Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Ex Vivo Intestinale Sacs mucosale permeabiliteit beoordelen Modellen van gastro-intestinale aandoeningen

doi: 10.3791/53250 Published: February 9, 2016

Abstract

De epitheliale barrière de eerste aangeboren verdediging van het maagdarmkanaal en selectief regelt vervoer van het lumen aan het onderliggende weefsel compartimenten, beperkt het transport van kleine moleculen door het epitheel en bijna volledig verbod epitheliale macromoleculaire transport. Deze selectiviteit wordt bepaald door het slijmvlies gellaag, die het transport van lipofiele moleculen en zowel de apicale receptoren en strak junctional eiwitcomplexen van het epitheel beperkt. In vitro celcultuur modellen van het epitheel zijn handig, maar als voorbeeld, ze missen de complexiteit van de interacties tussen de microbiota, slijm-gel, epitheel en het immuunsysteem. Anderzijds kan in vivo evaluatie van intestinale absorptie of permeabiliteit worden uitgevoerd, maar deze assays meten totale gastrointestinale absorptie, zonder vermelding van plaatsgebondenheid. Ex vivo permeabiliteit assays met "intestinale sacs"; een snelle en gevoelige werkwijze voor het meten ofwel globaal intestinale integriteit of vergelijkende transport van een specifiek molecuul, met het extra voordeel van intestinale plaatsgebondenheid. Hier beschrijven we de bereiding van intestinale zakjes op doorlatendheid studies en de berekening van de schijnbare permeabiliteit (P app) van een molecuul in de darmwand. Deze techniek kan worden gebruikt als een methode voor de absorptie of regionale epitheliale barrière disfunctie in dierlijke modellen van gastro-intestinale aandoeningen te onderzoeken.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

De intestinale epitheliale barrière van het maagdarmkanaal is een mucosaal oppervlak geraamd op 400 m 2 in de volwassen mens. Derhalve wordt voortdurend blootgesteld aan uitdaging van microben, opgenomen geneesmiddelen, nutriënten en bacteriële toxines. De host moet niet alleen onderscheid maken tussen het aanvaardbare commensale bacteriën en potentiële pathogenen, maar beletten dat deze soorten en hun uitgescheiden moleculen die de epitheliale barrière, terwijl tegelijkertijd waardoor opname van voedingsstoffen. Zo is de rol van het darmepitheel is om als een selectieve barrière voor het luminale inhoud 1. Dit gebeurt in hoofdzaak door de epitheliale aangeboren afweersysteem op het slijmvlies, die door een reagerend biologisch systeem bestaande uit constitutieve en induceerbare mechanismen 2 optreedt.

Verlies van epitheliale barrièrefunctie een pathologie die kenmerkend is voor een aantal gastro-intestinale ziekten. In vivoonderzoek van epitheliale barrièrefunctie kan worden beoordeeld door middel van orale sondevoeding van een tracer molecule en daaropvolgende serum analyse 3. Deze techniek geeft geen indicatie van de plaats van barrière disfunctie. In vitro en ex vivo bepaling van transepithele weerstand gebruik Transwell systemen 3 respectievelijk Ussing kamers 4,5, worden gewoonlijk gebruikt als surrogaat markers van epitheliale barrièrefunctie, maar missen de bijdragende ziekte fysiologie van diermodellen 6. In dit protocol beschrijven we een ex vivo model weefselbereiding die direct en gelokaliseerde evaluatie van intestinale integriteit en die kunnen worden gebruikt om mucosale barrièrefunctie beoordeeld op meerdere niveaus mogelijk maakt. Belangrijk is dat deze techniek worden toegepast op diermodellen voor de ziekte, of kan farmacologisch worden gemanipuleerd om grondig afvragen van mucosale barrière disfunctie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alle dierlijke werk op dit protocol wordt uitgevoerd met strikte naleving van de Universiteit van Newcastle Animal Ethics Committee goedgekeurde procedures.

