Abstract
polmonite acido è una delle principali cause di sterile danno polmonare acuto (ALI) negli esseri umani. polmonite Acid estende lo spettro clinico da asintomatica alla sindrome acuta da distress respiratorio (ARDS), caratterizzata da alveolite neutrofila e danni fisici, sia dell'epitelio alveolare e endotelio vascolare. Clinicamente, ARDS è definita da un esordio acuto di ipossiemia, infiltrati polmonari bilaterali chiazze ed edema polmonare non cardiogeno. Studi sull'uomo ci hanno fornito informazioni preziose sui cambiamenti fisiologici e infiammatorie nei polmoni causate da ARDS, che ha portato a diverse ipotesi sui meccanismi subalterno. Purtroppo, le difficoltà determinano l'eziologia della ARDS, nonché una vasta gamma di fisiopatologia hanno portato ad una mancanza di informazioni critiche che possono essere utili nello sviluppo di strategie terapeutiche.
modelli animali traslazionali sono utili quando il loro patogenesi e fisiopatologia ripro precisioneEA concetto provato in entrambi in vitro e clinica. Anche se grandi modelli animali (ad esempio, pecore) le caratteristiche di condivisione di anatomia di albero di trachea-bronchi umano, modelli murini fornire una serie di altri vantaggi tra cui: basso costo; breve ciclo riproduttivo si presta ad una maggiore acquisizione dei dati; un sistema immunologico ben compreso; e un genoma ben caratterizzato porta alla disponibilità di una varietà di delezione genica e ceppi transgenici. Un modello robusto basso pH indotta ARDS richiede un murino ALI che colpisce principalmente l'epitelio alveolare secondariamente l'endotelio vascolare, nonché le piccole vie aeree che porta agli alveoli. Inoltre, una lesione riproducibile con ampie differenze tra insulti pregiudizievoli e non pregiudizievoli è importante.
Il modello di aspirazione acido gastrico murino qui presentata utilizzando acido cloridrico impiega un tracheostomia aperta e ricrea uno scenario patogeno che riproduce il basso pH pneumonitis lesioni negli esseri umani. Inoltre, questo modello può essere utilizzato per esaminare l'interazione di un basso pH insulto con altre entità polmonari pregiudizievoli (per esempio, particelle di cibo, batteri patogeni).
Introduction
ARDS è caratterizzata da infiammazione polmonare diffusa ed è clinicamente visto come mancanza acuta di respiro con ipossiemia. Questi sintomi si verificano spesso meno di 24 ore dopo un evento incitamento, come un trauma, la sepsi, le reazioni correlate trasfusione di sangue o di aspirazione. E 'caratterizzata da istopatologico alveolite neutrofila (cioè diffusa infiammazione) localizzato dell'epitelio alveolare e endotelio vascolare che porta alla perdita di proteine e formazione di membrane in seguito ialina. L'aspirazione è classificato come polmonite chimica o polmonite da aspirazione. 1 Il componente acida dell'aspirazione gastrica contribuisce sia la polmonite e predilezione per sviluppare una polmonite batterica secondaria. La polmonite da aspirazione è uno dei principali fattori di rischio per ALI e il successivo sviluppo di ARDS. 2
aspirazione gastrica è un evento acuto definito come l'inalazione di materiale da tegli stomaco con o senza flora orofaringea nelle vie aeree al di là delle corde vocali. I contenuti possono contenere aspirare fluido basso pH dello stomaco, batteri, sangue, o particelle di cibo. aspirazione gastrica spesso si verifica in pazienti nel reparto di terapia intensiva (ICU), i quali sono in genere in uno stato di digiuno e quindi posti su un inibitore della pompa protonica per limitare l'aspirazione del contenuto gastrico acidificato. L'incidenza di ALI nella popolazione terapia intensiva negli Stati Uniti è di 2,5 - 5 volte superiore rispetto alla popolazione generale dei pazienti. 3 Purtroppo, queste condizioni predisponenti spesso portano ad uno stato di proliferazione batterica nello stomaco che può portare a più gravi sequele nel polmone seguito di un evento di aspirazione, l'aspirazione gastrica è un fattore di rischio indipendente per lo sviluppo di polmonite batterica secondaria (SBP) , ALI e ARDS.
