção da artéria esplênica entre as duas ligaduras.
- Libertar a artéria gástrica esquerda a partir do tecido circundante. Amarre a artéria gástrica esquerda duas vezes com seda 6-0, com os laços distantes uns dos outros. Dissecção da artéria entre as duas ligaduras.
- Circunscrever a veia cava inferior entre o rim direito e no lobo hepático lateral direito. Dissecar a veia do espaço retroperitoneal. Expor a aorta, seguindo o tronco celíaco.
- Dissecar o tecido adiposo retroperitoneal. Injectar 1000 IE de heparina em 1 ml de solução salina na veia cava inferior. Retrair a cânula e fechar a incisão com um algodão. Espera 1-2 min para o efeito sistémico de heparina.
- Circunscrever a aorta com uma pinça. Dissecar a aorta e desangrar o rato. Além disso, dissecar a veia cava inferior distalmente a partir do rim.
- Faça uma incisão na boca peixe na veia portal distal. Abra a incisão com uma pinça e canular a veia porta. Lave o fígado com 20 ml de solução de Ringer até os descolore fígado e fixar a cânula com ligaduras de seda (6-0).
- Dissecar a aorta acima do tronco celíaco. Libere o segmento de aorta a partir do espaço retroperitoneal. Corte o segmento de aorta longitudinalmente para gerar um remendo aórtico. Insira a cânula auto-construído em um suporte estático.
- Use uma pinça para deslizar 2 a correção da aorta através da cânula. Ligadura da artéria hepática com seda 6-0 sobre a cânula e corrigir o patch no pilar.
- Abra o diafragma, fazer uma incisão circular e dissecar o fígado a partir das estruturas circundantes.
- Store o fígado num tanque estéril de 500 ml cheio com 350 ml de solução de Ringer até à sua utilização.
2. As soluções de detergentes
- Solução Triton X-100 estoque 10%
- Encha uma garrafa de 1000 ml com 900 ml água destilada. e adiciona-se 100 ml de Triton X-100 (99,9%). Usar um agitador para dissolver o Triton X-100. Encha a garrafa com água destilada. até um volume total de 1000 ml foi atingido.
- 1% de Triton X-100
- Adiciona-se 100 ml da solução de reserva (10%) a um frasco de 1000 ml. Adicionar 900 ml de água destilada. e agitar o frasco duas vezes. Filtra-se a solução a 1% de Triton X-100 através de um filtro estéril.
- SDS a 10% da Solução
- Encha uma garrafa de 1000 ml com 900 ml água destilada. e adicionar 66,99 g de SDS (99,9%, densidade 0,67). Usar um agitador para dissolver o SDS. Encha a garrafa com água destilada. até um volume total de 1000 ml foi atingido.
- SDS a 1%
- Adiciona-se 100 ml da solução de reserva (10%) de um bot de 1000 mlTLE. Adicionar 900 ml de água destilada. e agitar o frasco duas vezes. Filtra-se a solução de SDS a 1%, através de um filtro estéril.
3. Decelularização
- Set-up de Perfusão Dispositivo
Figura 1:. Esquema do aparelho de perfusão para a Seletiva Arterial e Venoso Portal Perfusão de quatro fígados de rato sob oscilantes Condições Pressão (. Modificado a partir Struecker et al 14)
- Vincular o dreno para uma torneira de três vias e uma extensão Heidelberger para regular o nível de preenchimento e preencha o reactor com 500 ml de NaCl 0,9%.
Figura 2:. Esquema da perfusão set-up Ligar a câmara de perfusão (1,400 centímetros 3) (1) à extremidade distai (4) do borbulhador (5) através do acesso venoso portal (2) ou por meio da ac arterialcesso (3). O borbulhador (5) deve ser equipado com uma obturação (4), na extremidade distai e uma abertura (6). Ligue o borbulhador (5) para uma extensão de Heidelberger (7). Ligar a extensão Heidelberger para o segmento de bomba (8). Além disso, ligar o segmento de bomba (8) para o outro ramal de Heidelberger (9). Inserir a última extensão Heidelberger (9) para dentro do frasco de detergente (10). Ligue o respirador (11) para a câmara de perfusão (ou para o distribuidor de pressão no caso de múltiplas perfusões). Para drenar os fluidos do reator, conecte a saída para o frasco de resíduos (12).
- Inserir o segmento de bomba para dentro da bomba. Iniciar a bomba para encher o ciclo com PBS, fechar a extremidade distal do borbulhador e abrir o respiradouro. Quando o fundo da bolha está firmemente coberto com PBS (03/02 centímetros), a fechar a abertura e abrir a extremidade distal do borbulhador.