1. Voorbereiding van de instrumenten, Cultuur en Media Dishes

  1. Voorverwarmen Media 199 (TC199) of Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) pers 37 ° C. Pre-oxygenaat het medium door doorborrelen met 95% O2 / 5% CO2. Controleer of het medium een ​​uiteindelijke pH van 7,3.
  2. Bereid hechtdraad door het snijden van twee 5 cm secties voor elke zak. Loop de hechtingen in een ongesloten knoop.

2. Dissection en voorbereiding van het maagdarmkanaal

  1. Terugtrekken vast voedsel 12 uur voor euthanasie. Desgewenst plaatst dieren voedende gel supplementen gedurende deze tijd.
  2. Euthanaseren muizen door natriumpentobarbiton overdosering ([200 mg / kg], intraperitoneale injectie), gevolgd door cervicale dislocatie overeenkomstig institutionele ethische protocols en spuit 70% ethanol op de buik en borst.
  3. Met behulp van een schaar, maken een horizontale incisie in het midden van de buik en bloot het buikvlies.
  4. Ga verder te scheiden en het verwijderen van het maagdarmkanaal door het snijden van de bovenste dunne darm van de maag naar de pyloric sluitspier en het snijden van de dikke darm bij de anus. Gebruik een tang om verwijder voorzichtig het mesenterium. Plaats het darmkanaal in voorverwarmde, geoxygeneerd medium.
  5. Identificeer de sectie darm worden beoordeeld op doorlatendheid (figuur 1) en knip dit gedeelte los van de rest van het darmkanaal.
    1. Om de samenhang tussen de dieren te behouden, delen van de twaalfvingerige darm en jejunum opzichte meten aan de maag, en secties van de dikke darm en de dunne darm ten opzichte van te meten aan de blindedarm.
    2. Bij het selecteren weefselsegmenten, let op de aanwezigheid van mucosa geassocieerde lymfoïde weefsels zoals plaques van Peyer. Deze kunnen worden geïdentificeerd als klein knikjedules aan de serosale zijde van het lumen.
    3. Met behulp van een 1 ml injectiespuit voorzichtig spoelen van de luminale inhoud van de intestinale segment in een petrischaal met voorverwarmde PBS (37 ° C). Deze fecale inhoud kan worden weggegooid of opgeslagen bij -80 ° C voor verdere analyse zoals gewenst.

3. Bereiding van intestinale Sacs

  1. Bereid een 1 ml spuit met een 300 ui volume van de testverbinding of molecuul. Voor mucosale integriteit, een 1 mg / ml oplossing van FITC-Dextran M.Wt. 4400 kan worden gebruikt. Probes variërend van 4,400-70,000 Da in grootte kan worden gebruikt voor verhoogde gevoeligheid. Veilig te passen een klein dier vasculaire katheter op de injectiespuit.
  2. Maatregel 5 cm vanaf de opening van de intestinale segment en bind het segment stevig afgesloten met een hechting-loop op dit punt. Plaats voorzichtig een vooraf gebonden hechting-lus rond de opening van de darm en plaats de afgestompte katheter. Trek de strop gesloten om de intestinale segment beveiligenen laat de 300 ui volume van de spuit in de darm die op de oplossing wordt geïnjecteerd.
  3. Verwijder voorzichtig de catheter tegelijkertijd trekt de hechtdraad strop om de sluiting van de intestinale zak te beveiligen. Snijd de intestinale zak los van de darm en plaats in een 50 ml conische buis gevuld met 20 ml van geoxygeneerd medium, voorverwarmd tot 37 ° C.

4. Meting van de doordringbaarheid

  1. Plaats conische buisjes met de intestinale zakjes in een verwarmd waterbad ingesteld op 37 ° C. Op 0, 30, 60, 90 en 120 min tijdstippen raadpleeg 100 pi monster van de conische buis overgebracht in een plaat met 96 putjes, het volume 100 ul vers medium telkens vervangen.
  2. Na het eindmonster genomen opengesneden zakken op de plaats van hechting en de lengte van het segment, het blootstellen van het slijmvliesoppervlak.
  3. Meet de lengte en breedte van elk darmsegment. Als desirood, snap bevriezen de segmenten en bewaar bij -80 ° C voor het eiwit of biochemische analyse, of als alternatief, op te slaan in RNA stabilisatie oplossing voor moleculaire testen.
  4. Construct een standaard curve van log verdunningen FITC-gemerkte moleculen van 1 tot 1 x 10 -6.
  5. Meet monsters en standaarden voor FITC op een fluorescerende plaat lezer, FITC excitatie / emissie: 495 nm / 519 nm.

