Introduction
Décellularisation et recellularization peuvent permettre la génération d'organes transplantables, fonctionnels in vitro 1. En éliminant les cellules et du matériel antigénique (par ex., ADN, des epitopes a-Gal) à partir d'un organe, la matrice extracellulaire non immunogène ou moins (ECM) peut être obtenu. Cette matrice conserve la microanatomie trois dimensions d'un organe et peut servir de biomatrice idéal pour le repeuplement de cellules d'une autre, l'origine xénogénique peut-être deux. Ainsi, une matrice de foie de rat décellularisé peut être repeuplée avec des cellules de foie humain. Ce micro-foie humanisé pourrait servir de modèle ex vivo pour la recherche sur les maladies (par exemple, des maladies métaboliques. Innées, les maladies virales ou malignes) ou pour les tests pharmaceutique préclinique 3.
Plusieurs protocoles différents pour le foie de rat perfusion décellularisation ont déjà été publiés 4-13. Dans tous les protocoles, decellularsation a été réalisée par perfusion de détergents ioniques ou non ioniques alcalins via la veine canulée. Pour le meilleur de nos connaissances, nous étions le premier groupe à signaler rat décellularisation du foie par perfusion sélective via la veine porte et / ou le rat de l'artère hépatique 14. Activation de la perfusion sélective des différents systèmes vasculaires dans le foie peut permettre de meilleurs résultats de décellularisation et, en outre, peut jouer un rôle important dans repeuplement cellulaire.
Dans l'étude détaillée ici, foies ont été perfusés dans un dispositif de perfusion exclusive sur mesure, permettant perfusion dans des conditions de pression oscillants. Ces conditions de pression imitent la perfusion respiratoire dépendant physiologique du foie: in situ, le foie se suspend sous la copule de la membrane, dont le mouvement lors de la respiration a un impact direct sur la perfusion du foie. Inspiration conduit spécifiquement à l'abaissement du diaphragme et pressant du foie, en optimisanthépato-veineuse sortie, tandis expiration conduit à l'élévation du foie et de l'abaissement de la pression intra-abdominale d'optimiser afflux portail 15-veineuse.
Notre objectif était d'évaluer si oscillant conditions de pression ont un impact sur l'homogénéité de foie de rat perfusion décellularisation en imitant les conditions intra-abdominales ex vivo. L'homogénéité du processus de décellularisation peut être un facteur sous-estimé dans la perfusion décellularisation. Tous les agents connus utilisés pour décellularisation de provoquer des altérations du foie à l'ECM. Les cellules dans les zones mal perfusés restent dans l'ECM, alors que d'autres zones sont déjà complètement décellularisée. Pour dissoudre les cellules restantes, la durée de perfusion ou de pression doivent être élevés, causant plus de modifications dans les zones bien irrigués. Ainsi, les détergents pour décellularisation devraient être distribués de manière homogène au sein de l'organe.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Les animaux ont été maintenus à la Facilité pour la médecine expérimentale (FEM, Charité, Berlin, Allemagne), et tous les protocoles expérimentaux ont été examinées et approuvées par l'Office d'Etat de la Santé et des Affaires locales (LAGeSo, Berlin, Allemagne;. Reg n ° O 0365 / 11).
1. Foie récolte
- Préparation pré-opératoire
- Utilisez une plaque de liège pour la fixation. Mettez un drap médicale sur la plaque. En utilisant quatre aiguilles, fixer un masque d'inhalation sur la plaque de liège pour peropératoire inhalation narcose.
- Prédisposition du Portail veineuse canule
- Connecter un cathéter veineux périphérique (G 20) pour un robinet d'arrêt à trois voies. Cathéter veineux doit être coupé obliquement, avec une longueur d'env. 1,5 cm.
- De l'air le système en utilisant une seringue de 10 ml remplie de solution de Ringer. Il est très important de bien désaérer parce embolie gazeuse peut affecter négativement la décellularisation de perfusion.