- Instalação de fígado
- Ligar a torneira de três vias da cânula da veia porta para o reactor de acesso relacionados. CONECTE da cânula arterial para o acesso arterial. Tenha cuidado para garantir que nenhum ar entra nos sistemas.
- Aplicação de oscilantes Condições Pressão
- Use uma máscara com uma frequência de 15 bpm e uma amplitude de 26 mbar (min. 4 mbar, 30 max. Mbar). Ligue o respirador para a câmara de distribuição de pressão e ligar a câmara ao reactor. Iniciar a aplicação de pressão.
- Decelularização Protocolo
- Execute as etapas de perfusão com um caudal de 5 ml / min. Iniciar a descelularização com a perfusão do fígado com 1% de Triton X-100 durante 90 min. Permitir effluence resíduos através do fluxo de saída do dispositivo de perfusão para manter o nível do fluido no interior da câmara de perfusão e constante sobre o fígado perfundido. Após 90 min, alterar o detergente a 1% de SDS.
- Execute as etapas de perfusão com um caudal de 5 ml / min. Iniciar a descelularização com a perfusão do fígado com 1% de Triton X-100 durante 90 min. Permitir effluence resíduos através do fluxo de saída do dispositivo de perfusão para manter o nível do fluido no interior da câmara de perfusão e constante sobre o fígado perfundido. Após 90 min, alterar o detergente a 1% de SDS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
A homogeneidade e, assim, a eficácia de diferentes protocolos de decelularização foram avaliadas por observação macroscópica, análise histológica e análise do conteúdo de ADN permanecendo dentro do fígado descelularizados matrizes. Além disso, a carcaça corrosão foi realizada para visualizar a microanatomia intacta de fígados após a descelularização.
Macroscopia
Durante decellularization, fígados tornar Lucent, indicando a remoção de conteúdo celular. Fígados perfundidos através da veia porta mostrou elucidação não homogéneo (e, portanto, a descelularização), com células restantes macroscopicamente visíveis durante e após a descelularização (setas brancas). Fígados perfundidos pela artéria hepática mostrou um curso decellularization mais homogênea e não há células restantes visíveis. Se os fígados foram perfundidos com a aplicação de condições de pressão oscilante, não há células restantes eram visíveis, independentemente da via de perfusão.
Figura 4: Os resultados macroscópicos de Rat Liver Decelularização sem oscilante Condições Pressão. Esquerda: de fígado de rato descelularizados através da artéria hepática. O fígado aparece Lucent, sem células restantes macroscopicamente visíveis. Direita: fígado perfundido através da veia porta. O fígado parece não homogeneamente descelularizados, com células macroscopicamente visível
Figura 5: resultados macroscópicos de rato decellularization fígado sob condições de pressão oscilantes. Esquerda: de fígado de rato descelularizados através da artéria hepática. Direita: fígado perfundido através da veia porta. Ambos os fígados aparecer Lucent, sem células restantes visíveis.
A avaliação histológica
A avaliação histológica de descelularizados apoio matrizes de fígadoed os achados macroscópicos. Os fígados per fundidos através da artéria hepática não apresentaram células restantes, independentemente do facto de os ratos foram perfundidos sob condições de pressão oscilante. Fígados perfundidos através da veia porta mostrou zonas de células restantes, mesmo se eles foram perfundidos com a aplicação de condições de pressão oscilante. No entanto, a aplicação de condições de pressão reduzida de oscilação da massa de células remanescente em fígados perfundidos através da veia porta. O ECM dos fígados foi conservada, sem diferenças visíveis em todos os protocolos aplicados.
Figura 6: H / E Coloração de descelularizados fígado Matrizes. AP: matriz fígado descelularizado perfundido através da artéria hepática, sem condições de pressão oscilante. A + P: matriz fígado decelularizado perfundido através da artéria hepática em condições de pressão oscilantes. PA-P: fígado decelularizado matrix perfundidos através da veia porta, sem condições de pressão oscilante. PA + P: matriz fígado descelularizado perfundidos através da veia porta, em condições de pressão oscilante. Setas: Restantes grupos de células.
Teor de ADN
O conteúdo de DNA por peso seco de matriz fígado diminuiu em todos os grupos experimentais em comparação com a de fígado nativo, embora as diferenças só foram estatisticamente significativa nos grupos perfundidos em condições de oscilação de pressão (PV + P; A + P). A menor quantidade de DNA por peso seco foi encontrada nos fígados perfundidos pela artéria hepática sob oscilantes condições de pressão.
