Protocol
Alle operativen Eingriffe wurden in Übereinstimmung mit der Johns Hopkins University und den Vereinigten Staaten Department of Agriculture and Public Health Service Anforderungen abgeschlossen ist. Dieses Protokoll folgt der Johns Hopkins University Animal Care und Verwenden Ausschuss billigte Institutional Review Board Richtlinien (Protokollnummer M013M490). Endgültigen Überlebensdaten wurden für die unten beschriebenen chirurgischen Verfahren aufgezeichnet. Spender und Empfänger Tiere erhalten vorbeugende Anästhesie mit Buprenorphin bei 0,1 mg / kg sc eine Stunde vor der Operation und in der Empfängertier Buprenorphin in der gleichen Dosis nach der Transplantation erneut verabreicht und erneut dosiert, wie in den ersten 48 Stunden benötigten nach der Operation.
1. Donor Allograft Rettung
Hinweis: Beginnen Sie den Geberteil des Transplantates 40 Minuten früher als die Empfänger der Transplantation an Empfänger Anästhesiezeit zu minimieren und gleichzeitig eine Endzeit oder leicht Ohr zu erleichternlier Endzeit gegenüber dem Empfänger Vorbereitung.
- Verwenden Sie Standard-sterile mikrochirurgische Instrumente und sterile Handschuhe für das Verfahren. Unser Labor verwendet Autoklaven Sterilisation von mikrochirurgischen Instrumenten.
- Betäuben die Spendermaus (männlich) mit Isofluran Induktions Verdampfer bei 4%. Verwendung atraumatischer mechanische Knipser entfernen Sie die Haare von der Hals-, Brust- und Bauchbereich. Legen Sie das Tier in Rückenlage und zu pflegen Isofluran auf 1-2% durch einen Nasenkegel. Für ausreichende Anästhesie während des gesamten Verfahrens durch periodische Bewertung der Zehe Prise Rückzug Reflex.
- Vor der Hautschnitt, die weithin die operative Vorbereitung, indem Povidoniod antiseptische gefolgt von Isopropylalkohol mit einem sterilen Wattestäbchen.
- Beginnen Sie mit einer oberflächlichen Querhautschnitt mit einer Schere in der Hals- und Bauchhaut. Verbinden Sie die beiden Einschnitte bilateral entlang der mittleren Axillarlinie Linien.
- Mit Hilfe mikrochirurgischen Zangesezieren die Halsregion auf bilateraler Ebene zu identifizieren, zu ligieren, und teilen Sie die externen Jugularvenen mit 6-0 Seidennaht und Schere. Dann mit Elektrokauter teilen die sternocleidomastoideus, um die internen Jugularvenen und Arteria carotis communis bilateral freizulegen. Übergeben Sie einen 6-0 Seidennaht unter dem linksseitigen und dem rechtsseitigen A. carotis und Vena jugularis interna in Groß Mode.
HINWEIS: Es wird gebunden und später in Schritt 1.9 aufgeteilt. - Stark unterteilen die Halsmuskulatur und die damit verbundenen lockeren Zellgewebe, um die Luftröhre befindet vorderen, mit einer Schere, um die übrigen Anhänge der HWS zu befreien.
- Verwendung von bipolaren Elektrokauter und scharfe Dissektion, teilen Sie die großen Brustmuskeln und Schlüsselbeine, um die Schlüsselbeingefäße und Ligat (6-0 Seidennaht) freizulegen und teilen proximal.
- Als nächstes sanft, erfassen und das Tier Penis zurückzuziehen. Entlang des Rückens des Penis visualisieren die dorsale Vene des Penis, und desinfizieren Sie dieRegion mit Isopropylalkohol. Verwendung einer 30-G Nadel injiziert 30.000 Einheiten Heparin intravenös durch die dorsale Vene und erlauben den Penis wieder in seine ursprüngliche Position zurückweichen. Teil Leckage der Heparinlösung in das umgebende Gewebe auftreten.
- Mit den zuvor platzierten Groß Krawatten um Arteria carotis communis und V. jugularis interna, abzubinden und teilen die Strukturen, auf bilateraler Ebene.
- Nächste Verwendung einer Schere, um eine Quer intrabdominal Einschnitt zu machen. Ausweiden den Darm, um die infrahepatische unteren Hohlvene zu entlarven und zu injizieren 2 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung in die infrahepatische unteren Hohlvene. Stellen Sie sicher, die richtige Injektions durch die Visualisierung der Leber Verfärbung und Aufhören der Herzschlag vor der vorrückenden zum folgenden Schritt.