- Prédispositionde la canule artérielle
- Utilisez une canule papillon et couper l'aiguille à une longueur de 5 mm. Monter un tube de 5 cm (ID 0,58 mm; OD 0,96 mm) à l'aiguille de 5 mm et la fixer avec de la colle. Insérez un tube de 2 cm de long (ID 0,28 mm; OD 0,61 mm) dans le plus grand tube et le fixer avec de la colle.
- Glissez un autre tube sur cette construction comme une butée et le fixer avec de la colle. De l'air de la canule artérielle avec une seringue de 5 ml rempli d'une solution de Ringer.
- Anesthésie et l'analgésie
- Induire une narcose du rat dans la chambre d'induction de l'anesthésie par 3,5% d'isoflurane dans de l'oxygène à un débit de 1,5 L / min.
- Pour assurer une analgésie sécuritaire pendant l'opération, injecter metamizol (100 mg / kg de masse corporelle) et la kétamine à faible dose / médétomidine (10 mg / 0,1 mg par kg de masse corporelle) par voie intrapéritonéale.
- Fournir 1,5% d'isoflurane dans 1 L / min d'oxygène via le masque d'inhalation pour l'entretien ultérieur de l'anesthésie chirurgicale.
- Arrangements préopératoires <ol>
- Raser l'abdomen généreusement avec une cisaille électrique. Humidifier le site de l'incision de l'abdomen rasé de l'éthanol à 70% pour la désinfection.
- Placez l'animal dans la position couchée sur la plaque préparée, insérer la tête dans le masque d'inhalation et de fixer les branches avec du ruban adhésif médical et broches. Enlever l'excès de l'éthanol et de la fourrure avec une compresse de gaze.
- Évaluer la profondeur de l'anesthésie en observant la fréquence respiratoire. Lorsque l'anesthésie semble assez profond (40-60 respirations / min), vérifier si l'analgésie est suffisante en essayant de déclencher le réflexe orteil pincée aide de pinces chirurgicales de pincer la peau entre les orteils des deux membres postérieurs.
- Faire une incision médiane dans la paroi abdominale caudale dessus de la vessie. Couper de ce point à deux arches latérales côtières dans une forme de V. Prenez soin de ne pas couper dans le diaphragme. Tirez sur la paroi abdominale couper sur la poitrine. Fixer la pointe du sternum avec une pince de Overholt, tirez-crânienne et le fixer avec une bande de caoutchouc. Utilisez des cotons-tiges humides d'évacuer l'intestin. Enveloppez l'intestin dans un bandage de gaze humide. En outre, couvrir toutes les marges abdominaux avec une compresse humide.
- Disséquer le ligament falciforme. Utilisez un pansement de gaze humide pour maintenir les lobes du foie médiales et gauche crânialement sous le dôme du diaphragme. Exposer le pédicule hépatique et l'omental lobe du foie supérieure.
- Utilisez deux microforceps et ciseaux à ressort à disséquer soigneusement le ligament attaché au lobe omental supérieure jusqu'à ce que le lobe est mobile. Déplacez le lobe utilisant des cotons-tiges humides sous la compresse de gaze, tenant les lobes médian et gauche en place.
- Après la mobilisation de l'omental lobe hépatique supérieure, déplacer l'estomac vers la gauche. Fixer l'estomac avec une pince et de disséquer l'épiploon mineur avec microforceps et les ciseaux à ressort.
- Mobiliser l'omenta inférieurel de lobe de foie jusqu'à ce qu'il est mobile et se déplacer ensuite le lobe de retour dans sa cavité. Utilisez une pince Backhaus de conserver le duodénum. Déplacez le duodénum vers la gauche pour étirer et exposer le pédicule hépatique. Circonscrire le canal cholédoque dans le ligament hépato étiré.