aspirazione gastrica ha due componenti principali: acido cloridrico e contenuto gastrico, che possono o non possono contenere batterio particelle di cibo. Nel modello di roditore la componente acida alone di aspirazione gastrica produce una risposta infiammatoria iniziale a seguito della lesione caustica diretta di pH basso sul epitelio delle vie aeree. Questo è seguito da una infiltrazione neutrofila e una risposta infiammatoria alle 4 - 6 h. 4 Questi due fattori in ultima analisi, portare alla distruzione di integrità microvascolare polmonare determinando in tal modo stravaso di liquidi e proteine in alveoli e le vie respiratorie. Per capire questo fisiopatologia e di approfondire i possibili interventi terapeutici, è importante sviluppare e caratterizzare un modello animale che chiarisce i meccanismi sottostanti coinvolti. Un aspirato acido da solo deve essere voluminoso o con un pH abbastanza basso per bypassare il potere tampone dell'albero respiratorio e raggiungere gli alveoli. Se questo non avviene, solo un transitorio superiore, conducendo lesioni airways verifica che è meno probabile che portare alla grave sequele di ARDS. 5 </ Sup>
Per emulare un evento di aspirazione accuratamente con ferito dell'epitelio alveolare, è importante bypassare le difese naturali di un animale. Usando un modello aspirazione mouse per produrre un ALI che imita il pregiudizio acido gastrico osservate nell'uomo, bisogna spiegare le differenze nella struttura trachea-bronchiale. La tecnica di tracheostomia aperta che questo metodo utilizza ignora le differenze tra murino e gli alberi delle vie respiratorie umane e modelli il danno in un modo che riproduce ALI sia fisiologicamente e istologicamente. Storicamente, intubazione endotracheale è stato utilizzato per generare ALI, tuttavia si ritiene difficile da eseguire in topi senza pregiudizio della laringe. Pertanto, questo metodo offre una potenziale alternativa che ha dato risultati coerenti tra più ricercatori e con procedura di mortalità attribuita minimo.
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Protocol
Tutti i materiali e le attrezzature devono essere raccolti e adeguatamente organizzata prima procedura. La procedura deve essere effettuata con le transizioni senza soluzione di continuità da un passo a quello successivo, al fine di fornire, i dati riproducibili coerenti. Questo protocollo segue politiche istituzionali fissati dal Comitato Cura e uso istituzionale degli animali presso il Buffalo Veterans Affairs Medical Center.
NOTA: C57BL / 6 topi maschi e femmine sono stati utilizzati per questo protocollo. Non vi è alcuna differenza significativa di fuoriuscita di albumina tra i sessi.
1. Acido cloridrico Preparazione
- Fare 56,2 mM HCl sterile con l'aggiunta di 281 ml di 1 N HCl a 4,72 ml di soluzione fisiologica sterile (SNS). Titolare a pH 1,25 con 1 N HCl (≈ 0 - 50 mL).
- Rendere questa preparazione fresco prima di infortunio. A partire pH SNS non è tamponato assicura la cloridrico insulto lesioni L'acido è transitorio.
2. Anestesia e Tecnica Esposizione tracheale
NOTA:Assicurarsi che la procedura di infortunio è condotta in una cappa aspirante con il filtraggio carbone per evacuazione gas anestetici. Mantenimento di condizioni sterili è essenziale in quanto questo è un intervento chirurgico di sopravvivenza. Utilizzare guanti sterili e sterilizzare tutti gli strumenti in una perlina di vetro strumento chirurgico sterilizzatore prima di un intervento chirurgico su ogni animale. L'uso di teli per isolare il sito chirurgico è raccomandato per mantenere la sterilità. Utilizzare isoflurano come gas anestetico quanto fornisce una solubilità relativamente bassa sangue gas consente una rapida induzione di anestesia, nonché rapido recupero dopo l'infortunio.
- Inizia inducendo l'anestesia in una camera con 2,75% isoflurano in ossigeno con portata di 2 l / min.