5. Berekening van de schijnbare permeabiliteit voor elk individu Intestinal Sac

  1. Omzetten tijdseenheden naar sec.
  2. Voor elk tijdstip, bereken de cumulatieve concentratie Q

    Q t = (C t * r V) + (Qt som * Vs)
    Waar:

    Q t = Cumulatieve concentratie op tijdstip t
    Ct = concentratie op tijdstip t
    Vr = Volume aan ontvangerzijde
    Q t som = som van alle voorgaande Q t
    Vs =Volume bemonsterd
  3. Plot Q versus tijd (T) en het berekenen van de helling: AQ / At
  4. Bereken de schijnbare permeabiliteit (P app)

    P app = (AQ / AT) / (A * Co), Waar:

    A = Oppervlak van weefsel
    C 0 = Beginconcentratie

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Dit protocol kan worden gebruikt om de regionale veranderingen in de intestinale barrièrefunctie in diermodellen van gastro-intestinale aandoeningen te onderzoeken. Door meting van de flux van een paracellulaire probe over het mucosale oppervlak op verschillende gebieden van het maagdarmkanaal 7, kan de integriteit van de epitheliale tight junctions worden beoordeeld. Bovendien, door het variëren van de aard van de paracellulaire probe op grootte (figuur 2) of hydrofobiciteit (figuur 3), de mate van epitheliale verstoring of de integriteit van het slijmvlies gellaag kan worden gemeten. Gebruikmakend grotere molecuulgewichtmerkers maakt een gevoeligere ondervraging van paracellulaire permeabiliteit van het slijmvlies, het detecteren discrete veranderingen, die niet duidelijk door elektrofysiologische metingen zoals transepitheliale elektrische weerstand (TEER) kan zijn, maar dat voldoende paracellulaire transport mogelijk zou zijn (Fig 2). mucosal ontsteking kan leiden tot een verlies van slijmbekercellen en verlaging van de slijmerige gel die normaal ligt over en beschermt het epitheel- interface. Middels hydrofobe sondes, kan de integriteit van het darmslijmvlies gellaag worden onderzocht (Figuur 3). Daarnaast kunnen regionale barrière integriteit worden onderzocht door middel van de specifieke voorbereiding van intestinale zakjes uit verschillende intestinale gebieden. Regionale veranderingen in barrièrefunctie varieert in verschillende diermodellen van de ziekte en dus het gebruik van intestinale zakjes maakt een gelokaliseerde beoordeling van de intestinale barrièrefunctie (figuur 4), in vergelijking met orale sondevoeding probes en vervolgens serum assay.