HINWEIS: Euro-Collins-Lösung wird in unserem Labor hergestellt, siehe Tabelle der spezifischen Reagenzien und Instrumenten. - Mit einer Schere Zugriff auf die intrathorakalen Hohlraum über eine bilaterale DIAPHragmatic Einschnitt von der exponierten Bauch. Verlängern Sie den Schnitt durch die Zwischenrippenmuskeln und Rippen kranial. Reflect Brustwand Aussetzen der Herz, Thymus, und der großen Gefäße bei gleichzeitig Erhaltung der Brustwandgefäße entlang der Brustwand.
- Spritzen Sie die suprahepatischen untere Hohlvene mit 4 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung.
- Identifizieren Sie die Wurzel der Aorta und Spuren distal zu der absteigenden Aorta. Scharf geschnittenen der absteigenden Aorta (Erhaltung maximaler Länge).
- Identifizieren Sie den Truncus pulmonalis und teilen proximal ihrer Verzweigungspunkt (Erhaltung maximaler Länge). Dann mit 2 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung, spülen Sie den Truncus pulmonalis und des Herzens, indem Sie einen weichen Kunststoffspitze Katheter in das Lumen des Lungenstamm.
- Unter Verwendung einer 6-0 Seidennaht, Ligat und teilen Sie die untere Hohlvene, Zusammenfluss der Lungenvenen und Zubehör Zweige der bilateralen oberen Hohlvene. Dann erhöhenund zu sezieren das Herz kopfwärts von den Anlagen entlang der Hauptstamm Bronchien und Luftröhre mit Sorgfalt die Atemwege nicht zu geben. Mit scharfen und bipolare Elektrokauter sezieren die Brustwand, Thymus, Herz und vollständig aus dem Spendermaus befreiend es.
- Schließlich schneiden Sie die Allograft Brustwand ex vivo auf eine kleinere Größe, mit einer Schere entlang des Brustbeins und Seiten costae, mit darauf, dass die Brustwandgefäße (Abbildung 1A) zu stören. Einer Blutung zu minimieren folgenden Revaskularisation zu verwenden bipolare Elektrokauterisierung entlang der Grenzen des osteomusculocutaneous Brustbeins.
- Legen Sie das Allograft in 10 ml kaltem (4 ° Celcius) Euro-Collins-Lösung, wenn der Empfänger nicht zu Einsatz vorbereitet. Allerdings, wenn der Empfänger bereit für Einsatz ist, übertragen Sie die Allograft direkt auf das Operationsfeld Empfänger.
2. Empfänger Vorbereitung
Hinweis: Um die Empfänger Anästhesie Zeit zu minimieren,beginnen den Empfänger Zubereitung in einer separaten Betriebsstation ca. 40 min vor der Fertigstellung des Spenders Allograft-Ernte.
- Verwenden Sie einen separaten Satz von Standard sterile mikrochirurgische Instrumente und sterile Handschuhe für das Verfahren.
- Betäuben den Empfänger-Maus (männlich oder weiblich) mit Isofluran Induktions Verdampfer bei 4%. Verwendung atraumatischer mechanische Knipser entfernen Sie die Haare von der rechten Hals- und Brustbereich.
- Platzieren Sie die Maus in der Rückenlage und den Winkel der rechten oberen Extremität leicht inferior Bildung einer 110-Grad-Winkel zwischen dem Kopf und der rechten oberen Extremität. Pflegen Narkose auf 1-2% Isofluran durch einen Nasenkegel.
- Zeigen Erdölaugensalbe auf den Mausaugen mit einem Wattestäbchen. Vor der Hautschnitt, weit bereiten die Operationsstelle mit Povidon-Jod antiseptisch, gefolgt von Isopropylalkohol.
- Mit einer Schere, einen Hautschnitt von der Mittellinie entlang der rechten unteren border des Unterkiefers und verlängern die Inzision infero-seitlich nach rechts Thoraxbereich. Verwendung stumpf mit mikrovaskulären Pinzetten, mobilisieren die äußere Jugularvene durch in Umfangsrichtung frei Schiffes von Weichgewebe und Adventitia. Teilen Sie Alle Branchen mit Elektrokauter, und entfernen Sie den rechten Lappen der Unterkieferspeicheldrüse mit scharfer Präparation und Elektrokauter, um Freiraum für die Allograft.