- On dissèque la voie biliaire principale du tissu adipeux et du pancréas. Couper le canal biliaire 1,5 cm de la bifurcation de la voie biliaire. Disséquer la veine porte du tissu adipeux environnant. Exposer la veine gastro-duodénale.
- Ligaturer la veine gastro deux fois avec de la soie 6-0 et diviser la veine entre les deux ligatures. Disséquer le tronc coeliaque et l'artère hépatique commune du tissu environnant jusqu'à ce que tous rami artérielle sont révélés.
- Libérer l'artère gastro-duodénale du tissu environnant. Attachez l'artère gastro-duodénale deux fois avec de la soie 6-0, avec les liens éloignés les uns des autres. Disséquer l'artère gastro-duodénale entre les deux ligatures.
- Libérer l'artère spléniquedu tissu environnant. Attachez l'artère splénique deux fois avec de la soie 6-0, avec les liens éloignées l'une de l'autre. Disséquer l'artère splénique entre les deux ligatures.
- Libérer l'artère gastrique gauche du tissu environnant. Attachez l'artère gastrique gauche deux fois avec de la soie 6-0, avec les liens éloignés les uns des autres. Disséquer l'artère entre les deux ligatures.
- Circonscrire la veine cave inférieure entre le rein droit et le lobe droit du foie latérale. Disséquer la veine de l'espace rétro-péritonéal. Exposer l'aorte en suivant le tronc cœliaque.
- Disséquer le tissu adipeux rétropéritonéale. Injecter 1,000 IE héparine dans 1 ml de sérum physiologique dans la veine cave inférieure. Rétracter la canule et fermer l'incision avec un tampon de coton. Attendez 1-2 min de l'effet systémique de l'héparine.
- Circonscrire l'aorte avec une pince. Disséquer l'aorte et être exsangue le rat. En outre, disséquer la veine cave inférieure de manière distale depuis le rein.
- Faire une incision poissons-bouche dans la veine distale. Ouvrez l'incision avec une pince et cathétériser la veine porte. Rincez le foie avec 20 ml de solution de Ringer jusqu'à ce que les décolore hépatiques et fixer la canule avec ligatures (soie 6-0).
- Disséquer l'aorte au-dessus du tronc cœliaque. Libérer le segment de l'aorte de l'espace rétro-péritonéal. Couper le segment de l'aorte longitudinalement pour générer un correctif aortique. Insérez la canule construit soi-même dans un support statique.
- Utilisez 2 pinces à glisser le patch aortique au cours de la canule. Ligaturer l'artère hépatique avec de la soie 6-0 sur la canule et fixer le patch à la butée.
- Ouvrez le diaphragme, faire une incision circulaire et de disséquer le foie contre les structures environnantes.
- Store le foie dans un réservoir de 500 ml stérile rempli de 350 ml de solution de Ringer jusqu'à utilisation.
2. détergents Solutions
- Solution à 10% de Triton X-100 actions
- Remplissez une bouteille de 1000 ml avec 900 ml d'eau distillée. et ajouter 100 ml de Triton X-100 (99,9%). Utilisation d'un agitateur pour dissoudre le Triton X-100. Remplir la bouteille avec de l'eau distillée. jusqu'à un volume total de 1000 ml soit atteinte.
- 1% de Triton X-100
- Ajouter 100 ml de la solution mère (10%) pour une bouteille de 1000 ml. Ajouter 900 ml d'eau distillée. et secouer deux fois la bouteille. Filtrer la solution à 1% de Triton X-100 à travers un filtre stérile.
- 10% de SDS Stock Solution
- Remplissez une bouteille de 1000 ml avec 900 ml d'eau distillée. et d'ajouter 66,99 g SDS (99,9%, la densité de 0,67). Utiliser un agitateur pour dissoudre le SDS. Remplir la bouteille avec de l'eau distillée. jusqu'à un volume total de 1000 ml soit atteinte.
- 1% de SDS
- Ajouter 100 ml de la solution mère (10%) à un 1000 ml botTLE. Ajouter 900 ml d'eau distillée. et secouer deux fois la bouteille. Filtrer la solution à 1% de SDS à travers un filtre stérile.