Figuur 1
Figuur 1. Diagram van het muizen maagdarmkanaal. Een schema van het maagdarmkanaal van een C57BL / 6 muis, van de maag naar thij anus. De dunne darm kruispunten niet gemakkelijk macroscopisch worden gedifferentieerd en consistente bemonstering minimaliseert de muis om de muis variatie. Ten behoeve van het creëren intestinale zakjes, een 5 cm segment distaal van de pylorische sluitspier het duodenum omvatten. Een 10 cm doorsnede proximaal uitstrekt vanaf de blindedarm de ileum omvatten. De overige kleine darmweefsel vertegenwoordigt jejunum. Het rectum ligt 2 cm proximaal van de anus, terwijl de resterende dikke darm, uit te breiden tot de blindedarm die de dikke darm 8. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 2
Figuur 2.   Grootte-afhankelijke paracellulaire transport van FITC-dextran moleculen hoewel de epitheliale slijmvlies in de controle en de DSS colitis animals. Intestinale blaasjes werden bereid uit de darmen van muizen 10 dagen DSS in het verloop van de ziekte. Zakken werden gevuld met 1 mg / ml oplossing van FD-4 (MW 4400 Da), FD-20 (molecuulgewicht 20.000 Da) of FD-70 (70.000 Da) en de flux van de FITC-dextraan permeabiliteit marker werd gedurende 120 min. Leeftijd gematchte gezonde dieren werden gebruikt als controles. N = 5, 2 technische duplo's per N. ** p <0,01, t-toets. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 3
Figuur 3 :. De invloed van slijm-gellaag een beschermende integriteit hydrofobe verbindingen. Intestinale blaasjes werden bereid uit de darmen van muizen 10 dagen DSS in het verloop van de ziekte. Leeftijd gematchte gezonde dieren werden gebruikt als controles. Bij negatieve slijm-gel controle, de darmenwerd geladen met 10 mM N-acetylcysteïne (NAC) (300 gl volume per 5 cm van de darm) en geïncubeerd bij 37 ° C gedurende 15 minuten en gespoeld met vers medium vóór zakjes werden voorbereid. Zakken werden gevuld met 1 mg / ml oplossing van FD-4 (MW 4400 Da) en flux gemeten gedurende 120 min. N = 3, 2 technische duplo's per N. * p <0,05, ** p <0,01, t-toets. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 4
Figuur 4. De regionale doorlaatbaarheid van de darm tot FD-4 in muismodellen van darmontsteking. Intestinale zakjes werden bereid uit het jejunum, ileum of colon van gezonde dieren, DSS dieren of antibiotica-geïnduceerde dysbiose (AID) dieren. Zakken werden gevuld met 1 mg / ml oplossing van FD-4 (MW 4400 Da) en flux gemeten meer dan 120 min. N = 3, 2 technische duplo's per N. * p <0,05, ** p <0,01, t-toets. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Hier hebben we de isolatie en bereiding van intestinale zakjes gedetailleerde mucosale barrièrefunctie ex vivo te beoordelen. Intestinale sac voorbereidingen zijn in de eerste plaats zijn gebruikt in het farmaceutisch onderzoek, onderzoek naar de absorptie van kandidaat medicijnen over de darm. Echter, deze test even goed geschikt voor de studie van darmziekten. Darmdoorlaatbaarheid kan sterk verschillen per regio en site-specifieke beoordeling van de permeabiliteit zorgt voor een beter begrip van het regionale belang van mucosale integriteit in maag-en vaatziekten. De test is robuust en onder de juiste fysiologische omstandigheden, geïsoleerde weefsels blijven nog gedurende maximaal 6 uur post mortem. Na euthanasie, de snelheid van het weefsel preparaat belangrijk is en de darmen worden gespoeld van de inhoud en naar geoxygeneerd medium zo snel mogelijk. Om de samenhang tussen de dieren te waarborgen, is het essentieel dat de juiste intestinale regio's identified (Figuur 1). Het is aangeraden dat colon en ileale segmenten worden gemeten vanaf de blindedarm, terwijl de segmenten van de twaalfvingerige darm en jejunum worden gemeten vanaf de maag. Omdat verschillende stammen, modellen of transgene dieren groter kunnen zijn, en hebben een langere Gits, is het de moeite waard het karakteriseren van de gemiddelde lengte of elke intestinale segment in uw model alvorens in permeabiliteit assays.

Naast regionale samenhang is het belangrijk dat elke intestinale zak gelijke lengte gesneden en de zak wordt gevuld met het juiste volume vloeistof. Inconsistentie in deze factoren leiden tot een ongelijke uitzetting van de mucosa tussen assays. Onder-uitzetting van de intestinale segment vermindert niet alleen de belichting van de luminale inhoud op het mucosale oppervlak, maar verhoogt ook de dikte van het weefsel waarmee de markering moet reizen. Over-uitzetting van het segment kan het weefsel stress respons in het weefsel beschadigen of te activeren, potentieel confounding resultaten. Opgemerkt zij, dat voor de berekening van P app houdt geen rekening oppervlakte van villi structuur. Hoewel dit leidt tot fouten bij de berekening van de werkelijke schijnbare permeabiliteit van het weefsel, heeft geen invloed vergelijkende resultaten tussen modellen, zoals het oppervlak wordt berekend als een constante. Wijzigingen van de oppervlakte door ziekten worden gecompenseerd door het verlies van epitheliale integriteit en het protocol voldoende robuust is om veranderingen in permeabiliteit identificeren ziekteprogressie 6.