- Una volta che il mouse è adeguatamente anestetizzato (che non risponde ai piedi pizzico abbastanza forte per non rompere la pelle o causare danni ai tessuti profondi), sospendere il mouse, gli incisivi superiori con una lunghezza 15 cm da 1-0 sutura di seta intrecciata in posizione supina su un 60 scheda a microcontrollore pendenza dissezione. </ Li>
- Assicurarsi che l'anestesia sia mantenuto durante tutta la chirurgia, fornendo isoflurano attraverso un cono di naso. Applicare una pomata veterinaria sull'occhio del mouse per prevenire la secchezza.
- Radere la parte ventrale del collo con un trimmer elettrico e applicare soluzione antisettica topica (cioè, iodopovidone). Rimuovere l'eccesso con una garza antisettica e lasciare asciugare (~ 15 - 30 s).
- Infiltrarsi nella linea mediana del collo dalla tacca sternale a parte inferiore della mascella con 100 microlitri di 0.5% bupivacaina (per fornire l'analgesia pre-, peri- e post-operatorio).
- Fare A 1 - 1,5 centimetri linea mediana longitudinale un'incisione nel collo con un bisturi o forbici sottili curve. Penetrare la membrana fasciale tra le ghiandole salivari per via smussa con 2 pinze dentellate curve per esporre la trachea (identificato dagli anelli di cartilagine bianchi).
- Sempre con le 2 pinze dentellate, afferrare una parte della muscolatura paratracheale e tirarlo a lato, mentre la dissezione tra il Musfibre CLE longitudinalmente prossimi alla trachea.
- Una volta aereo dissezione è stabilito, continuerà ritraendo il muscolo paratracheale come la seconda coppia di pinze viene lavorato sotto la trachea. Utilizzare queste pinze per posizionare un 15 centimetri filo di sutura 1-0 seta intrecciata nella punta della pinza e tirare attraverso posizionare la sutura dietro la trachea.
Procedura instillazione 3. intra-tracheale
- Preparare la siringa pregiudizio instillazione riempiendo una siringa da 0,5 ml collegata ad un ago da 22 G con 0,2 mL di aria seguita da 3,6 ml / kg di acido cloridrico. L'aria agirà per facilitare la dispersione del veicolo, così come una manovra di reclutamento alveolare per quei alveoli che possono essere stati sottoposti atelettasia durante la somministrazione di anestesia.
NOTA: Seguire le linee guida IACUC locali per quanto riguarda l'analgesia post-operatoria e consultare il proprio veterinario locale. Fate attenzione a utilizzare qualsiasi analgesici con proprietà anti-infiammatorie prima impiegoing questo modello di danno polmonare sterile. - Per amministrare l'infortunio, prima interrompere la somministrazione isoflurano. Lasciare profondità dell'anestesia del mouse per lievitare per circa 10 - 15 s fino a quando non comincia a reagire ad un pizzico punta pinze.
- Immediatamente iniziare passi instillazione di lesioni. Se profondità dell'anestesia è troppo profonda l'animale non respirare spontaneamente dopo l'instillazione pregiudizio, che è particolarmente vero per le lesioni di acido cloridrico contenente.
- Avere un assistente spremere la gabbia toracica di espellere capacità vitale.
- Utilizzare la sutura di seta 1-0 intrecciata posto precedentemente intorno alla trachea per fornire la trazione tirandolo superiormente e quindi inserire l'ago della siringa nella trachea tra il 1 ° e 2 ° anelli cartilaginei sotto la laringe. La smussatura ago deve affrontare il chirurgo e avanzare fino alla smussatura è appena passato la trachea con l'ago come parallelo con la trachea possibile.
- Rilasciare il petto appena prima della somministrazione del bolo diacido cloridrico per assicurare la dispersione e la deposizione nelle vie aeree distale e alveoli. Depositare il bolo in circa 0,5-0,75 s. Tenere l'ago nella trachea fino all'adozione il primo respiro spontaneo per assicurare che l'intero volume pregiudizio bolo viene inalato nei polmoni.
- Chiudi incisione utilizzando sia 1 - 2 graffette cutanee o punti di sutura.
4. Recupero
- Usando una siringa da 5 ml con un ago 26 G, iniettare 1 ml di SNS per via sottocutanea nella nuca del collo per rianimazione con fluidi. Anche se non vi è perdita di liquidi minima durante la procedura, dopo l'intervento il mouse tende a non bere e potenzialmente in grado di disidratarsi. In alternativa, fornire SNS tramite un'iniezione intraperitoneale.