Figura 7: Conteúdo DNA Per seco Peso de fígado Matrix (modificado de Struecker et al 14.). Fígados descelularizados via o show artéria hepática menos restante DNA do que os orvalhard através do portal veia fazer. Fígados perfundidos sob condições de pressão oscilantes mostrar DNA menos do que os restantes descelularizados sem essas condições fazem. Assim, os fígados per fundidos através da artéria hepática sob condições de pressão oscilante mostrar o conteúdo mínimo de ADN restante.
Corrosão Fundição
Fundição por corrosão de matrizes de fígado descelularizados confirmou que o microanatomy de fígados (incluindo a estrutura da proteína do sistema venoso portal, o sistema arterial e do sistema biliar) é conservada durante descelularização.
Figura 8: Fotografia de uma fundição por corrosão de um Rat Liver Matrix Descelularizados (modificado a partir Struecker et al 14.). Apesar de a remoção de todas as células, a microanatomia do órgão, incluindo a veia porta (azul) e sistemas arteriais (vermelho), são conservados. A remaining principais ramos do sistema biliar são fundidos em amarelo.
Tabela 1: Grupos experimentais para avaliar o efeito das oscilantes condições de pressão e a via de perfusão em Rat Liver Decelularização.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Embora a técnica apresentada para a colheita de fígado de rato e descelularização é facilmente reprodutível, existem certos passos críticos a serem considerados:
Durante a preparação para a colheita do fígado, é importante para evitar o sangramento grave, porque ele vai activar a coagulação do sangue e podem conduzir à formação de coágulos sanguíneos dentro do fígado. Em nossa opinião, é vantajoso entalhar a aorta abdominal directamente antes da canulação da veia porta, para evitar fluxo de sangue através da artéria hepática durante a perfusão através da veia porta. Uma vez que o fígado é canulada e claramente perfusão, a formação de coágulos de sangue não é mais um problema.
Após a colheita do fígado e o transporte para o aparelho de perfusão, a ligação de fígados para o aparelho de perfusão é um passo particularmente importante porque a entrada de bolhas de gás para dentro do círculo perfusão deve ser evitada para evitar a embolia gasosa. É útil para prefill a válvula de três vias, que is ligado à cânula do fígado, com PBS utilizando uma seringa e uma fina cânula directamente antes de ligar a válvula ao sistema de perfusão.
Após a perfusão for estabelecida, se todos os conectores do tubo, de três vias válvulas e tubos são perfeitamente conectado deve ser re-marcada. Se os fígados foram perfundidos durante períodos de tempo mais longos (por ex., S / N), até mesmo um pequeno erro de ligação pode conduzir a sifonagem ar no sistema de perfusão, conduzindo assim a perfusão resultados fatais.
Os dados apresentados são limitadas pelo fato de que a pressão óptima e a frequência de mudanças de pressão oscilante para os melhores resultados de decelularização permanecem obscuros. Além disso, a perfusão com pressão controlada pode levar a resultados melhores e mais estáveis do que a perfusão de controle de fluxo faz. Perfusão com pressão controlada permite a aplicação de um protocolo de perfusão aos fígados de diferentes tamanhos e pesos, com o mesmo resultado, porque o fluxo será automaticamente be adaptada.
A artéria hepática e na veia porta são significativamente diferentes em termos de tamanho e taxas de fluxo fisiológicas. Assim, uma taxa de perfusão constante (5 ml / min) irá certamente resultar em diferentes pressões de perfusão nos dois sistemas vasculares. Da mesma forma, uma pressão de perfusão constante resultará em diferentes taxas de perfusão. Um método para comparar a eficácia de descelularização através das duas vias de perfusão seria realizar perfusão a pressão de perfusão fisiológicas ou taxas de perfusão através de ambas as vias. No entanto, para tornar os resultados comparáveis no presente estudo, optamos por uma taxa de perfusão constante para ambas as vias. Infelizmente, usando o nosso dispositivo, não fomos capazes de medir a pressão de perfusão dentro de fígados perfundidos.
Nossos dispositivos de perfusão de próxima geração serão menores para minimizar a quantidade de material necessário perfusão. Além disso, dispositivos de bomba vai permitir perfusão com pressão controlada.
ºe apresentado técnica parece muito útil para reprodutível, homogênea decellularization fígado de rato. Se a técnica apresentada é apropriado para recelularização e maturação in vitro de órgãos tem de ser aprofundadas. Se as condições de pressão oscilante tem um impacto sobre as células repopulated será um objecto de outras experiências.