3. Décellularisation
- Set-up de perfusion périphérique
Figure 1:. Schéma de l'appareil de perfusion pour l'artériopathie sélective et Portal veineuse perfusion des Quatre Rat Livers sous oscillants Conditions de pression (. Modifié depuis Struecker et al 14)
- Relier le drain à un robinet à trois voies et une extension Heidelberger pour réguler le niveau de remplissage et remplir le réacteur avec 500 ml de NaCl 0,9%.
Figure 2:. Schéma de la perfusion set-up Lier la chambre de perfusion (1400 cm 3) (1) à l'extrémité distale (4) du piège à bulles (5) via l'accès veineux portal (2) ou via l'ac artérielleprocessus (3). Le piège à bulles (5) doit être équipé d'une obturation (4) à l'extrémité distale et un évent (6). Branchez le piège à bulles (5) à une extension Heidelberger (7). Liez l'extension Heidelberger au segment de pompe (8). En outre, connecter le segment de pompe (8) à un autre poste Heidelberger (9). Insérez la dernière prorogation Heidelberger (9) dans le flacon de solution de détergent (10). Connecter le respirateur (11) à la chambre de perfusion (ou de la distribution de pression dans le cas des perfusions multiples). Pour drainer les fluides de réacteurs, connectez la sortie à la bouteille de déchets (12).
- Insérez le segment de pompe dans la pompe. Démarrer la pompe pour combler le cycle avec du PBS, fermer l'extrémité distale de la piège à bulles et d'ouvrir l'évent. Lorsque le fond de la bulle est bien couvert avec du PBS (2-3 cm), fermez l'évent et ouvrir l'extrémité distale de la piège à bulles.
- Foie Installation
- Liez le robinet à trois voies de la canule de la veine à l'accès du réacteur connexe. Connect la canule artérielle à l'accès artériel. Veillez à ce que l'air ne pénètre dans les systèmes.
- Application de oscillantes Conditions de pression
- Utiliser un respirateur avec une fréquence de 15 battements par minute et une amplitude de 26 mbar (min. 4 mbar, max. 30 mbar). Connectez le respirateur à la chambre de répartition de la pression et de relier la chambre du réacteur. Lancement de l'application de la pression.
- Protocole de Décellularisation
- Effectuer les étapes de perfusion avec un débit de 5 ml / min de débit. Lancer la décellularisation de la perfusion du foie avec 1% de Triton X-100 pendant 90 min. Autoriser déchets effluents via la sortie du dispositif de perfusion pour maintenir le niveau du liquide à l'intérieur de la constante de la chambre de perfusion et du foie perfusé. Après 90 min, changer le détergent à 1% de SDS.
- Effectuer les étapes de perfusion avec un débit de 5 ml / min de débit. Lancer la décellularisation de la perfusion du foie avec 1% de Triton X-100 pendant 90 min. Autoriser déchets effluents via la sortie du dispositif de perfusion pour maintenir le niveau du liquide à l'intérieur de la constante de la chambre de perfusion et du foie perfusé. Après 90 min, changer le détergent à 1% de SDS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
L'homogénéité et donc l'efficacité des différents protocoles de décellularisation ont été évalués par observation macroscopique, l'analyse histologique et l'analyse de la teneur en ADN restant à l'intérieur des matrices de foie décellularisés. En outre, la corrosion coulée a été effectuée pour visualiser le microanatomie intacte du foie après décellularisation.
Macroscopie
Pendant décellularisation, foies deviennent lucent, indiquant le retrait de contenu cellulaire. Foies perfusés via la veine porte montré élucidation inhomogène (et donc décellularisation), avec des cellules restantes macroscopiquement visibles pendant et après décellularisation (flèches blanches). Foies perfusés par l'artère hépatique ont montré un cours de décellularisation plus homogène et pas de cellules restantes visibles. Si les foies ont été perfuses avec l'application de conditions de pression oscillantes, pas de cellules restantes étaient visibles, quelle que soit la voie de perfusion.
