Abstract
Vor kurzem haben iPSCs Aufmerksamkeit als neue Quelle von Zellen für regenerative Therapien angezogen. Obwohl die ursprüngliche Verfahren zum Erzeugen iPSCs angeführten dermalen Fibroblasten durch invasive Biopsie und retrovirale genomische Insertion von Transgenen erhalten wird, hat es viele Bemühungen, diese Nachteile zu vermeiden. Menschliche periphere T-Zellen sind eine einzigartige Zellquelle zur Erzeugung von iPS-Zellen. iPSCs aus T-Zellen abgeleitet sind Neuanordnungen der T-Zell-Rezeptor (TCR) Gene und sind eine Quelle von Antigen-spezifischen T-Zellen. Zusätzlich haben die T-Zell-Rezeptor-Umlagerung in das Genom hat das Potential, einzelnen Zelllinien zu markieren und eine Unterscheidung zwischen transplantierten und Spenderzellen. Zum sicheren klinischen Anwendung iPSCs, ist es wichtig, um die Gefahr des Freilegens neu erzeugten iPSCs schädliche Mittel zu minimieren. Obwohl fötalem Rinderserum und Feeder-Zellen wurden wesentlich für pluripotente Stammzellen in Kultur ist es bevorzugt, sie aus dem Kultursystem zu entfernen, um das Risiko zu verringernunvorhersehbarer Pathogenität. Zur Lösung dieses Problems haben wir ein Protokoll zur Erzeugung iPSCs aus humanen peripheren T-Zellen unter Verwendung von Sendai-Virus, um das Risiko der Freigabe iPSCs undefinierte Pathogene reduzieren etabliert. Obwohl Umgang mit Sendai-Virus erfordert Geräte mit der entsprechenden Sicherheitsstufe, aktiviert Sendai Virus infiziert T-Zellen ohne Genom Insertion, noch mit hohem Wirkungsgrad. In diesem Protokoll zeigen wir die Erzeugung von iPSCs aus humanen peripheren T-Zellen in Feeder freien Bedingungen mit einer Kombination von aktivierten T-Zellkultur und Sendai-Virus.
Introduction
iPSCs haben beträchtliche Aufmerksamkeit als eine bahnbrechende Quelle von Zellen für die regenerative Medizin 1-3 angezogen. Bisher wurden verschiedene Methoden zur Erzeugung iPSCs wurde berichtet 4,5. Unter diesen haben iPSCs von menschlichen T-Zellen erzeugt von besonderem Interesse wegen der weniger invasiven Verfahren des Zellprobenahme 6-8 gewesen. Zusätzlich iPSCs von T-Zellen abgeleitet sind Neuanordnungen der T-Zell-Rezeptor (TCR) Gen und sind daher eine Quelle von Antigen-spezifischen T-Zellen 9,10. Daher Erzeugung T-Zell-abgeleiteten iPSCs sicher ist nützlich zur fortschreitenden regenerativen Medizin.
Dieses Verfahren basiert auf dem Konzept der Verringerung der Gefahr von unvorhersehbaren Pathogenität basiert. Zum sicheren klinischen Anwendung iPSCs ist es wichtig, um das Risiko der Exposition gegenüber Pathogenen 11 zu reduzieren. Zuvor in vielen Kultursystemen pluripotenter Stammzellen haben fötalem Rinderserum und Feeder-Zellen als wesentliche Reagenzien verwendetS12. Jedoch ist die Entfernung dieser beiden Reagenzien aus dem Kultursystem bevorzugt iPSC Generation, das Risiko von unvorhersehbaren Pathogenität zu reduzieren.
Zusätzlich hat dieses Verfahren den Vorteil, daß eine invasive Zellprobenahme von Patienten und mühsame Herstellung von feeder-Zellen. Da T-Zell-abgeleiteten iPSCs wurden bereits erfolgreich in Forschungs 13,14 verwendet wurde, ist dieses Verfahren ebenfalls anwendbar und nützlich für die Erzeugung krankheitsspezifische iPSCs von Patienten.
Unter T Reprogrammierung Verfahren unter Verwendung des Sendai-Virus (SeV) Vektor als ein Gen Fahrzeug ist ein Verfahren, das mit hoher Effizienz iPSCs 7,16 generieren kann. Darüber hinaus, da SeV ist ein Einzelstrang-RNA-Virus und keine DNA-Phase für die Replikation benötigen, die Nutzung im iPSC Generation vermeidet das Brechen des Wirtsgenom 17-19. Daher haben wir Protokolle zur Erzeugung iPSCs aus humanen peripheren T-Zellen in serum fr festee und Feeder-freien Bedingungen mit einer Kombination von Matrigel mTeSR Medium und SeV Vektoren.
