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Immunology and Infection

A purificação a partir de ARN intracelularmente Grown doi: 10.3791/54044 Published: June 4, 2016

Introduction

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Patógenos bacterianos intracelulares ─ bactérias que causam doenças infecciosas e capaz de crescer e reproduzir no interior das células de hospedeiros humanos ─ são um importante problema de saúde em todo o mundo 5. Para invadir e replicar dentro de uma célula de mamífero, patogénios intracelulares adquiriram sofisticados mecanismos de virulência e factores. Embora estes mecanismos são fundamentais para a capacidade de causar uma doença, pouco sabemos sobre a sua regulação e dinâmica. Uma vez que os perfis de bactérias cultivadas em meio líquido de expressão de genes não reflectem o ambiente real dentro de células hospedeiras, existe uma necessidade crescente de transcriptoma análises de bactérias cultivadas nos seus nichos intracelulares. Tais análises permitirá a decifração de adaptações bacterianas específicas desencadeadas pelo anfitrião e vai ajudar a identificar novos alvos para o projeto terapêutico. A análise do transcriptoma de bactérias cultivadas intracelularmente é altamente desafiador, uma vez ARN de mamífero superam ARN bacteriana por pelomenos dez vezes. Neste artigo, nós descrevemos um método experimental para isolar RNA bacteriana de Listeria monocytogenes bactérias que crescem no interior das células de macrófagos de murino. O ARN extraído pode ser utilizado para estudar adaptações intracelulares e mecanismos de virulência de bactérias patogénicas através de várias técnicas de análise de transcrição, tais como RT-PCR, o RNA-Seq, microarray e outras tecnologias de hibridação baseada.

L. monocytogenes é o agente causador de listeriose em humanos, uma doença com manifestações clínicas dirigidas principalmente indivíduos imunocomprometidos, idosos e mulheres grávidas 6. isto é um agente patogénico intracelular facultativo Gram-positiva que invade uma grande variedade de células de mamíferos que tenham sido utilizados durante décadas como um modelo em interacções hospedeiro-patogénio estuda 7. Após a invasão, ele reside inicialmente em um vacúolo ou fagossoma (no caso de células fagocíticas), a partir do qual ele deve escapar para tele hospedar citosol da célula, a fim de se replicar. Vários factores de virulência foram mostrados para mediar o processo de escape, principalmente a hemolisina de formação de poros, listeriolisina O (LLO) e duas fosfolipases 8 adicionais. No citosol das bactérias utilizam a maquinaria a polimerização de actina hospedeiro para impulsionar-se em filamentos de actina dentro da célula e para espalhar a partir de uma célula para outra (Figura 1). Todos os principais fatores de virulência de L. monocytogenes envolvidas na invasão, a sobrevivência e a replicação intracelular, são activados pelo regulador da transcrição mestre virulência, PrfA. 8-10.

Na última década, vários estudos realizados por nós e outros métodos para análise de transcriptoma de bactérias cultivadas intracelularmente aplicado com sucesso dentro das células hospedeiras 2,11-15. Duas abordagens principais são usadas para separar o RNA de bactérias de hospedeiro-ARN que são baseadas em: 1) enriquecimento selectivo de ARN bacteriana e 2) de isolamento de ARN por diferential lise celular. A primeira abordagem depende de hibridização subtrativa de extratos de RNA total de moléculas de RNA de mamíferos (por exemplo, utilizando kits comercialmente disponíveis) ou a captura seletiva de sequências transcritas bacterianas (SCOTS) 11. A segunda abordagem baseia-se na lise diferencial de bactérias e células hospedeiras, em que as células hospedeiras são lisadas, enquanto as células bacterianas permanecem intactos. As células bacterianas são em seguida separados a partir do lisado da célula hospedeira, geralmente por centrifugação, e o ARN é extraído por intermédio de técnicas convencionais. O principal problema com esta abordagem é que, juntamente com as bactérias intactas, as células hospedeiras núcleos também são isoladas, assim, as preparações de ARN ainda contêm ARN de mamífero. Uma maneira de ultrapassar este problema é separar as bactérias intactas a partir de células hospedeiras núcleos utilizando centrifugação diferencial, embora este processo normalmente leva tempo aumentar a preocupação de alterações no perfil de expressão de genes durante a extracção. Neste artigo apresentamos uma ba melhorada e rápidacteria protocolo de extracção de ARN, que é baseado no método de lise celular diferencial. Em primeiro lugar, L. monocytogenes infectados macrófagos são lisados ​​com água fria. Em seguida, os núcleos de macrófagos são removidos por uma breve centrifugação e bactérias intactas são rapidamente recolhidas em filtros, a partir do qual o ARN é isolado usando extracção com fenol quente SDS-de ácidos nucleicos bacterianos.