- Stellen Sie sicher, genug Länge des externen Halsschlagader, um eine Manschette umzustülpen über und ligieren die externe Halsschlagader mit einer 6-0 Seidennaht. Legen Sie die Vene durch das Lumen eines vorgeschnittenen Polyimid-Manschette und verwenden Sie eine Bulldogge mikrovaskulären Haken, um den Behälter-Manschette Komplex zu fixieren. Dann mit einer Schere, proximal unterteilen die äußere Jugularvene, Evert über der Manschette und fixieren mit einem 10-0 Nylonnaht. (1B)
- Teilen Sie den rechten M. sternocleidomastoideus mit bipolaren Elektrokauter, um die Arteria carotis communis freizulegen. Umfänglich mobilize die Arterie zum distalen esten Punkt innerhalb der Halsregion kranial. Dies wird unter Verwendung stumpf des Gefäßes mit einer Pinzette, um Weichgewebe und umgebende Adventitia entfernen bewerkstelligt.
- Verwenden 6-0 Seidennaht, Ligat und teilen Sie die Halsschlagader. Übergeben Sie die Arterie durch das Lumen eines vorgeschnittenen Polyimid-Manschette und fixieren Sie das Modul mit einer Bulldogge mikrovaskulären Klemme möglichst nahe an der Thoraxapertur wie möglich. Teilen Sie das Gefäß distal, sanft erweitern sich das Schiff mit Hilfe eines mikro Dilatator, Evert über der Manschette und fixieren mit einem 10-0 Nylonnaht. (1B)
HINWEIS: Die spezifische mikro Dilatator ist in der Tabelle der spezifischen Reagenzien und Instrumente beschrieben.
3. Allograft Inset
- Pflegen Standard sterile Instrumente und sterile Handschuhe, um das Allograft im Empfängerhalsbereich in einem auf den Kopf und Schräglage zu platzieren.
- Als nächstes legen Sie die Geber absteigend aortic Lumen über den arteriellen Manschetten Konstrukt des Empfängers und fixieren Sie sie mit einem 10-0 Nylonfaden (Abbildung 1C und 1D).
- Mode die gleiche Anastomose, wie in Schritt 3.2 zwischen Spender Lungenarterie und umgestülpte äußere Jugularvene Tulpe Konstrukt der Empfängermaus (Abbildung 1C und 1D).
- Entfernen Sie zunächst venöse Mikrogefäßklemme (äußere Jugularvene Klemme) und lassen Sie die Arterienklemme (Arteria carotis communis Klemme). Während arterielle Reperfusion, inspizieren die Gesamtheit der Allograft, jede Blutung anzugehen. Wenn Blutungen visualisiert, erneut die Arterienklemme, um den Blutverlust zu minimieren und reduzieren die Blutungsquelle mit bipolaren Elektrokauter.
- Überprüfen Sie das Transplantat und sicherzustellen, Blutstillung. Freizugeben und den arteriellen Mikrogefäßklemme vollständig zu entfernen. Beachten Sie die Herzen, um Anzeichen von Reperfusion, die sofort erkennbar mit schnellen Volumenausdehnung der Herzkammern sein wird zeigen, und warten Sie, bEssen innerhalb von 0,5-1 min beginnen. Verwenden Sie warmes Salzlösung (35 ° Celsius), um das Herz zu befeuchten.
- Drapieren der Brustwand in eine anatomische Position, um nicht jegliche Quetschungen oder Spannungen an den Anastomosen induzieren. Schließen Sie die Haut des Operationswunde wird mit 6-0 kontinuierlichen Nylonnähten (1E).
4. Nachsorge
- Verwalten einer 0,3 ml physiologischer Kochsalzlösung intraperitoneal Flüssigkeit Bolus unmittelbar postoperativ zum Flüssigkeitsersatz.
- Dann subkutan injizieren Buprenorphin (0,1 mg / kg) und Enrofloxacin (5 mg / kg) für die Schmerzen und Infektionsprophylaxe sind.
- Legen Sie das Tier unter einer Wärmelampe bis zum Erwachen aus der Narkose und zum Brustlage. Während der Wiederherstellung überprüfen Sie den Hals, um den flimmernden Herzschlag der Allograft eine angemessene Allograft-Perfusion zu visualisieren.