Het gebruik van weefselkweekmedium aanbevolen. Onderzoeken uitgevoerd door Barthe et al. Het gebruik van TC199 bleek significant de levensduur van epitheliaal weefsel levensvatbaarheid en histologische architectuur, in vergelijking met eenvoudige zoutbuffers 9. In onze studies zowel DMEM en TC199 medium bij 37 ° C mits optimale omstandigheden voor weefsel overleven 5,6,10. De juiste medialevert het epitheel voedingsstoffen moeten weefselintegriteit te ondersteunen, onder handhaving van de temperatuur tijdens de test optimale weefselmetabolisme wat essentieel tight junctions integriteit en assays met actief transport via transcellulaire routes. Temperaturen onder 37 ° C oorzaak verlies van levensvatbaarheid van het weefsel, het verhogen van paracellulaire transport en dalende transcellulair transport 11. Zo, het verlengen van levensvatbaarheid van het weefsel met optimale condities is essentieel en daarmee kan de test niet alleen worden gebruikt om de regionale barrière integriteit en te onderzoeken, maar ook om interventiestudies en fysiologische en transcriptionele reacties te onderzoeken.

Hoewel voornamelijk gebruikt voor absorptie studies, technieken om schijnbare permeabiliteit (P app) van een marker molecuul over een epitheliale barrière onderzoeken zijn een zeer gevoelige meting van intestinale integriteit 12-15. In tegenstelling tot surrogaat ex vivo MeasureMegen van de barrièrefunctie, zoals TEER, P app is een direct en zeer gevoelige meting van de darmwand 4. Het is vermeldenswaard dat TEER metingen en permeabiliteit zoals gemeten door de P app van marker moleculen niet altijd correleren. TEER metingen omvatten de weerstand van zowel de krappe kruispunten en transcellulaire parallel weerstanden 16. Daarom TEER is een meting van de gecombineerde weerstand is de tight junctions en de cellen zelf. Als de cel-cel verenigingen zwak (dat wil zeggen de tight junctions zijn lekkende) dan is deze bijdrage aan de totale weerstand van een monolaag laag zijn. Waardoor kleine veranderingen in strakke junctionele weerstanden voor lekkende epithelium verwaarloosbaar veranderingen in de weerstand van het epitheel als geheel. Daarentegen P app testen meten het vermogen van een molecuul aan het mucosale barrière 17 passeren en ook de gevoeligheid van P app metingen al zijntreerd door middel van het selecteren van verschillende grootte marker moleculen (Figuur 1). De behandeling van merker grootte is van belang voor het model van intestinale ziekte onderzocht. Modellen van allergie of functionele ziekte 18,19, waarbij verlies van integriteit is mild tot matig, kunnen meer geschikt is lager molecuulgewicht merkers die de identificatie van subtiele veranderingen in intestinale barrière functie kunnen zijn. In tegenstelling met de modellen zoals DSS colitis, wat inhoudt dat leegvissen van het darmepitheel, grotere markers wellicht meer geschikt om mucosale genezing te beoordelen, als relatief kleine toename van de barrière integriteit wordt gemarkeerd.