Figure 4: Résultats macroscopiques de foie de rat Décellularisation sans oscillant conditions de pression. Gauche: foie Rat décellularisé via l'artère hépatique. Le foie apparaît lucent, sans cellules restantes visibles macroscopiquement. Droite: foie perfusé via la veine porte. Le foie apparaît non homogène décellularisée, avec des cellules macroscopiquement visibles
Figure 5: Résultats macroscopiques de décellularisation de foie de rat dans des conditions de pression oscillants. Gauche: foie Rat décellularisé via l'artère hépatique. Droite: foie perfusé via la veine porte. Les deux foies apparaissent lucent, sans cellules restantes visibles.
Évaluation histologique
L'évaluation histologique des décellularisé soutien des matrices de foieed les résultats macroscopiques. Les foies perfuses via l'artère hépatique ne présentaient aucun cellules restantes, indépendamment du fait qu'ils ont été perfuses dans des conditions de pression oscillants. Foies perfusés via la veine porte montré zones de cellules restantes, même si elles ont été perfusés avec l'application de conditions de pression oscillants. Toutefois, l'application de conditions de pression réduite d'oscillation de la masse cellulaire restant dans les foies perfuses via la veine porte. L'ECM des foies a été conservé, sans différences visibles dans tous les protocoles appliqués.
Figure 6: H / E Coloration des décellularisée foie matrices. AP: décellularisé matrice de foie perfusé via l'artère hépatique oscillant sans conditions de pression. A + P: matrice de foie décellularisé perfusé via l'artère hépatique dans des conditions de pression oscillants. PA-P: décellularisée matr du foieix perfusé via la veine porte sans oscillant conditions de pression. PA + P: décellularisé matrice de foie perfusé via la veine porte, dans des conditions de pression oscillants. Flèches: Restant amas de cellules.
la teneur en ADN
La teneur en ADN par poids sec de la matrice du foie a diminué dans tous les groupes expérimentaux par rapport à celle dans le foie d'origine, bien que les différences étaient statistiquement significatives seulement dans les groupes perfuses dans des conditions d'oscillation de pression (PV + P; A + P). Le montant le plus bas de l'ADN par poids sec a été trouvé dans les foies perfusés via l'artère hépatique sous oscillant conditions de pression.
Figure 7: l'ADN contenu par poids sec du foie Matrix (modifié depuis Struecker et al 14.). Livers décellularisée par le spectacle de l'artère hépatique moins d'ADN restants que ceux perfused par la veine faire. Foies perfusés dans des conditions de pression oscillants montrent moins restant ADN que ceux décellularisé sans ces conditions font. Ainsi, les foies perfuses via l'artère hépatique dans des conditions de pression oscillants présentent la teneur en ADN restant moins.
Corrosion Castings
Corrosion coulée de matrices de foie décellularisées confirmé que le microanatomie de foie (y compris le cadre de la protéine du système de la veine porte, le système artériel et le système biliaire) est conservée au cours de la décellularisation.
Figure 8: Photographie d'une coulée de la corrosion d'un décellularisée foie de rat Matrix (modifié depuis Struecker et al 14.). Malgré l'élimination de toutes les cellules, l'microanatomie de l'organe, y compris l'veineuse portale (bleu) et artérielles (rouge) systèmes, sont conservés. Le REMAINING branches principales du système biliaire sont coulés en jaune.