A técnica apresentada é mais sofisticado do que outros dispositivos de perfusão de fígado de rato e mostra várias vantagens: 1) A descelularização homogênea é reprodutível, com bons resultados quando são aplicados oscilantes condições de pressão. 2) O aparelho de perfusão é selada e permite descelularização estéril, que é um pré-requisito para o repovoamento da matriz e perfusão a longo prazo. 3) O protocolo apresentado é mais curta do que outros protocolos publicados mas ainda é muito eficaz. 4) perfusão selectiva da veia porta e da artéria hepática torna repovoamento celular selectiva através de sistemas diferentes possíveis,que pode ser uma ferramenta importante.
O dispositivo de perfusão será aplicada em novos experimentos de decelularização para refinar e otimizar rato decellularization fígado. O efeito de perfusão com pressão controlada irá ser experimentalmente avaliada e comparada com a perfusão de fluxo controlada. A adição de outros elementos (por exemplo., Uma "unidade de diálise", um trocador de calor, um oxigenador) para repovoamento, cultura e experiências de maturação parece possível e razoável para desenvolver ainda mais o dispositivo apresentado.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Self built arterial cannula | |||
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/100 | 0.28 mm ID 0.61 mm OD |
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/200 | 0.58 mm ID 0.96 mm OD |
| Venodrop Safe butterfly catheter | Fresenius Kabi | 3275851 | 21 G |
| portal vein cannula | |||
| Periphereal Venous Catheter | BD | 393224 | BD Venflon Pro 20G |
| Three-way stopcock | smiths medical | 888-101RE | |
| surgery | |||
| Cotton Sticks | Hecht-Assistent | 4302 | |
| Cotton Pads | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | 13H118-03 | |
| Gauze Bandage | Hubei Haige Medical Instruments | 14388 | |
| Ringer Solution | Fresenius Kabi | 13 HKP022 | 1000 ml |
| 10 ml Syringe | Braun | 4606108V | 10 ml/ Luer Solo |
| 5 ml Syringe | Braun | 4606061V | 5 ml /Luer Solo |
| Suture (Silk 6/0) | Resorba | H1F | LOT 105001.81 |
| medical drape | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | D0613011 | |
| surgical instruments | |||
| needle holder | Geuder | 17570 | |
| micro-forceps | Inox-Electronic | 91150-20 | |
| micro-scissors | Martin | 11-740-11 | |
| micro-forceps | S&T | 112314 | |
| Clamp | Aesculap | BH111R | |
| scissors | F S T | 14501-14 | |
| surgical forceps | Aesculap | BD 557 | |
| Decellularisation | |||
| Respirator | Resmed | 14.24.11.0004 | SmartAIR ST |
| Perfusion Device | Charite, medical engineering laboratory | custome-made device | decellularisation device |
| peristaltic pump ismatec reglo ICC | IDEX | ISM4408 | 4-channel |
| heidelberger extension 75 cm | Fresenius Kabi | 2873 | 75 cm |
| MS/CA pump-segment | IDEX | IS 3510 | MS/CA/click'n'go/POM-C |
| CA 2-stopper tube | Pharmed | BPT NSF-51 | |
| bubble trap | custome-made item | ||
| Luer Lock hose connector | Neolab | No. 02-1887 | |
| Detergents | |||
| SDS pellets | Carl Roth | CN30.4 | 2.5 kg |
| Triton X-100 | Carl Roth | 3051.1 | 10 L |
| PBS | Gibco | 14190-094 | DPBS |
| staining | |||
| Eosin 1% | Morphisto | 10177 | |
| Mayer hematoxylin | AppliChem | A4840 | |
| gomori staining | Morphisto | 11104 | |
| AlcainBlue-PAS staining | Morphisto | 11388 | |
| Direct Red 80 | Sigma Aldrich | 365548 | |
References
- Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. Liver support strategies: cutting-edge technologies. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).
- Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).
- Wang, X., et al. Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors. J Biomed Mater Res A. , (2013).
- Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med. 16, 814-820 (2010).
- Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. Method for the decellularization of intact rat liver. Organogenesis. 6, 134-136 (2010).
- Bao, J., et al. Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats. Cell transplantation. 20, 753-766 (2011).
- Baptista, P. M., et al. The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid. Hepatology. 53, 604-617 (2011).
- Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand. J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).
- Soto-Gutierrez, A., et al. A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement. Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).
- De Kock, J., et al. Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool. Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).
- Park, K. M., Woo, H. M. Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats. Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).
- Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng. , (2012).
- Ren, H., et al. Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold. Liver Int. 33, 448-458 (2013).
- Struecker, B., et al. Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions. J Tissue Eng Regen Med. , (2014).
- Struecker, B., et al. Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process. Tissue engineering. Part C, Methods. , (2014).