Protocol
1. Bereiten Sie aktivierten humanen T-Zellen
- Sammeln Sie 10 ml heparinisiertes Vollblut von einem Spender durch Venenpunktion.
- Erhalten informierte Zustimmung der Spender vor der Venenpunktion. Venenpunktion müssen von qualifiziertem und geschultem Personal durchgeführt werden.
- Griff Blutproben mit steriler Ausrüstung und nach entsprechender Biosicherheit Richtlinien.
- Verdünnen von 10 ml heparinisiertes Vollblut mit 10 ml D-PBS (-).
- Setzen 15 ml Ficoll-Lösung (Ficoll-Paque PREMIUM) in ein neues 50 ml konischen Röhrchen.
- Schicht die 20-ml Blutlösung in Schritt 1.2 auf die Ficoll-Lösung in Schritt 1.3 vorbereitet. Mit einem elektrischen Pipette, lassen Sie Blutlösung in Schritt 1.2 laufen langsam entlang der Innenwand der Röhre hergestellt. Achten Sie darauf, das Blut-Lösung und Ficoll Lösung zu mischen.
- Zentrifuge bei 400xg 30 min bei RT. Stellen Sie die Schleuderverzögerungsgeschwindigkeit auf "langsam".
Hinweis: Nach der Zentrifugation eine weiße dünneSchicht entsteht zwischen einer oberen milchig Plasmaschicht und eine untere klare Ficoll-Schicht. Dieser weiße dünne Schicht enthält mononuklearen Zellen. - Übertragung der mononuklearen Zellschicht in ein neues 50 ml konischen Röhrchen mit einer 1-ml-Pipette. Achten Sie darauf, Ficoll-Lösung enthalten.
- Hinzufügen D-PBS (-) zu den mononuklearen Zellen auf ein Gesamtvolumen von 10 ml und Zentrifugation bei 200 × g für 5 min bei RT.
- Überstand verwerfen. 10 ml D-PBS (-) zu den mononuklearen Zellen und Zentrifugation bei 200 × g für 5 min bei RT.
- Überstand verwerfen, 1 ml KBM502 Medium, um den gesammelten mononuklearen Zellen, und zählen Sie die Zellen mit einer Zählkammer. Mehr als 5 x 10 6 mononuklearen Zellen aus 10 ml heparinisiertem Vollblut mit angemessene Trennung unter Verwendung von Ficoll gewonnen werden.
- Vorbereitung eines Anti-Mensch CD3-Antikörper-Lösung mit einer Konzentration von 10 ug / ml in D-PBS (-). Fügen Sie den Anti-Mensch-CD3-Antikörper-Lösung zu einer 6-Well-Platte, genießen die BrandungAss jede Vertiefung und inkubieren Sie die Schale bei 37 ° C in einem 5% CO 2 Inkubator für mindestens 30 min.
- Entfernen Sie den Anti-Mensch-CD3-Antikörper-Lösung aus jeder Vertiefung und einmal mit D-PBS waschen (-) unmittelbar vor der Aussaat der Zellen.
- Samen mononukleären Zellen, die in Schritt 1,9 bei einer Dichte von 2,5 × 10 5 Zellen / cm 2 an den Anti-Human-CD3-Antikörper-beschichtete Platten mit 6 Vertiefungen in KBM502 Medium hergestellt wurden. Bei 37 ° C in einem 5% CO 2 Inkubator für 3-7 Tage ohne Mediumwechsel, bis die T-Zellen Konfluenz erreichen. T-Zellen in dieser Zeit sind beide suspendiert und adhärenten Zellen.
2. Infect menschlichen T-Zellen mit SeV Vektoren
- Nach 3-7 Tagen Kultur, sammeln die aktivierten T-Zellen mit den bestehenden Medium durch Pipettieren. Übertragung auf einen 15 ml konischen Röhrchen und Zentrifugieren bei 200 × g für 5 min bei RT.
- Entfernen Sie den Überstand und 1 ml frisches KBM502 Medium. Zählen Sie die Zellen und die Platte 1.5 × 10 6 Zellen (in 2 ml frisches Medium KBM502) in jede Vertiefung eines Anti-CD3-Antikörper-beschichteten 6-Well-Platte.
- Auftauen SEV Lösungen OCT3 / 4-SeV / TSΔF, SOX2-SeV / TSΔF, KLF4-SeV / TSΔF und c-MYC (HNL) -SeV / TS15ΔF auf Eis.