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Protocol

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Nota: Durante toda a experiência, as células de macrófagos foram incubadas a 37 ° C numa incubadora de CO2-ar forçado 5% e levado para fora da incubadora apenas para manipulações experimentais, que são realizadas numa câmara de segurança biológica de Classe II. Trabalhando com L. bactérias monocytogenes é de acordo com o nível de segurança biológica 2 regulamentos.

1. Preparação de células e infecção bacteriana (Dia 1 e 2)

  1. Dia 1
    1. Semente de medula 2,0 x 10 7 células de osso derivadas de macrófagos (BMDM) sobre um prato de 145 milímetros em 30 ml BMDM + meios Pen-Strep (Tabela 2). Seed 3 placas para cada estirpe bacteriana a ser analisado. Incubar durante a noite a 37 ° C numa incubadora de CO2-ar forçado 5%.
    2. Iniciar uma cultura bacteriana durante a noite de tipo selvagem (WT) L. monocytogenes 10403S estirpe em 10 ml de meio de infusão de cérebro e coração (BHI), a 30 ° C numa incubadora padrão. Colocar os tubos de cultura inclinada sem agitação. Nota:Estas condições de crescimento sobre-regular a expressão dos genes de flagelos, que promove a infecção eficiente.
  2. Dia 2
    1. Pré-forma quente BMDM (sem antibióticos Pen-Strep) (Tabela 2) e fosfato tamponado salino (PBS) a 37 ° C.
    2. Lavar monocamada de macrófagos duas vezes com 25 ml de PBS pré-aquecido para remover os antibióticos. Adicionar 30 ml de meio BMDM fresco.
    3. Lava-se 1,5 ml de cultura bacteriana durante a noite com PBS, as bactérias por centrifugação a> 14.000 xg durante 1 min, descartando o sobrenadante, e ressuspensão suavemente bactérias em 1,5 ml de PBS por pipetagem. Repita duas vezes.
    4. Infect cada placa de macrófagos com 0,5 ml de uma cultura durante a noite lavou-se de tipo selvagem L. monocytogenes. Se o uso de vários pratos, infectar cada placa 15 min de intervalo. Este intervalo de tempo irá permitir a colheita cada placa individualmente no final da infecção.
      Nota: A multiplicidade de infecção (MOI) é ensaiado por diluição em séries da cultura bacteriana utilizada para a infecção em placas de agar BHI e contagem de unidades formadoras de colónias (CFU) após 24 horas de incubação das placas a 37 ° C. Utilizando-se 0,5 ml de WT L. monocytogenes estirpe resultados 10403S em um MOI de 100 ~ (100 cfu por bactérias celular de macrófagos). Ao analisar bactérias mutantes defeituosos no crescimento intracelular, uma MOI superior deve ser considerada.
    5. Após 0,5 horas de incubação a 37 ° C, lavar as células infectadas duas vezes com PBS, para remover as bactérias não ligadas, e adicionar 30 ml de meio pré-aquecido BMDM. bactérias aderidas vai internalizar durante a próxima 0,5 hr.
    6. À 1 h após a infecção, adicionar 30 uL de gentamicina (1: 1000 para atingir uma concentração final de 50 ug / ml) para matar bactérias extracelulares.
    7. Montar o aparelho de filtro, colocando uma cabeça do filtro sobre um balão de recolha de líquido com um orifício de saída de vácuo. Em seguida, colocar um filtro (0,45 mm) sobre uma cabeça do filtro, seguido de um funil e cilindro de garantir as diferentes partes com um metal clâmpada. Prepare água livre de RNase gelada.
    8. Às 6 h pós-infecção, as bactérias de colheita a partir de células infectadas como se segue. Trate cada placa individualmente.
      Nota: Normalmente, L. monocytogenes termina 1-log de ​​crescimento durante 6 hr de infecção em células de macrófagos. incubações mais longas poderia resultar numa proliferação bacteriana e a morte celular dos macrófagos, enquanto que períodos de incubação mais curtos pode resultar em cargas bacterianas consideravelmente inferiores. A MOI e o tempo de infecção pode ser modificado para se alcançar as condições óptimas.
      1. Lavar as células infectadas com PBS uma vez. Adicionar 20 ml de água livre de RNase gelada para lisar células de macrófagos. Usando um raspador de células, raspar as células da placa rapidamente, mas com cuidado.
      2. Recolha de células lisadas para um tubo cónico de 50 ml. Vortex durante 30 seg. Centrifuga-se a 800 xg durante 3 min a 4 ° C.
      3. Passar o sobrenadante através do aparelho de filtro, utilizando um sistema de vácuo. Com uma pinça, rolar o filtro e rapidamente transferi-lo para a 15 ml CONItubo de cal. Snap-congelar os tubos com os filtros em azoto líquido.
      4. Montar o aparelho de filtração com um filtro novo para a amostra seguinte, como descrito no 1.2.7.
      5. Armazenar os filtros congelados a -80 ° C durante o dia seguinte. Alternativamente, vá diretamente para a extração de ácidos nucléicos.