- Einmal wach und in der Rückenlage, zurück mit der Maus auf einen separaten Käfig (ohne die Gesellschaft von anderen Mäusen), Wo sie Nahrung und Wasser ad libitum erhalten. Wegen einer temporären geringfügige einschränkende Bewegung des rechten oberen Extremität, hinterlassen Sie eine Gelatinenahrungsquelle auf dem Boden des Käfigs.
- Beachten Sie die Empfängermaus 1 h postoperativ und dann wieder in den Käfig Einrichtung, wo sie Nahrung und Wasser ad libitum erhalten und wird drei Mal pro Tag für die ersten 24 Stunden für die Aktivität und Nahrungsaufnahme untersucht. Überwachen Mäuse auf Zeichen von Schmerz und Leid und Wieder Dosis Buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutan zweimal am Tag für die ersten 72 Stunden benötigt werden. Untersuchen Sie die Tiere danach täglich und wiegen sie jede Woche.
- Beraten Sie sich mit einer tierärztlichen Mitarbeiter, wenn irgendwelche Mäuse zeigen Anzeichen von Schmerzen, Qualen, oder verminderte Futteraufnahme. Betrachten frühen Euthanasie (in unserem Protokoll der Euthanasie Technik verwendet CO 2 Dosierung für 7 min, gefolgt durch Genickbruch).
- Aufhören des Transplantatherzschlag wird als spezifische Endpunkt definiert Führung mit der Maus zu sein sacrificed.
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Representative Results
Syngenen C57BL / 6-Transplantationen erreicht langfristige Überleben. Das Design des Allotransplantat (Abbildung 1) als erfolgreich erwiesen, die von einem Tier Überleben Perspektive und die Fähigkeit zur kontinuierlichen Transplantatüberleben zu bewerten. Dies wurde durch darüber liegende Haut nachgewiesen verbleibenden lebensfähigen, aktiven laufenden Allograft Haarwachstum und Herzschläge konnten mit Visualisierung und Finger Palpation bewertet werden. Überlebensdaten werden in 2 für syngene Mäuse transplantiert dargestellt. Die mittlere Überlebenszeit betrug mehr als 109 Tage. Auf der Grundlage der Überlebensdaten, ist es vernünftig zu schließen, dass der technische Aspekt der transplantierte Allotransplantat ist entworfen, um die Gesamtheit der Brustwand, Thymus und Herz perfundiert. Weiterhin wurde die Fähigkeit der syngenen Tieren langfristig zu überleben weiter unterstützt, dass diese Maus-Modell ist nicht nur möglich, sondern kann repliziert werden. Diese Proof-of-Concept-en bloc Brustwand, Thymus und Herztransplantation validiert the Mausmodell, um kombinierte Organ und gefäßVerbund Allotransplantation Studie.
Abbildung 1. Intraoperative Bilder. (A) der Brustwand, Thymus und Herz-Allotransplantat ist erfolgreich wiederhergestellt, getrimmt, und visualisiert ex vivo von der hinteren Seite. Die bilateralen internen thorakalen Gefäße bleiben erhalten. (B) Der Empfänger externen Halsvene (Pfeil) und Arteria carotis communis (Pfeilspitze) sind umgestülpte Über Polyimid Manschetten in Vorbereitung für die vaskuläre Anastomose fixiert. (C) Allograft Gefäßanastomosen abgeschlossen sind. Der Pfeil zeigt die Anastomose zwischen Spender Lungenschlagader und Empfänger externen Halsschlagader. Die Pfeilspitze zeigt die Anastomose zwischen Donor absteigenden Aorta und dem Empfänger Arteria carotis communis. Das Sternchen kennzeichnet die Thymusdrüse und das reflektierte Brustwand wird overl visualisiertying den Thymus. (d) Eine stärkere Vergrößerung zeigt die mikrovaskulären Anastomosen-Manschette. (e) Komplette Allograft-Einschub. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 2. En bloc Brustwand, Thymus, und Herztransplantatüberlebens Kaplan-Meier-Überlebenskurven der en bloc Brustwand, Thymus und Herz Allotransplantat in syngene C57BL / 6-Mäuse (n = 3;. Mittlere Überlebenszeit betrug mehr als 109 Tage). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Discussion
Es gibt eine Vielzahl von Phänomenen, die in der immunologischen Untersuchung der Allotransplantation, die umfassen Faktor sind jedoch nicht auf Mechanismen von akuten und chronischen Abstoßung, direkte und indirekte Antigen-Präsentation, Empfänger Sensibilisierung oder die Induktion eines gemischten Chimärismus beschränkt. 19 Tiermodelle geworden der Goldstandard für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie und Mausmodelle werden im Volksmund wegen ihrer geringen Kosten, Verfügbarkeit transgener und Gen-Knockout-Mäuse, im Handel erhältlichen monoklonalen Antikörpern, relativ verringert Veterinär- und Gehäuseanforderungen, und die einfache Replikation implementiert. Bisher wurden mehrere Herztransplantation Modelle wurden entwickelt, um Organtransplantation zu untersuchen. 19,22-27 In ähnlicher Weise eine Fülle von Mausmodellen wurden entwickelt, um vaskularisierten Verbund Allotransplantation studieren. 28 Allerdings ist die Studie der kombinierten Organ und gefäßVerbund Allotransplantation ist begrenzt,und Techniken noch bei Mäusen festgestellt werden. Die en bloc Brustwand, Thymus und Herztransplantation Mausmodell hier vorgestellten ist eine zuverlässige und reproduzierbare Werkzeug, um die Auswirkungen und immunologischen Mechanismen der kombinierte Organ und gefäßVerbund Allotransplantation studieren.