- Posizionare il mouse nella camera riscaldata a 37 ° C perfusi con 100% O 2. Assicurarsi che il mouse sia adeguatamente recuperato prima di essere rimesso in abitazioni. Monitorare gli animali e non lasciare incustoditi durante questo tempo fino ambulatoriale e completamente recovered.
5. lavaggio broncoalveolare e Lung Processing
- Indurre e mantenere l'anestesia isoflurano come descritto al punto 2.1 e Step 2.2. Confermare un adeguato piano di anestesia utilizzando il metodo punta pizzico descritto al punto 2.2.
- Fissare in posizione supina su un bordo dissezione e utilizzare un ciclo di 1-0 sutura di seta intrecciata agganciato incisivi superiori per estendere il collo. Applicare una pomata veterinario occhi per prevenire la secchezza.
- Dopo aver rimosso le graffette di pelle di collo, fare una incisione longitudinale mediana attraverso la pelle dalla parete addominale inferiore attraverso la precedente incisione collo alla mandibola con le forbici.
- Effettuare una incisione sulla linea mediana della muscolatura peritoneale con le forbici e ritrarre gli organi addominali con spugne per esporre lo spazio retroperitoneale. Se è necessario il sangue, raccogliere dall'aorta addominale o la vena cava inferiore a questo punto.
- Eutanasia dell'animale mediante dissanguamento da sezionare il abdomdell'aorta inale e vena cava inferiore. Utilizzando una toracotomia bilaterale nel passaggio seguente un metodo di conferma secondaria dell'eutanasia sarà completata con umanità come stabilito dalle linee guida IACUC.
- Perforare la membrana di causare il collasso del polmone. Quindi utilizzando osso forbici, tagliare la membrana e tagliare il gabbia toracica parallelo e su entrambi i lati dello sterno. Utilizzare un emostatico blocco per ritrarre il lembo sternale per facilitare l'iniezione di 5 ml di acqua calda (37 ° C) Soluzione salina bilanciata di Hank con calcio e magnesio nel ventricolo destro per irrigare il sistema vascolare polmonare.
- Come il sangue dall'aorta è ottenuta per valutare i livelli di citochine periferici prima della procedura descritta in questo documento, fare una piccola incisione nel ventricolo sinistro di fornire necessaria deflusso di sangue per lasciare la circolazione adeguata filo vascolare di polmone, se non il prelievo di sangue .
- Prop la tavola di dissezione ad una pendenza di 60 ° e l'uso °procedimento e descritto al punto 2.2 per facilitare l'inserimento di un 20 G x ½ "cannula in acciaio inox nella trachea e sicuro con una sutura 1-0.
- Posizionare la scheda dissezione in senso orizzontale ed eseguire un lavaggio broncoalveolare (BAL).
- Per eseguire la BAL collegare due siringhe 5 ml ad un rubinetto a 3 vie. Riempire una siringa con 5 ml di SNS e vite in porto di rubinetto. Collegare un vuoto siringa da 5 ml a una porta 2 ° e infine collegare Port aperta del rubinetto per cannula intra-tracheale posizionato al punto 5.6. Instillare 1 ml di NS nei polmoni e lavanda con seconda siringa.
- Ripetere per 5 totale 1 instillazioni ml NS facendo attenzione che la cannula tracheale rimane protetto e parallelamente alla trachea in modo che non si strappa la trachea.
- Per l'analisi istologica, cannulate la trachea, come nel passo 5.7. Fissare i polmoni insufflando con 10% formalina tamponata neutra a 20 cm H 2 O per 24 h.
- Rimuovere ciascun polmone lobo Carefully con le forbici e pinze da sezionare bronchi nei pressi del ilo. Posizionare ogni lobo polmonare (5 totale) in una cassetta istologia prima di essere inclusi in paraffina. Tagliare 5 micron sezioni di tessuto con un microtomo, e macchiare con ematossilina eosina utilizzando tecniche istologiche standard. 6 Morfometria può anche essere eseguite sui vetrini istologici per quantificare l'infiammazione severità. 4
- Elaborare il BAL recuperato per centrifugazione a 1.500 xg per 3 min a 4 ° C. Aliquota il surnatante BAL privi di cellule in quantità equivalenti a 2,0 microprovette ml per analisi future. Conservare a -80 ° C.