2. Ácidos Nucleicos Extraction (Dia 3)

Nota: Executar todas as manipulações com soluções de fenol e clorofórmio em um exaustor.

  1. Prepara-se uma mistura 1: 1 de fenol acidificado: clorofórmio, 400 ul de cada amostra. Misturar em tubos separados, e em seguida, retirar a camada aquosa resultante por aspiração. Adicionar 40 ul de SDS a 10%.
  2. Descongelar os tubos contendo filtro no gelo para mantê-los frio. Para cada tubo contendo o filtro de adicionar 650 ul de tampão de acetato-EDTA (AE) (Tabela 2).
  3. Execute os seguintes passos tão rapidamente quanto possível.
    1. Vortex vigorosamente o tubo contendo o filtro paraque leva o filtro para a periferia do tubo e o tampão de lava completamente o filtro. Sempre mantenha o frio tubo, colocando-o de volta no gelo. Nota: Pode ser necessário Além disso vortex do tubo enquanto invertido para lavar completamente as bactérias fora do filtro.
    2. Repita o procedimento para todos os tubos. Pode ser útil para girar para baixo a suspensão breve (1 min a 120 x g), no final do processo.
  4. Transferir o tampão de bactérias contendo a um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml contendo SDS e a mistura de fenol / clorofórmio (como foi preparada no ponto 2.1). Repita o procedimento para todos os tubos. Pode ser necessário para rodar os tubos de filtragem contendo (1 min a 120 x g) novamente para obter tampão residual do filtro.
  5. Colocar todos os tubos de 1,5 ml em um dispositivo de vórtice multi-tubos, e agitar com vortex à velocidade máxima durante 10 min.
  6. Incubar os tubos num bloco de calor a 65 ° C durante 10 min. Centrifuga-se a velocidade máxima (> 14.000 x g) durante 5 min.
  7. Transferir a fase aquosa (cerca de 400 ul) de cada tUbe para um novo tubo de 1.5 ml contendo 40 ul de acetato de sódio 3 M (pH 5,2) e 1,0 ml de etanol a 100%. Vortex cada tubo completamente.
    Nota: O glicogénio podem ser adicionados nesta etapa para melhorar a visualização do sedimento precipitado.
  8. Incubar as amostras a -80 ° C durante 1 h. Alternativamente, incubar as amostras a -20 ° C durante a noite. Em seguida, centrifugar as amostras a 4 ° C durante 20 minutos à velocidade máxima (> 14.000 x g).
  9. Aspirar cuidadosamente o etanol (camada superior) de cada tubo. Adicionar 500 ul de etanol frio a 70% a cada amostra e vórtice completamente. Centrifugar a 4 ° C durante 20 minutos à velocidade máxima (> 1 4000 xg).
  10. Aspirar cuidadosamente o etanol a partir de cada tubo. Secam-se as amostras durante cerca de 2 min, utilizando um evaporador sob vácuo sem aquecimento. Não excesso de secar as amostras.
  11. Adicionar 25 mL de água livre de RNase para cada amostra. Incubar à temperatura ambiente durante 20 min. Cuidadosamente vórtice e spin-down.
  12. Medir a concentração de ARN em tele amostras usando um microvolume UV-Vis. Esperar para extrair cerca de 0,5-1 mg de ácidos nucleicos por placa.
    Nota: repetições técnicas podem ser combinadas nesta fase.