Um das Gebiet der Transplantation weiter voranzubringen, muss die Versprechen der Verlängerung Transplantatüberleben und die Minimierung der Immunsuppression durch neuartige Behandlungsmethoden verfolgt werden. Ein solcher Ansatz ist durch die Induktion des gemischten Chimärismus (teilweise Transplantation von Spender hämatopoetische Zellen im Empfänger), die zur Immunsuppression freien Spender spezifische Toleranz führen kann, auch wenn in einigen Fällen Chimärismus wird nicht aufrechterhalten. 29,30 Knochenmarktransfusion / Transplantation gepaart mit soliden Organ 31 oder vaskularisierten Verbund allotransplanation 32,33 erfordert umfangreiche Präkonditionierung posiert eine große Herausforderung. Vaskularisierten Knochenmark, eins Teil eines vaskularisierten Verbundtransplantatkonstrukt kann dieses Problem zu umgehen. Vaskularisiertes Knochenmarktransplantation ermöglicht die unterbrechungsfreie Umschaltung der Spender-Knochenmarkszellen in der erhaltenen Spendermikroumgebung und wird als überlegen zelluläre Knochenmarktransplantation allein in der Induktion von Toleranz und Reduktion der Immunsuppression-Anforderungen erfüllen. 34-36 Außerdem ist die Einarbeitung von Thymusgewebe mit vaskularisierten Knochenmarktransplantation hat gezeigt, dass T-Zell-Chimärismus von Spenderursprung erhöhen letztendlich spielen eine unterstützende Rolle bei der Einleitung und Aufrechterhaltung von Chimärismus. 2,9 Die oben genannten Strategien zur Verlängerung Transplantatüberleben und die Minimierung der Immunsuppression wurde der Grundstein zu konzipieren eine kombinierte Organ, Thymus und gefäßVerbund Allograft-Mausmodell.
Das heterotope en bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation ist ein Zusammenschluss von mehreren seintorischen Tiermodellen. Heterotope zervikalen Herztransplantation unter Verwendung eines nicht-Nahtmanschette bei Mäusen wurde gut etabliert und als weniger technisch anspruchsvoller als eine heterotope Bauchmikrovaskulären Herztransplantation. 19 In der Tat hat die Manschette Technik in mehreren anderen Tiertransplantationsmodelle umgesetzt. 37-44 Heterotope Brustbeintransplantation bei Ratten wurde 1999 von Santiago et al. als alternative Methode zur vaskularisierten Knochenmarktransplantation zu untersuchen. 1 Sie konnten langfristig peripheren Chimärismus, Toleranz, und das Überleben nach Beendigung der Immunsuppression auf postoperativen Tag zeigen 30 1 Bozkurt et al. Anschließend entwickelte eine Ratten-Modell im Jahr 2013, um den Thymus und das volle Ausmaß des osteomyocutanene Teil der Brustwand zu integrieren. Es sollte jedoch angemerkt werden, dass dieses Modell unterscheidet sich von unserem Modell in mehreren Aspekten. Dazu gehören: (1) ihr Modell als ohne jede festeOrgane, (2) bei Ratten mit traditionellen mikrochirurgischer Techniken abgeschlossen ist, (3) Ligation der Brustwandgefäßen während der Spender der Ernte, (4) Durchführung eines einseitigen, Single Stiel über eine gemeinsame Halsschlagader und externe Halsvene und (5 ) Transplantation des Allograft in der Leistengegend. 2 Dennoch war ihr Modell in der Lage zu zeigen, dass der Thymus von Donor-Herkunft spielt eine bedeutende Rolle nicht nur für Chimärismus Vergrößerung, sondern auch für Chimärismus Wartung im Vergleich zu vaskularisierten Knochenmarktransplantation allein. 2 Nachfolgende Schweine Modelle von Co-Transplantation des Thymus und Herz haben eine überlegene Wirkung auf die Herztransplantatüberleben gezeigt. 10,11 die Vorteile jeder der Tier-Modelle, aber Mangel an mechanistischen in vivo-Studien im Zusammenhang mit kombinierten Organ, Thymus und gefäß Verbund Allotransplantation aufgefordert unserer Gruppe, dieses Modell zu entwerfen.