- Analizzare il BAL per concentrazione di albumina mediante ELISA, o qualsiasi altro prodotto biologico che interessa. 11 Le cellule pellet dal BAL si contano, i campioni cytoslide generati, e colorati con macchie Wright-Giemsa-based per la determinazione bianco sangue conta differenziale delle cellule per valutare i polmoni 'reazione infiammatoria.
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Representative Results
Polmonare istopatologia del modello murino di acido polmonite
I topi sono stati feriti come descritto sopra e polmoni sono stati rimossi 24 ore dopo pH basso insulto, sezionati e H & E macchiati (Figura 1). cellule necrotiche, perdita di architettura del parenchima polmonare, cellule e detriti all'interno di spazi aerei e significative infiltrazioni PMN sono chiaramente rispettate. Simile all'aspirazione clinicamente, i nostri risultati del modello in un infortunio eterogeneo di spazi aerei polmonari distali con conseguente aree di chiazze infiltrazioni PMN e deposizione di proteine fibrinoso. Questo è molto simile a quello osservato nei pazienti ARDS umani istologicamente.
Albumina dispersione in Airways
Un tratto distintivo di aspirazione acido è fuoriuscita di proteine del siero nelle vie aeree. il SEVerity di questa risposta patogeno ad un basso pH insulto alveolare è stata determinata misurando le concentrazioni di albumina BAL. Concentrazione di albumina nel BAL è stata aumentata a seguito aspirazione acido rispetto al normale soluzione salina (NS) controlli a 2 h ed h 5 (Figura 2). Questo è coerente con la fisiopatologia osservati in pazienti aspirazione acida. punti di tempo sono stati scelti come neutrofili infiltrazione avviene 2 h aspirazione acido postale e danno polmonare non letali massimale si verifica alle 5 ore aspirazione acida posta.
Figura 1: polmonare istopatologia del CD-1 topi 24 ore dopo Acido cloridrico aspirazione. H & E-macchiato, 5 micron sezioni da un mouse illeso (A e B) e un mouse feriti con acido cloridrico (C - H). cellule necrotiche (punta di freccia), Loss dell'architettura parenchimale, cellule e detriti all'interno di spazi aerei (frecce) e l'infiltrazione dei neutrofili significativo (*) sono visti durante i polmoni dei topi feriti. Una distribuzione eterogenea polmone distale si osserva con aree di infiltrazione dei neutrofili irregolare e deposizione di proteine fibrinoso. Questo è molto simile alla istopatologia di ARDS nei pazienti. Barre di scala = A e C = 2 mm; B, D, F = 200 micron; E = 100 micron; e G e H = 60 micron. Scatole in A e C indicano le aree che vengono ingranditi in immagini B e D, rispettivamente. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2: dispersione di albumina nelle vie aeree dopo Acid aspirazione. concentrazione di albumina di cell-free fr BALom C57BL / 6 topi a 2 ore e 5 ore aspirazione acida postale. aspirazione acida è stata confrontata a 5 h controllo dell'aspirazione NS (n = 9) mediante test t spaiato. Le barre di errore indicano SEM. * = P <0.05. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
L'obiettivo era quello di sviluppare un modello animale ALI utilizzando aspirazione acido gastrico che ricorda da vicino la fisiopatologia che si verifica negli esseri umani durante lo sviluppo di polmonite acido e successive ARDS. Nello sviluppo di un modello, abbiamo scelto una specie animale che offre alta l'acquisizione dei dati di throughput grazie al suo basso costo, ciclo riproduttivo breve, e un sistema immunitario ben compreso, con una grande varietà di strumenti di indagine (ad esempio, gli anticorpi monoclonali, ceppi transgenici).