3. DNase Tratamento

  1. Defina-se a reacção de acordo com o Quadro 1 num tubo de microcentrífuga. Incubar a 37 ° C durante 45 min. Adicionar 450 uL de água livre de RNase-e 500 ul de fenol-clorofórmio-IAA mistura (Tabela 2), as fases separadas por centrifugação durante 2 min a velocidade máxima (> 14.000 x g).
  2. Transferir a fase aquosa para um novo tubo e adicionar 500 mL de clorofórmio-IAA mistura (Tabela 2), e as fases separadas vórtice por 2 minutos de centrifugação a velocidade máxima (> 14.000 x g).
  3. Transferir a fase aquosa para um novo tubo e adicionar 1 ml de etanol e 50 uL de acetato de sódio 3 M (pH 5,2). Vórtice.
    Nota: O glicogénio podem ser adicionados nesta etapa para melhorar a visualização do sedimento precipitado.
  4. Aspirar cuidadosamente o etanol a partir de cada tubo. Adicionar 500 ul de etanol frio a 70% a cada amostra e vórtice completamente. Centrifugar a 4 ° C durante 20 minutos à velocidade máxima. Aspirar cuidadosamente o etanol a partir de cada tubo.
  5. Secam-se as amostras durante cerca de 2 min, utilizando um evaporador sob vácuo sem aquecimento. Não excesso de secar as amostras.
  6. Adicionar 12 ul de água livre de RNase, incubar durante 2 minutos à temperatura ambiente, vórtice, e girar para baixo. As amostras contêm RNA purificado, mantê-los no gelo. Em alternativa, dissolve-se o ARN em RNase H 2 O com 0,1 mM de EDTA ou tampão TE (Tris 10 mM, EDTA 1 mM).
  7. Medir as concentrações de ARN utilizando um microvolume UV-Vis. Esperar ~ 100 ng de RNA por amostra (se repetições técnicas são combinadas).
    Nota: RNA extraído de acordo com este protocolo é adequado foanálise de transcrição do gene r por várias técnicas. Nós geralmente empregam análise de RT-qPCR para estudar L. monocytogenes transcrição de genes durante a infecção de células de macrófagos 1-4.

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Representative Results

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O sistema de modelo é mostrado na Figura 1 e inclui células de macrófagos infectados com L. monocytogenes bactérias, que se replicam no citoplasma de macrófagos. A Figura 2 representa o esquema experimental. A Figura 3 representa os resultados típicos de tal análise de RT-qPCR de genes de virulência durante WT L. monocytogenes crescimento em macrófagos em comparação com o crescimento em meio laboratorial rico BHI. Os resultados mostram os níveis de transcrição de dois importantes fatores de virulência de L. monocytogenes; Hly que codifica a toxina e LLO actA que codifica proteína de montagem da actina, os quais são de forma robusta induzida por infecção de macrófagos.

figura 1
Figura 1: Visão Geral do L. monocytogenes estilo de vida como um Intracellular Pathogen. L. monocytogenes invade células hospedeiras expressando proteínas especializadas internalinas que induzem a internalização activo em células não fagocíticas, enquanto que as células fagocíticas fagocitam as bactérias designadas. Após a invasão, L. monocytogenes é inicialmente encontrada dentro de um vacúolo endosome / fagossomo do qual ele rapidamente escapa usando principalmente a toxina listeriolisina O (LLO). Dentro da célula hospedeira citosol L. monocytogenes replica rapidamente e se espalha de célula para célula usando motilidade base actina através da sua proteína ACTA. Todos os fatores de virulência mencionados são regulados pelo ativador mestre virulência, PrfA. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2
Figura 2: Um diagrama de fluxo Representando o ExpProcesso erimental. As principais etapas incluem a lise de células infectadas, a separação das células hospedeiras de núcleos e células de bactérias e isolamento de ARN. As etapas críticas são ilustradas. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3
Figura 3: análise da transcrição de genes de virulência durante L. monocytogenes crescimento intracelular. A análise da transcrição do gene da Hly (que codifica LLO) e do gene actA durante L. monocytogenes 10403S crescimento intracelular em células de macrófagos em 6 horas após a infecção, em comparação com os seus níveis durante o crescimento exponencial em meio de BHI utilizando análise RT-qPCR. os níveis de transcrição são representados como a quantidade relativa (RQ), relativapara os níveis de transcrição durante o crescimento em BHI. os níveis de transcrição foram normalizadas para os níveis de rRNA 16S como um gene de referência. Os dados são representativos de 3 repetições biológicos independentes (n = 3). As barras de erro representam 95% de intervalo de confiança. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

RNA até 2 ^ g (em termos de volume máximo de 44 mL)
tampão 10x DNase 5 ul
água livre de RNase completa a 50 ul de volume total de
DNAse 1 ul (1 unidade)

Tabela 1: Protocolo de Reacção ADNase.