Tableau 1: Groupes expérimentaux pour évaluer l'effet d'osciller conditions de pression et de la Route de perfusion sur foie de rat Décellularisation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Bien que la technique présentée pour la récolte de foie de rat et décellularisation est facilement reproductible, il ya certaines étapes critiques à prendre en considération:
Lors de la préparation pour la récolte du foie, il est important d'éviter une hémorragie sévère, car il va activer la coagulation du sang et peut conduire à la formation d'un caillot sanguin dans le foie. À notre avis, il est avantageux d'inciser l'aorte abdominale directement devant une canule dans la veine porte pour éviter afflux de sang par l'artère hépatique pendant la perfusion par la veine porte. Une fois que le foie est une canule et clairement perfusé, la formation de caillots de sang est plus un problème.
Après la récolte et le transport du foie au dispositif de perfusion, la connexion de foies au dispositif de perfusion est une étape particulièrement critique, car l'entrée de bulles de gaz dans le cercle de perfusion doit être évitée pour empêcher une embolie gazeuse. Il est utile de pré-remplir le robinet à trois voies, qui iS connectée à la canule du foie, avec du PBS en utilisant une seringue et une canule mince directement avant de connecter la soupape dans le système de perfusion.
Après perfusion est établie, si tous les connecteurs de tube, vannes à trois voies et tubes sont parfaitement connectés doit être re-vérifié. Si foies sont perfusés pendant de plus longues durées (par exemple., O / N), même une petite erreur dans la connexion peut conduire à l'air siphonnage dans le système de perfusion, conduisant ainsi à des résultats de perfusion mortels.
Les données présentées sont limitées par le fait que la pression optimale et la fréquence des variations de pression oscillants pour les meilleurs résultats en matière de décellularisation restent peu claires. En outre, la perfusion de pression contrôlée peut conduire à de meilleurs résultats et plus stables que la perfusion à débit contrôlé fait. perfusion de pression contrôlée permet à l'application d'un protocole de perfusion de foies de différentes tailles et poids, avec le même résultat, car le débit sera automatiquement be adapté.
L'artère hépatique et la veine porte sont significativement différentes en termes de taille et de débits physiologiques. Ainsi, un taux de perfusion constante (5 ml / min) sera certainement conduire à des pressions différentes de la perfusion dans les deux systèmes vasculaires. De même, une pression de perfusion constante donnera lieu à différents taux de perfusion. Une méthode pour comparer l'efficacité de décellularisation via les deux voies de perfusion serait d'effectuer la perfusion à des pressions de perfusion physiologiques ou des taux de perfusion via deux itinéraires. Toutefois, afin de rendre les résultats comparables dans l'étude actuelle, nous avons choisi un taux de perfusion constante pour les deux voies. Malheureusement, l'aide de notre dispositif, nous ne sommes pas capables de mesurer la pression de perfusion dans les foies perfusés.
Nos dispositifs de perfusion de la prochaine génération seront plus petites afin de minimiser la quantité de support nécessaires de perfusion. En outre, les dispositifs de pompage permettront perfusion sous pression contrôlée.
The présentée technique apparaît très utile pour reproductible, homogène décellularisation de foie de rat. Que la technique présentée est approprié pour recellularization et la maturation in vitro d'organes doit être davantage pris en compte. Que oscillant conditions de pression ont un impact sur les cellules repeuplés sera un objet de nouvelles expériences.
La technique présentée est plus sophistiquée que d'autres dispositifs de perfusion de foie de rat et présente plusieurs avantages évidents: 1) La décellularisation homogène est reproductible, avec de bons résultats lorsque oscillant conditions de pression sont appliquées. 2) Le dispositif de perfusion est scellé et permet décellularisation stérile, ce qui est une condition préalable à la matrice et la perfusion repopulation à long terme. 3) Le protocole présenté est plus courte que les autres protocoles publiés, mais est encore très efficace. 4) la perfusion sélective de la veine porte et l'artère hépatique rend repopulation cellulaire sélective via différents systèmes possibles,qui peut être un outil important.