ALI seguente aspirazione acida gastrica nell'uomo caustico danneggia l'epitelio alveolare e vascolare funzione di barriera endoteliale producendo una perdita di proteine del siero. BAL albumina ha dimostrato di essere un marcatore sensibile di permeabilità polmonare sua dimensione è più piccola di altre proteine del siero. Inoltre, l'albumina può essere valutata in una varietà di modi da test colorimetrici a saggi ELISA specifici. 7 -xref "> 9
lavaggio broncoalveolare è utilizzato in ambito clinico per individuare lesioni polmonari come proteine plasmatiche e marcatori di infiammazione sono presenti in quantità minime all'interno degli spazi alveolari dei polmoni sani. Elevata BAL proteine plasmatiche indica una perdita di funzione di barriera endoteliale. 10
Per chiarire la fisiopatologia di aspirazione acido gastrico, è importante sviluppare e caratterizzare un modello animale nell'ambito delle sue limitazioni. Condizioni associate con danno polmonare acuto non letale massima che simulano un evento di aspirazione Definizione (ad esempio, pH, e il volume di aspirato amministrato), si dovrebbe ridurre la variabilità insita in tali modelli di aspirazione gastrica / ALI. Maximal danno polmonare non letale nei topi si verifica dopo l'aspirazione di 3,6 ml / kg di pH 1,25 HCl, che simula acido gastrico. 11 gastrico aspirazione acido altera alveolare fluido spazio indipendente polmonare il flusso di sangue o filtrazione vascolare. 12 caratteristiche istopatologiche di aspirazione dell'acido / lesioni gastriche ALI sono una risposta infiammatoria acuta con chiazze di infiammazione neutrofila, emorragia alveolare, intra-alveolare ed edema interstiziale. Per migliorare la dispersione dell'acido cloridrico provocare lesioni al numero massimo di alveoli, si deve avviare un espirazione forzata prima dell'instillazione. Questo facilita la dispersione di spazi aerei distali e produce danno polmonare massima agli alveoli. Questa manovra espirazione è prodotto dalla compressione circonferenziale del torace e il rilascio dopo l'instillazione. Questa è una versione modificata di una tecnica convalidato in un modello di ratto consegna adenovirus di ratto polmoni che hanno dimostrato la dispersione di una proteina fluorescente verde (Ad-CMV-MNLS-HSV1sr39tk-EGFP) per gli spazi aerei distali, offrendo in tal modo veicolo lesioni al previsto siti (ad esempio, alveoli). 13
ve_content "> Ci sono diversi vantaggi per utilizzando il metodo tracheostomia aperto per cloridrico instillazione aspirazione acido contro l'applicazione diretta cloridrico aspirazione acido in orofaringe. instillazione non invasiva attraverso l'orofaringe è il metodo più semplice e meno invasivo per la consegna di aspirazione di acido cloridrico al polmoni di piccoli animali. Tuttavia, a causa della bassissima pH richiesto di aspirare a produrre lesioni massima polmonare non letale, qualsiasi riflusso dopo l'instillazione porteranno alla procedura di post condizioni ostruttive ad esempio, edema laringeo, laringospasmo, desquamazione dell'epitelio delle vie aeree superiori. Nell'utilizzo il metodo tracheostomia aperto, acido cloridrico è costantemente in grado di raggiungere l'area di destinazione (ad esempio, distali vie aeree e sacchi alveolari) replicando così il meccanismo di ALI. si può migliorare ALI combinando l'aspirazione di acido cloridrico con una manovra di reclutamento alveoli con un aereo in bolo "Chaser "durante Administrat acido cloridricoionico. Questa manovra si apre alveoli atelettasici dopo l'inizio di anestesia volatile. Atelettasia è un sequele noto di inalazione anestetico volatile causata dalla diminuzione del tono della muscolatura liscia che ostacola la funzione di tensioattivo e provoca l'animale di avere bassi volumi correnti che portano a V / Q mancata corrispondenza. L'aria "Chaser" equivale a una manovra di reclutamento alveolare usato regolarmente in sala operatoria in pazienti a seguito di un intervento chirurgico. La manovra di reclutamento fornisce una superficie maggiore per lesioni diretto e favorisce la dispersione dell'acido cloridrico alle vie aeree distali e alveoli. Si può valutare un instillazione intratracheale di successo, valutando la frequenza respiratoria dopo il ritorno della respirazione spontanea in quanto questo è noto per aumentare dopo la consegna dell'acido cloridrico.Usiamo 5 ml NS totale per il lavaggio dei polmoni con incrementi di 1 ml. Sebbene la normale TLC del mouse è 1 mL grande volume utilizzato garantisce il recupero delquantità massima di albumina per quantificare il danno. È importante tenere presente che questo diluire le proteine e più mediatori proinfiammatori in quanto sono di solito dell'ordine di pg / mL in circostanze normali. La variabilità può essere attenuato un'elaborazione omogenea del fluido BAL. Quando si utilizza questo metodo, gli animali di controllo che utilizzano un intervento chirurgico farsa devono essere eseguite in modo da rendere i confronti adeguati come la tracheostomia per sé produce l'infiammazione.