1. 500 ml DMOmeios M + Pen-Strep (esterilizado por filtração):
DMEM 235 ml
FBS (inactivado 30 min a 54 ° C) 100 ml
M-CSF (G-929 meio condicionado) 19 150 ml
glutamina 5 ml
piruvato de sódio 5 ml
p-mercaptoetanol 0,5 ml
Penicilina / Estreptomicina 5 ml
Total 500 ml
2. 500 mL BMDM (esterilizado por filtração):
DMEM 235 ml
FBS (inactivado 30 min a 54 ° C) 100 ml
M-CSF (G-929 meio condicionado) 19 150 ml
glutamina 5 ml
piruvato de sódio 5 ml
p-mercaptoetanol 0,5 ml
Total 500 ml
3. O tampão de AE
NaOAc pH 5,2 50 mM
EDTA 10 mM
água livre de RNase
4. fenol-clorofórmio-IAA
Fenol 25 ml
Clorofórmio 24 ml
álcool iso-amílico 1 mL
5. clorofórmio-IAA
Clorofórmio 24 ml
álcool iso-amílico 1 mL

Quadro 2: Receitas da Média e tampões.

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Discussion

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O protocolo aqui descrito representa um método aperfeiçoado para o isolamento de ARN a partir de bactérias L. monocytogenes bactérias que crescem intracelularmente em células de macrófagos. Este protocolo baseia-se na lise diferencial de células e inclui duas etapas principais para enriquecimento de RNA bacteriana: sedimentação núcleos de macrófagos usando centrifugação e uma recolha rápida de bactérias por filtração. Estes passos são seguidos por um processo de extracção de ARN padrão. Embora este protocolo descreve a purificação de ARN listeriais, ele pode ser facilmente modificado para outros agentes patogénicos bacterianos. Embora o método incide sobre a purificação de ARN para a análise da transcrição, o princípio utilizado para separar as bactérias que crescem intracelularmente a partir do seu hospedeiro também pode ser aplicado para a purificação de outros componentes bacterianos, tais como ADN, proteínas, da parede celular, etc. Tal genómico e as análises bioquímicas iria proporcionar uma melhor compreensão e caracterização do agente patogénico intracelulardo ciclo de vida durante o curso da infecção.

O procedimento resulta em ~ 100 ng de RNA bacteriana total. Embora os rendimentos de ARN são relativamente baixos, eles são adequados para análises a jusante da transcrição de genes usando várias técnicas, tais como RT-qPCR, RNA-Seq e modernas tecnologias de hibridização baseada. Para melhorar o rendimento de ARN, é recomendado o uso de inóculos bacterianos frescos, bem como a solução de fenol fresca de água livre de nuclease e tampões para evitar possíveis contaminações RNase. bactérias colhidas e RNA isolado deve ser sempre mantido em gelo durante o processo de extração. O tempo de infecção pode ser ajustado dependendo da questão biológica e o organismo em estudo. Para aumentar as quantidades de RNA, o experimento pode ser ampliado para incluir mais placas de infecção por cada amostra.

A principal preocupação quando se realiza tal experiência é o risco de alterar o perfil de transcrição das bactérias durante os passos de colheita. A maioria bacterIA responder a temperaturas frias, activando respostas a stress do choque térmico, e a colheita bacteriana, assim, deve ser realizado tão rapidamente quanto possível. Reagentes e equipamento deve ser preparada antes do tempo, e cada amostra deve ser tratada separadamente. A etapa mais crítica é a de congelar imediatamente as bactérias contendo filtro em nitrogênio líquido. Não fazer isso pode reduzir drasticamente a qualidade do RNA isolado. Outro passo fundamental neste protocolo é a precipitação de etanol das relativamente pequenas quantidades de ácidos nucleicos. Cuidado extra deve ser tomado para não perturbar o invisível ácidos nucleicos pellet. O glicogénio pode ser adicionado à solução de precipitação para melhorar a visualização do pelete durante estes passos.