- Fügen Sie die SeV Lösungen, die OCT3 / 4-SeV / TSΔF, SOX2-SeV / TSΔF, Klf4-SeV / TSΔF und c-MYC (HNL) -SeV / TS15ΔF einzeln in die Vertiefungen, die jeweils bei einer Multiplizität der Infektion (MOI) 10. Inkubieren bei 37 ° C in einem 5% -CO 2 -Inkubator für weitere 24 hr.
3. Entfernen Sie SeV Vektoren von menschlichen T-Zellen
- 24 Stunden nach der Infektion, sammeln Sie die infizierten Zellen mit einer Pipette. Wenn es anhaftenden Zellen, können sie leicht abgenommen Pipettieren von ihnen mehrmals nach oben und unten ist. Übertragung auf einen 15 ml konischen Röhrchen und Zentrifugieren bei 200 × g für 5 min bei RT.
- Entfernen Sie die Überstand, der die SeV-Vektoren und 2 ml frischem KBM502 Medium. Ausstrich Zellen in each der Vertiefungen. Inkubieren bei 37 ° C in einem 5% -CO 2 -Inkubator für zusätzliche 24 Std.
4. Reseed Cells auf einem Matrigel Schicht
- Bereiten Basalmembranmatrix Lösung durch Auftauen Matrix-Gel (finden Sie in der Materialliste für die jeweilige Marke in dieser Studie verwendet) bei 4 ° C und Auflösen von 0,2 ml in 10 ml DMEM / F12-Medium.
Hinweis: Matrix-Gel (finden Sie in der Materialliste für die jeweilige Marke in dieser Studie verwendet) muss O / N bei 4 ° C aufgetaut, um vollständig aufgetaut werden. Halten Sie es auf Eis, bis kurz vor der Verwendung. - Platte 5 ml Basalmembranmatrix Lösung pro Schale in 100 mm-Schalen und lassen bei RT für mindestens 30 min vor der Aussaat Zellen. Mindestens zwei 100-mm-Schalen werden für ein Experiment benötigt wird.
- Sammeln SeV-infizierten Zellen durch Pipettieren, Übertragung auf einen 15-ml konischen Röhrchen und Zentrifuge bei 200 xg für 5 Minuten bei RT.
- Entfernen Sie den Überstand und 1 ml frisches KBM502 Medium. Zählen Sie die Anzahl der cells mit einer Zählkammer, entfernen Sie die Basalmembran-Matrix-Lösung von 100-mm-Schalen in Schritt 4.2 und platte 1 × 10 5 und 1 × 10 6 Zellen (in 10 ml frischem mTeSR mittel) auf einem 100-mm Basalmembranmatrix beschichtet Geschirr. Schließlich verwenden Sie die Platte, in der Kolonien werden leicht aufgenommen.
- Inkubieren der Schale bei 37 ° C in einem 5% -CO 2 -Inkubator O / N.
- Ändern Sie das Medium auf 10 ml Medium mTeSR Fleisch jeden zweiten Tag.
Hinweis: ca. 20-30 Tage nach der Infektion, Kolonien, die sehr ähnlich sind embryonale Stammzellen (ESC) wird angezeigt.
5. Erweitern Sie T-Zellen abgeleiteten iPSCs
- Bereiten Basalmembranmatrix Lösung durch Auftauen Matrix-Gel (finden Sie in der Materialliste für die jeweilige Marke in dieser Studie verwendet) bei 4 ° C und Auflösen von 0,2 ml in 10 ml DMEM / F12-Medium.
- Platte 1 ml der Basalmembran Matrixlösung pro Well in einer 6-Well-Platte und lassen bei RT für zuminmindestens 30 min vor Kommissionierung Kolonien.
- Füllen Sie einen 96-Loch-Platte mit 20 ul mTeSR Medium pro Vertiefung.
- Wählen Kolonien, die Wirtschafts- und Sozialräte unter dem Stereomikroskop mit einer 20 & mgr; l-Pipette ähneln.
Hinweis: Die Kolonien der WSR und iPSCs sind rund und flach, wie in 1B gezeigt. - Transfer ausgewählten Kolonien in die 96-Lochplatte mit mTeSR Medium in Schritt 5.3 gefüllt.
- Fügen Sie 200 ul mTeSR Medium in jede Vertiefung pipettieren und vorsichtig nach oben und unten, um die Kolonie zu kleinen Klumpen unter dem Stereomikroskop mit einer 200 ul Pipetten brechen. Entfernen Sie die Basalmembran-Matrix-Lösung aus dem gut vorbereitet in 5.2 und legte jede Kolonie in eine Vertiefung der Basalmembran-Matrix beschichteten 6-Well-Platte mit 2 ml mTeSR Medium pro Vertiefung.