Un approccio alternativo per fornire anestesia adeguati per topi sarebbe tramite iniezione intraperitoneale di ketamina e xilazina rispetto inalazione isoflurano quanto questo documento descrive. Questa opzione è meglio lasciare al ricercatore in base al loro livello di comfort in esecuzione di questo metodo alternativo. Vantaggi inclusi interazioni minimizzato con risposta immunitaria come anestetici volatili sono noti per alterare normale fisiologia del sistema immunitario.
there sono stati molti progressi nei metodi di intubazione utilizzati nei topi, che richiedono ulteriori indagini per riprodurre in modo affidabile l'istopatologia di ALI umana. Le preoccupazioni che esistono con le tecniche di intubazione includono: il corretto posizionamento del tubo endotracheale al di là delle corde e al di sopra della carena; laringospasmo e broncospasmo; e traumi laringe causato dalla tecnica stessa. Questi vengono eliminati utilizzando il metodo tracheostomia aperto che questo metodo impiega. Questo metodo non è tuttavia senza limitazioni come tracheotomia stesso produce lesioni e acido instillazione eseguita con un ago di iniezione può aumentare ulteriormente il rischio di gravi lesioni. I topi svegli da questa procedura con il dolore, che peggiora in seguito la loro ipovolemia perioperatoria secondaria alla mancanza di bere. Come tale, questo metodo fornisce un'alternativa alle tecniche di intubazione, che può ridurre la quantità di lesioni se eseguito correttamente.
In conclusione, questo modello animale impiega un tracheost apertoomy instillazione di acido cloridrico simulando l'aspirazione di acido gastrico per favorire la comprensione della fisiopatologia ALI umana, e il successivo sviluppo di ARDS. Come meccanismi fisiologici umani sono unici, nessun modello animale riproduce tutte le caratteristiche di ALI. Tuttavia, se le caratteristiche di questo modello murino ALI o qualsiasi modello animale sono interpretati entro i limiti e la portata del modello, i dati generati possono fornire prove mirate su elementi chiave della risposta danno polmonare negli esseri umani. L'investigatore deve superare i limiti comuni a tutti i modelli di ALI e utilizzare quella più adatta per testare la loro ipotesi ed essere consapevoli sulle differenze tra il modello utilizzato e gli esseri umani. 9
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| syringe, 1 cc | Becton Dickinson | 309628 | |
| syringe, 5 cc | Becton Dickinson | 309646 | |
| needle, 22 G x 1 1/2" | Becton Dickinson | 305159 | |
| needle, 26 G x 1 1/2" | Becton Dickinson | 305111 | |
| 1-O Braided Silk Suture | Harvard Apparatus | 517730 | |
| 3" Curved tissue serrated forceps | Fine Science Tools | 11065-07 | |
| 3" Curved tissue "toothed" forceps, 1 x 2 teeth | Fine Science Tools | 11067-07 | |
| 4" curved micro dissecting scissors | Fine Science Tools | 14061-10 | |
| bone cutting spring scissors | Fine Science Tools | 16144-13 | |
| 3 1/2" curved locking hemostat | Fine Science Tools | 13021-12 | |
| Disposable Skin Stapler | 3M | DS-25 | |
| tracheal cannula (20 gauge x 1/2" stainless steal tubing adapter) | Becton Dickinson | 408210 | |
| 60-degree Incline Dissection Board | |||
| 0.5% Bupivacaine | |||
| Isoflurane | |||
| Betadine and "Q-tip" cotton applicator |
References
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