Die Erfahrung executing diesen Roman Modell ausgestellt bestimmte Lektionen erfordert unser Team vor, Änderungen im Hinblick auf eine bessere Überleben der Tiere zu erreichen erheben. Dieses Modell wurde mit einem Betreiber, die letztlich über 3-4 h und auch längere kalte Ischämiezeit verlängerte die operative und Anästhesie Zeit versucht. Tiere nicht wach nach Beendigung des Verfahrens. Umsetzung einer Zwei-Team-Ansatz schneiden die Gesamt operativen und Narkosezeit auf 90 min. Dies spiegelt sich in 60 min Anästhesie Zeit der Empfängermaus, und 0-10 min Allograft kalten Ischämiezeit. Während Allotransplantat Reperfusion ist die Maus anfällig für Blutungen, die seine Überlebensfähigkeit in der unmittelbaren perioperativen begrenzen kann. Wir setzen uns für genauen Besichtigung des Allograft ex vivo für mögliche Quellen von Blutungen, sowie eine schonende Freisetzung des Bulldogge mikrovaskulären Klemme während der Allograft-Reperfusion. Durch Anordnen des Allotransplantat in einem reflektierten Position ist es leichter zu spezifischen Stellen zu identifizierenBlutung. Darüber hinaus fördert diese Transplantat Einschub Position die ergonomische Laien von Schiffen das Risiko von Gefäß Knicken minimiert. Schließlich mit dem ersten 48 Stunden der Erholung, des Empfängers Maus rechten oberen Extremität Bewegungsbereich kann in Bezug auf die Besteigung des Käfigs zu Nahrung und Wasser zu erhalten, behindert werden. Daher empfehlen wir die Platzierung von Gelatine Ernährungs Quellen entlang dem Käfig, um Nahrungsaufnahme zu erleichtern. Typischerweise durch postoperativen Tag 3 wird volle Bewegungsfreiheit in der rechten oberen Extremität zurückgegeben.
Zwar gibt es Einschränkungen bei diesem Modell, das den Bedarf an technischen Fähigkeiten in der Mikrochirurgie, die Verfügbarkeit von zwei gleichzeitigen Mikroskope, und das Erfordernis eines zwei Team-Ansatz sind, es doch gezeigt wurde, dass ein erfolgreicher Ansatz zur mechanistischen immunologische Untersuchungen im Zusammenhang mit durchführen zu können kombinierte Organ und gefäßVerbund Allotransplantation. Seine breitere Anwendung kann weiter dazu beitragen, neue immun zu entwickelnosuppressive Protokolle, Studium der Mechanik von akuten und chronischen Abstoßung, und Implementierung mögliche Strategien zur Induktion und Aufrechterhaltung Chimärismus, und verlängern Allograft Überleben.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Euro-Collins Solution | The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500 ml solution add the ingredient listed below to a 330 ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170 ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500 ml. Ingredients: 1.02 g KH2PO4, 3.66 g K2HPO4, 0.56 g KCl, 0.42 g NaHCO3, and 17.52 g of glucose. |
||
| Suture | Ethilon | MWI 72667 | 6-0 Ethilon https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies) |
| Polyimide Cuff Vein (21G) | Vention Medical | 141-0043 | http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/ |
| Polyimide Cuff Artery (24G) | Vention Medical | 141-0027 | http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/ |
| Soft plastic tip catheter | Terumo | SR*OX2419CA | 24G x 3/4" |
| Microsurgical dilator | S&T | D-5a.1 | Dilator, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d |
References
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