- Ändern Sie den mittleren bis 2 ml mTeSR Medium Fleisch jeden zweiten Tag.
6. Pflegen Sie T-Zellen abgeleiteten iPSCs
Die T-Zellen abgeleiteten iPSCs aufrechterhalten werden kannund gespeichert mit den gleichen Techniken wie für den menschlichen iPS-Zellen und menschlichen WSR. Sobald iPSC Kolonien heranwachsen, erweitern sie in größere Gerichte Wiederholung des gleichen Verfahrens.
- Ändern Sie den mTeSR Medium alle 1-2 Tage.
- Wenn die Kolonien konfluent werden alle 5-7 Tage, Durchgang die Zellen unter Verwendung Dissoziationslösung für den menschlichen iPS-Zellen und menschlichen Wirtschafts- und Sozialräte gemäß den Anweisungen des Herstellers.
Representative Results
Unter Verwendung dieses Protokolls können Benutzer iPSCs aus humanen peripheren T-Zellen in stabiler Weise zu erzeugen. iPSC Erzeugung von T-Zellen mit SeV und Matrigel zeigte etwa 0,002%. - 0,005% der Effizienz der Reprogrammierung zwischen mehreren Geber Fälle und SeV wurden nach mehreren Passagen nicht erkannt 16 1A zeigt eine schematische Darstellung des Protokoll zur Erzeugung von T-Zellen abgeleiteten iPSCs in Feeder freien Bedingungen unter Verwendung von Matrigel und mTeSR Medium. Ca. 20-30 Tage nach Infektion mit SeV werden iPSC Kolonien von ihren ESC-Kolonie-Morphologie (Abbildung 1B) anerkannt. Immunfluoreszenzfärbung zeigte die Expression von typischen pluripotenten Zellmarker (NANOG, OCT3 / 4, SSEA4, TRA-1-60 und TRA-1-81) in T-Zell-abgeleitete iPSCs erzeugt unter Zuführung freien Bedingungen (Abbildung 1c).
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Figur 1 (A): Ein Schema des Protokolls für eine Neuprogrammierung T-Zellen unter Zuführung freien Bedingungen in dieser Studie. (B): Eine typische ESC-ähnliche iPSC Kolonie an Tag 27 nach der Blutentnahme unter Zuführung freien Bedingungen. (C): ALP-Färbung und Immunfluoreszenzfärbung für Pluripotenz und Oberflächenmarker (NANOG, OCT3 / 4, SSEA4, TRA-1-60 und TRA-1-81) in T-Zell-abgeleitete iPSCs erzeugt unter Zuführung freien Bedingungen. Bitte Klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Disclosures
Die Autoren haben keine konkurrierenden oder widerstreitende Interessen offen zu legen.
Acknowledgments
Wir bedanken uns bei Yoshiko Miyake, Sayaka Kanaami, Chihana Fujita, Miho Yamaguchi, Natsuko Henmi und Rei Ohno von der Keio University School of Medicine, um technische Unterstützung. Diese Arbeit wurde teilweise durch einen R & D Systems Support-Programm, um die praktische Nutzung von Gesundheitsforschungsergebnissen zu beschleunigen, und die Autobahn-Programm für die Realisierung von regenerativen Medizin gefördert.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ficoll-Paque PREMIUM | GE Healthcare | 17-5442-02 | |
| Purified NA/LE mouse anti-human CD3 | BD Pharmingen | 555336 | |
| Bovine albumin fraction V solution | Gibco | 15260-037 | |
| mTeSR1 medium kit | STEM CELL | 5850 | Warm at room temperature before use |
| Dissociation Solution | ReproCELL | RCHETP002 | |
| D-PBS(–) | Wako | 045-29795 | |
| SeV Vector kit CytoTune-iPS ver.1.0 | DNAVEC | DV-0303c | Thaw on ice before use |
| 100-mm tissue culture dish | Falcon | 353003 | |
| 96-well tissue culture plate | Falcon | 353078 | |
| 6-well tissue culture plate | Falcon | 353046 | |
| 15 ml Centrifuge Tube | Greiner Bio-One | 188271 | |
| 50 ml Centrifuge Tube | Greiner Bio-One | 227261 |
References
- Takahashi, K., Yamanaka, S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 126, 663-676 (2006).
- Takahashi, K., et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell. 131, 861-872 (2007).
- Yu, J., et al. Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. Science. 318 (5858), 1917-1920 (2007).
- Hayes, M., Zavazava, N. Strategies to generate induced pluripotent stem cells. Methods Mol Biol. 1029, 77-92 (2013).