Le dispositif de perfusion sera appliquée dans d'autres expériences de décellularisation d'affiner et d'optimiser rat décellularisation du foie. L'effet de la perfusion sous pression contrôlée expérimentalement sera évaluée et comparée avec la perfusion d'écoulement contrôlé. L'ajout d'autres éléments (par exemple., Une «unité de dialyse", un échangeur de chaleur, un oxygénateur) pour le repeuplement, de la culture et de maturation expériences semble possible et raisonnable de développer davantage le dispositif présenté.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Self built arterial cannula | |||
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/100 | 0.28 mm ID 0.61 mm OD |
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/200 | 0.58 mm ID 0.96 mm OD |
| Venodrop Safe butterfly catheter | Fresenius Kabi | 3275851 | 21 G |
| portal vein cannula | |||
| Periphereal Venous Catheter | BD | 393224 | BD Venflon Pro 20G |
| Three-way stopcock | smiths medical | 888-101RE | |
| surgery | |||
| Cotton Sticks | Hecht-Assistent | 4302 | |
| Cotton Pads | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | 13H118-03 | |
| Gauze Bandage | Hubei Haige Medical Instruments | 14388 | |
| Ringer Solution | Fresenius Kabi | 13 HKP022 | 1000 ml |
| 10 ml Syringe | Braun | 4606108V | 10 ml/ Luer Solo |
| 5 ml Syringe | Braun | 4606061V | 5 ml /Luer Solo |
| Suture (Silk 6/0) | Resorba | H1F | LOT 105001.81 |
| medical drape | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | D0613011 | |
| surgical instruments | |||
| needle holder | Geuder | 17570 | |
| micro-forceps | Inox-Electronic | 91150-20 | |
| micro-scissors | Martin | 11-740-11 | |
| micro-forceps | S&T | 112314 | |
| Clamp | Aesculap | BH111R | |
| scissors | F S T | 14501-14 | |
| surgical forceps | Aesculap | BD 557 | |
| Decellularisation | |||
| Respirator | Resmed | 14.24.11.0004 | SmartAIR ST |
| Perfusion Device | Charite, medical engineering laboratory | custome-made device | decellularisation device |
| peristaltic pump ismatec reglo ICC | IDEX | ISM4408 | 4-channel |
| heidelberger extension 75 cm | Fresenius Kabi | 2873 | 75 cm |
| MS/CA pump-segment | IDEX | IS 3510 | MS/CA/click'n'go/POM-C |
| CA 2-stopper tube | Pharmed | BPT NSF-51 | |
| bubble trap | custome-made item | ||
| Luer Lock hose connector | Neolab | No. 02-1887 | |
| Detergents | |||
| SDS pellets | Carl Roth | CN30.4 | 2.5 kg |
| Triton X-100 | Carl Roth | 3051.1 | 10 L |
| PBS | Gibco | 14190-094 | DPBS |
| staining | |||
| Eosin 1% | Morphisto | 10177 | |
| Mayer hematoxylin | AppliChem | A4840 | |
| gomori staining | Morphisto | 11104 | |
| AlcainBlue-PAS staining | Morphisto | 11388 | |
| Direct Red 80 | Sigma Aldrich | 365548 | |
References
- Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. Liver support strategies: cutting-edge technologies. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).
- Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).
- Wang, X., et al. Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors. J Biomed Mater Res A. , (2013).
- Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med. 16, 814-820 (2010).
- Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. Method for the decellularization of intact rat liver. Organogenesis. 6, 134-136 (2010).
- Bao, J., et al. Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats. Cell transplantation. 20, 753-766 (2011).
- Baptista, P. M., et al. The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid. Hepatology. 53, 604-617 (2011).
- Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand. J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).
- Soto-Gutierrez, A., et al. A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement. Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).
- De Kock, J., et al. Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool. Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).
- Park, K. M., Woo, H. M. Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats. Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).
- Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng. , (2012).
- Ren, H., et al. Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold. Liver Int. 33, 448-458 (2013).
- Struecker, B., et al. Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions. J Tissue Eng Regen Med. , (2014).
- Struecker, B., et al. Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process. Tissue engineering. Part C, Methods. , (2014).