Para algumas aplicações subsequentes, por exemplo, RT-qPCR, removendo o ADN é crítica. Embora não rotineiramente monitorar a eficácia do tratamento com DNase, uma redução de 3-5 vezes na quantidade total de ácidos nucleicos na sequência de ADNase tratamento é indicativo de tratamento com DNase eficiente. De nota, qualquer técnica disponível comercialmente ou kit para a remoção de ADN a partir de amostras de ARN é adequado. Além disso, utilizando as amostras de controlo de qualidade, tal como uma amostra sem transcrição reversa realizada, é benéfica em tais aplicações.

Uma das principais limitações do protocolo descrito aqui é a quantidade relativamente baixa de RNA extraído, o que é cerca de 100 ng de ARN total. Assim, esta técnica não é adequada para técnicas de hibridização clássico, tal como a análise de Northern blot, que requerem microgramas de ARN.

O recente progresso tecnológico no seqüenciamento RNA (deep RNA-seq) permite a análise tanto do patógeno bacteriano e os perfis de transcrição de hospedeiros mamíferos juntos, sem a necessidade de separar os RNAs, um método chamado "dual RNA-seq '16-18. Embora a análise de RNA-seq dupla é ideal para estudar interação patógeno-hospedeiro, é muito expensive e não pode ser utilizado frequentemente. Como o conteúdo de RNA bacteriana em células infectadas é particularmente baixo, é extremamente difícil e caro para obter bacteriana lê o suficiente para uma análise de expressão de gene eficaz, mesmo com a profundidade elevada leitura fornecido pelos novos plataformas de sequenciação. Uma desvantagem adicional deste método é o uso frequente de um passo de amplificação de ADNc ou de ARN, o que pode conduzir a resultados tendenciosos de expressão do gene. O método aqui apresentado oferece um compromisso entre as informações obtidas e custo-efetividade.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Listeria monocytogenes 10403S 20
Bone marrow derived macrophages prepared from C57B/6 female mice 21
H2O, RNAse free Thermo Scientific 10977-015 DEPC-treated water can be used
DMEM Gibco 41965039
Glutamine Gibco 25030081
Sodium pyruvate Gibco 11360-088
β-Mercaptoethanol Gibco 31350010
Pen/Strep Gibco 15140-122
Gentamicin Sigma-Aldrich G1397
FBS Gibco 10270106
Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline-PBS Sigma-Aldrich D8537
Brain heart infusion (BHI) Merckmillipore 1104930500
Phenol saturated pH 4.3 Fisher BP1751I-400
Chloroform Fisher BP1145-1
Iso-amyl alcohol Sigma-Aldrich W205702
Sodium acetate Sigma-Aldrich W302406
EDTA Sigma-Aldrich EDS
DNaseI Fermentas EN0521
SDS 10% Sigma-Aldrich L4522
Ethanol absolute Merck Millipore 1070174000
37 °C, 5% CO2 forced-air incubator Thermo Scientific Model 3111
Cell scrapers Nunc 179693
Kontes glass holder for 45 mm filters Fisher K953755-0045
MF-Millipore filters 45 mm, 0.45 µm Merck Millipore HAWP04700
SpeedVac system Thermo Scientific SPD131DDA
Vortex-Genie 2 Scientific Industries Model G560E
NanoDrop Thermo Scientific
145 mm cell culture dishes Greiner 639 160
1.7 ml tubes, RNase-free Axygen MCT-175-C
30 °C incubator Thermo Scientific
65 °C heat block Thermo Scientific
4 °C table centrifuge Eppendorf 5417R
Sterile pipettes, 25 ml Greiner
Falcon tubes, 50 ml Greiner
Liquid nitrogen

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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A purificação a partir de ARN intracelularmente Grown<em&gt; Listeria monocytogenes</em&gt; Em macrófagos
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Sigal, N., Pasechnek, A., Herskovits, A. A. RNA Purification from Intracellularly Grown Listeria monocytogenes in Macrophage Cells. J. Vis. Exp. (112), e54044, doi:10.3791/54044 (2016).More

Sigal, N., Pasechnek, A., Herskovits, A. A. RNA Purification from Intracellularly Grown Listeria monocytogenes in Macrophage Cells. J. Vis. Exp. (112), e54044, doi:10.3791/54044 (2016).

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