- Gonzalez, F., Boue, S., Izpisua Belmonte, J. C. Methods for making induced pluripotent stem cells: reprogramming a la carte. Nat Rev Genet. 12, 231-242 (2011).
- Loh, Y. H., et al. Reprogramming of T cells from human peripheral blood. Cell Stem Cell. 7, 15-19 (2010).
- Seki, T., et al. Generation of induced pluripotent stem cells from human terminally differentiated circulating T cells. Cell Stem Cell. 7, 11-14 (2010).
- Staerk, J., et al. Reprogramming of human peripheral blood cells to induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 7, 20-24 (2010).
- Nishimura, T., et al. Generation of rejuvenated antigen-specific T cells by reprogramming to pluripotency and redifferentiation. Cell Stem Cell. 12, 114-126 (2013).
- Vizcardo, R., et al. Regeneration of Human Tumor Antigen-Specific T Cells from iPSCs Derived from Mature CD8 T Cells. Cell Stem Cell. 12, 31-36 (2013).
- Sampsell-Barron, T. Xeno-free adaptation and culture of human pluripotent stem cells. Methods Mol Biol. 1001, 81-97 (2013).
- Thomson, J. A., et al. Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts. Science. 282, 1145-1147 (1998).
- Minegishi, Y., et al. Enhanced optineurin E50K-TBK1 interaction evokes protein insolubility and initiates familial primary open-angle glaucoma. Hum Mol Genet. 22, 3559-353367 (2013).
- Tanaka, A., et al. Endothelin-1 induces myofibrillar disarray and contractile vector variability in hypertrophic cardiomyopathy-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. J Am Heart Assoc. 3, e001263 (2014).
- Ludwig, T. E., et al. Derivation of human embryonic stem cells in defined conditions. Nat Biotechnol. 24, 185-187 (2006).
- Kishino, Y., et al. Derivation of transgene-free human induced pluripotent stem cells from human peripheral T cells in defined culture conditions. PLoS One. 9, e97397 (2014).
- Masaki, I., et al. Recombinant Sendai virus-mediated gene transfer to vasculature: a new class of efficient gene transfer vector to the vascular system. FASEB J. 15, 1294-1296 (2001).
- Li, H. O., et al. A cytoplasmic RNA vector derived from nontransmissible Sendai virus with efficient gene transfer and expression. J Virol. 74, 6564-6569 (2000).
- Ikeda, Y., et al. Recombinant Sendai virus-mediated gene transfer into adult rat retinal tissue: efficient gene transfer by brief exposure. Exp Eye Res. 75, 39-48 (2002).
- Fusaki, N., Ban, H., Nishiyama, A., Saeki, K., Hasegawa, M. Efficient induction of transgene-free human pluripotent stem cells using a vector based on Sendai virus, an RNA virus that does not integrate into the host genome. Proc Jpn Acad Ser B Phys Biol Sci. 85, 348-362 (2009).
- Macarthur, C. C., et al. Generation of human-induced pluripotent stem cells by a nonintegrating RNA Sendai virus vector in feeder-free or xeno-free conditions. Stem cells Int. , 564612 (2012).
- Iida, A. Sendai virus vector: vector development and its application to health care and biotechnology. Uirusu. 57, 29-36 (2007).
- Yoshida, K., et al. In vivo repopulation of cytoplasmically gene transferred hematopoietic cells by temperature-sensitive mutant of recombinant Sendai viral vector. Biochem Biophys Res Comm. 361, 811-816 (2007).
- Bitzer, M., Armeanu, S., Lauer, U. M., Neubert, W. J. Sendai virus vectors as an emerging negative-strand RNA viral vector system. J Gene Med. 5, 543-553 (2003).
- Seki, T., Yuasa, S., Fukuda, K. Generation of induced pluripotent stem cells from a small amount of human peripheral blood using a combination of activated T cells and Sendai virus. Nat Protoc. 7, 718-728 (2012).
- Okano, S., et al. Recombinant Sendai virus vectors for activated T lymphocytes. Gene Ther. 10, 1381-1391 (2003).
- Okita, K., et al. An efficient nonviral method to generate integration-free human-induced pluripotent stem cells from cord blood and peripheral blood cells. Stem Cells. 31 (3), 458-466 (2013).
- Zhang, X. B. Cellular reprogramming of human peripheral blood cells. Genom Proteom Bioinform. 11 (5), 264-274 (2013).
- Su, R. J., Neises, A., Zhang, X. B. Generation of iPS Cells from Human Peripheral Blood Mononuclear Cells Using Episomal Vectors. Methods Mol Biol. , (2014).