Terwijl intestinale zakken bieden een fysiologisch relevante model van GI barrièrefunctie, zijn er een aantal beperkingen met betrekking tot de variabiliteit van diermodellen die moeten worden overwogen. Zo kan de secretoire staat of het epitheel beïnvloeden zowel paracellulaire transport over de Intestand 20 en de integriteit van het slijmvlies gellaag 5. Terwijl ex vivo assays waarin elektrofysiologische metingen, zoals Ussingkamer preparaten, kan hiermee rekening te houden, intestinale zakjes niet. Ten tweede het bereiden van de intestinale zakjes onderzoekers moeten vertegenwoordigen lymfoïde structuren, zoals plaques van Peyer, in zak preparaten, die de permeabiliteit van het weefsel 21 kunnen beïnvloeden. Ondanks deze overwegingen, in tegenstelling tot veel celkweekmodellen, gebruikt epitheliale integriteit te evalueren, de intestinale zakken bieden de bijdrage van zowel slijm gellaag en een onderliggende lamina propria. De bijdrage van de slijmvliezen gellaag met name kan worden bepaald door middel van slijmoplossende middelen, zoals N-acetylcysteïne of hydrofobe tracer moleculen, zoals dexamethason 5,17. Dit kan met name belangrijk bij het beoordelen intestinale permeabiliteit in modellen van kankertherapie of Inflammatory Bowel Disease is, whier verlies van het slijmvlies barrière kan een vroege pathologie in de ontsteking van de slijmvliezen 22,23 zijn. Op dezelfde manier in modellen van diarree, functionele GI ziekte of dysbiosis, intestinale slijmproductie en de algehele slijm gel integriteit kan worden gewijzigd op regionale sites 5,19,24. Orale gavage permeabiliteit markers gevolgd bemonstering serum is een andere optie voor het beoordelen intestinale permeabiliteit in vivo. Hoewel deze werkwijze een minimale manipulatie van het weefsel, is een samengestelde maat van intestinale barrièrefunctie en dit apparaat geen regionale bijdragen aan de totale barrière te evalueren. Verschillende modellen van GI ziekte zijn waarschijnlijk verschillende sites van relatieve belang die niet door orale sondevoeding benaderingen worden verantwoord hebben. Het gebruik van intestinale zakjes, is daarom een ​​snelle, gevoelige en fysiologisch relevante assay die kan worden gebruikt voor regionale intestinale mucosale integriteit in kleine diermodellen van de ziekte te onderzoeken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Dekantel  Non-absorbable Silk suture Braintree Scientific SUT-S 116
Media 199 (TC199)  Life Technologies 11043-023 No phenol red as this interferes with fluorescence
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) Life Technologies 21063-045 No phenol red as this interferes with fluorescence
N-acetylcysteine Sigma Aldrich Use at 10 mM in media
Small animal vascular cathether: Physiocath Data Sciences International 277-1-002
FITC-Dextran 4,400 MW Sigma Aldrich FD-4
FITC-Dextran 20,000 MW Sigma Aldrich FD-20
FITC-Dextran 70,000 MW Sigma Aldrich FD-70

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Goggins, B. J., Chaney, C., Radford-Smith, G. L., Horvat, J. C., Keely, S. Hypoxia and Integrin-Mediated Epithelial Restitution during Mucosal Inflammation. Frontiers in immunology. 4, 272 (2013).
  2. Otte, J. M., Kiehne, K., Herzig, K. H. Antimicrobial peptides in innate immunity of the human intestine. Journal of gastroenterology. 38, 717-726 (2003).
  3. Robinson, A., et al. Mucosal protection by hypoxia-inducible factor prolyl hydroxylase inhibition. Gastroenterology. 134, 145-155 (2008).
  4. Feighery, L., et al. Increased intestinal permeability in rats subjected to traumatic frontal lobe percussion brain injury. The Journal of trauma. 64, 131-137 (2008).
  5. Keely, S., et al. Chloride-led disruption of the intestinal mucous layer impedes Salmonella invasion: evidence for an 'enteric tear' mechanism. Cellular physiology and biochemistry : international journal of experimental cellular physiology, biochemistry, and pharmacology. 28, 743-752 (2011).
  6. Keely, S., et al. Contribution of epithelial innate immunity to systemic protection afforded by prolyl hydroxylase inhibition in murine colitis. Mucosal immunology. 7, 114-123 (2014).
  7. Sourisseau, T., et al. Regulation of PCNA and cyclin D1 expression and epithelial morphogenesis by the ZO-1-regulated transcription factor ZONAB/DbpA. Mol Cell Biol. 26, 2387-2398 (2006).
  8. Ruehl-Fehlert, C., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1. Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).
  9. Barthe, L., Woodley, J. F., Kenworthy, S., Houin, G. An improved everted gut sac as a simple and accurate technique to measure paracellular transport across the small intestine. European journal of drug metabolism and pharmacokinetics. 23, 313-323 (1998).
  10. Marks, E., et al. Oral Delivery of Prolyl Hydroxylase Inhibitor: AKB-4924 Promotes Localized Mucosal Healing in a Mouse Model of Colitis. Inflammatory bowel diseases. 21, 267-275 (2015).
  11. Keely, S., et al. Hypoxia-inducible factor-dependent regulation of platelet-activating factor receptor as a route for gram-positive bacterial translocation across epithelia. Mol Biol Cell. 21, 538-546 (2010).
  12. Brayden, D. J., Bzik, V. A., Lewis, A. L., Illum, L. CriticalSorb promotes permeation of flux markers across isolated rat intestinal mucosae and Caco-2 monolayers. Pharmaceutical research. 29, 2543-2554 (2012).
  13. Hubbard, D., Ghandehari, H., Brayden, D. J. Transepithelial transport of PAMAM dendrimers across isolated rat jejunal mucosae in ussing chambers. Biomacromolecules. 15, 2889-2895 (2014).
  14. Keely, S., et al. In vitro and ex vivo intestinal tissue models to measure mucoadhesion of poly (methacrylate) and N-trimethylated chitosan polymers. Pharmaceutical research. 22, 38-49 (2005).
  15. Maher, S., et al. Evaluation of intestinal absorption enhancement and local mucosal toxicity of two promoters. I. Studies in isolated rat and human colonic mucosae. European journal of pharmaceutical sciences : official journal of the European Federation for Pharmaceutical Sciences. 38, 291-300 (2009).
  16. Balda, M. S., et al. Functional dissociation of paracellular permeability and transepithelial electrical resistance and disruption of the apical-basolateral intramembrane diffusion barrier by expression of a mutant tight junction membrane protein. The Journal of cell biology. 134, 1031-1049 (1996).
  17. Behrens, I., Stenberg, P., Artursson, P., Kissel, T. Transport of lipophilic drug molecules in a new mucus-secreting cell culture model based on HT29-MTX cells. Pharmaceutical research. 18, 1138-1145 (2001).
  18. Stefka, A. T., et al. Commensal bacteria protect against food allergen sensitization. Proc Natl Acad Sci U S A. 111, 13145-13150 (2014).
  19. Keely, S., et al. Activated fluid transport regulates bacterial-epithelial interactions and significantly shifts the murine colonic microbiome. Gut microbes. 3, 250-260 (2012).
  20. Barrett, K. E., Keely, S. J. Chloride secretion by the intestinal epithelium: molecular basis and regulatory aspects. Annual review of physiology. 62, 535-572 (2000).
  21. Soni, J., et al. Rat, ovine and bovine Peyer's patches mounted in horizontal diffusion chambers display sampling function. Journal of controlled release : official journal of the Controlled Release Society. 115, 68-77 (2006).
  22. Justino, P. F., et al. Regulatory role of Lactobacillus acidophilus on inflammation and gastric dysmotility in intestinal mucositis induced by 5-fluorouracil in mice. Cancer chemotherapy and pharmacology. (2015).
  23. Tran, C. D., Sundar, S., Howarth, G. S. Dietary zinc supplementation and methotrexate-induced small intestinal mucositis in metallothionein-knockout and wild-type mice. Cancer biology & therapy. 8, 1662-1667 (2009).
  24. Musch, M. W., Wang, Y., Claud, E. C., Chang, E. B. Lubiprostone decreases mouse colonic inner mucus layer thickness and alters intestinal microbiota. Digestive diseases and sciences. 58, 668-677 (2013).
<em>Ex Vivo</em> Intestinale Sacs mucosale permeabiliteit beoordelen Modellen van gastro-intestinale aandoeningen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Mateer, S. W., Cardona, J., Marks, E., Goggin, B. J., Hua, S., Keely, S. Ex Vivo Intestinal Sacs to Assess Mucosal Permeability in Models of Gastrointestinal Disease. J. Vis. Exp. (108), e53250, doi:10.3791/53250 (2016).More

Mateer, S. W., Cardona, J., Marks, E., Goggin, B. J., Hua, S., Keely, S. Ex Vivo Intestinal Sacs to Assess Mucosal Permeability in Models of Gastrointestinal Disease. J. Vis. Exp. (108), e53250, doi:10.3791/53250 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter