Abstract
neumonitis ácido es una causa importante de lesión pulmonar aguda estéril (ALI) en los seres humanos. neumonitis Acid abarca el espectro clínico de asintomática al síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA), caracterizado por alveolitis neutrofílica y lesiones a ambos epitelio alveolar y el endotelio vascular. Clínicamente, el SDRA se define por la aparición aguda de la hipoxemia, infiltrados pulmonares bilaterales en parches y edema pulmonar no cardiogénico. Los estudios en humanos nos han proporcionado información valiosa acerca de los cambios fisiológicos e inflamatorias en los pulmones causados por el SDRA, lo que ha dado lugar a diversas hipótesis acerca de los mecanismos que sirven de fundamento. Desafortunadamente, las dificultades que determinan la etiología del SDRA, así como una amplia gama de fisiopatología han dado lugar a una falta de información crítica que podría ser útil en el desarrollo de estrategias terapéuticas.
modelos animales de traslación son valiosos cuando su patogénesis y fisiopatología reproducci precisiónconcepto ea probado en tanto in vitro como entornos clínicos. Aunque los modelos animales de gran tamaño (por ejemplo, ovejas) comparten características de la anatomía del árbol de tráquea-bronquios humanos, modelos murinos proporcionan una serie de otras ventajas que incluyen: bajo costo; que se presta a corto ciclo reproductivo a una mayor adquisición de datos; un sistema inmunológico bien entendida; y un genoma bien caracterizado que conduce a la disponibilidad de una variedad de supresión de genes y cepas transgénicas. Un modelo robusto de SDRA bajos de pH inducido requiere un murino ALI que se dirige principalmente el epitelio alveolar, en segundo lugar, el endotelio vascular, así como las pequeñas vías aéreas que conduce a los alvéolos. Por otra parte, una lesión reproducible con grandes diferencias entre los diferentes insultos perjudiciales y no perjudiciales es importante.
El modelo de la aspiración de ácido gástrico murino se presenta aquí con ácido clorhídrico emplea una traqueostomía abierta y vuelve a crear un escenario que reproduce el patógeno pneumon bajo pHSIIT lesiones en los seres humanos. Además, este modelo se puede utilizar para examinar la interacción de un insulto bajo pH con otros pulmonares perjudiciales entidades (por ejemplo, partículas de comida, bacterias patógenas).
Introduction
SDRA se caracteriza por la inflamación pulmonar generalizada y se observa clínicamente como dificultad respiratoria aguda con hipoxemia. Estos síntomas a menudo se producen menos de 24 horas después de un evento desencadenante, como traumatismo, sepsis, reacciones relacionadas con la transfusión de sangre o aspiración. Se caracteriza histológicamente por alveolitis neutrofílica (es decir, inflamación generalizada) localizado en el epitelio alveolar y el endotelio vascular que conduce a la pérdida de proteínas y la formación de la membrana hialina posteriormente. La aspiración se clasifica como neumonitis química o la neumonía por aspiración. 1 El componente ácido de la aspiración gástrica contribuye tanto a la neumonitis y predilección para desarrollar una neumonía bacteriana secundaria. La neumonía por aspiración es uno de los principales factores de riesgo para la LPA y el posterior desarrollo de SDRA. 2
aspiración gástrica es un evento agudo se define como la inhalación de materiales de tque el estómago con o sin flora orofaríngea en las vías respiratorias más allá de las cuerdas vocales. El contenido de aspirado pueden contener fluido bajo pH del estómago, las bacterias, sangre, o partículas de alimentos. la aspiración gástrica se produce a menudo en los pacientes en la Unidad de Cuidados Intensivos (UCI), los cuales son por lo general en un estado de ayuno y, por tanto colocados en un inhibidor de la bomba de protones para limitar la aspiración del contenido gástrico acidificadas. La incidencia de ALI en la población ICU en los EE.UU. es de 2,5 - 5 veces mayor en comparación con la población general de pacientes. 3 Desafortunadamente, estas condiciones que predisponen a menudo conducen a un estado de sobrecrecimiento bacteriano en el estómago que puede dar lugar a secuelas más graves en el pulmón después de un evento aspiración, como la aspiración gástrica es un factor de riesgo independiente para el desarrollo de la neumonía bacteriana secundaria (PAS) , LPA y el SDRA.
la aspiración gástrica tiene dos componentes principales: el ácido clorhídrico y el contenido gástrico, que puede o no puede contener bacteriaso partículas de alimentos. En el modelo de roedor del componente de ácido solo de aspiración gástrica produce una respuesta inflamatoria inicial como resultado de la lesión cáustica directa de bajo pH en el epitelio de las vías respiratorias. Esto es seguido por una infiltración neutrofílica y una respuesta inflamatoria en 4-6 h. 4 Estos dos factores en última instancia conducir a la destrucción de la integridad microvascular pulmonar lo que conduce a la extravasación de fluido y proteínas en los alvéolos y las vías respiratorias. Para entender esta fisiopatología y para investigar más a fondo las posibles intervenciones terapéuticas, es importante desarrollar y caracterizar un modelo animal que aclara los mecanismos subyacentes implicados. Un aspirado ácida solo debe ser de gran volumen o con un pH suficientemente bajo como para pasar por alto la capacidad de amortiguación del árbol respiratorio y llegar a los alvéolos. Si esto no ocurre, solamente una, la realización de la lesión superior transitoria de las vías respiratorias se produce, que es menos probable que conduzca a la grave secuelas de SDRA. 5 </ Sup>
Para emular un evento aspiración con precisión con epitelio alveolar lesionado, es importante para eludir las defensas naturales de un animal. Utilizando un modelo de ratón de aspiración para producir una ALI que imita la lesión de ácido gástrico en los seres humanos, hay que tener en cuenta las diferencias en el árbol tráquea-bronquial. La técnica de traqueotomía abierta que utiliza este método no pasa por las diferencias entre murino y árboles respiratorias humanas y modelos de la lesión en una forma que reproduce ALI tanto fisiológica como histológicamente. Históricamente, la intubación intratraqueal se utilizó para generar ALI, sin embargo se considera difícil de realizar en ratones sin lesión laríngea. Por lo tanto, este método ofrece una alternativa potencial que ha dado resultados consistentes a través de varios investigadores y con la mortalidad atribuida procedimiento de mínima.
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Protocol
Todos los materiales y equipos deben ser recogidos y adecuadamente organizado antes del procedimiento. El procedimiento se lleve a cabo con transiciones de una etapa a la siguiente con el fin de proporcionar datos reproducibles, consistentes. Este protocolo sigue las políticas institucionales establecidas por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional en el Centro Médico de Asuntos de Veteranos de Buffalo.
NOTA: ratones C57BL / 6 Tanto hombres como mujeres se utilizaron para este protocolo. No hay ninguna diferencia significativa de la pérdida de albúmina entre sexos.
1. clorhídrico preparación de ácido
- Hacer HCl 56,2 mM estéril mediante la adición de 281 l de HCl 1 N a 4,72 ml de solución salina normal estéril (SNS). Valorar a pH 1,25 con HCl 1 N (≈ 0 - 50 l).
- Hacer esta preparación fresca antes de la lesión. A medida que baja el pH del SNS no es amortiguada que asegura el insulto lesión de ácido clorhídrico es transitorio.
2. La anestesia y la técnica de exposición traqueal
NOTA:Asegúrese de que el procedimiento se lleva a cabo una lesión en una campana de ventilación con filtro de carbón vegetal para la recogida de gases anestésicos. El mantenimiento de condiciones estériles es esencial, ya que se trata de una cirugía de supervivencia. Utilizar guantes estériles y esterilizar todos los instrumentos en una cuenta de vidrio instrumento quirúrgico de esterilización antes de la cirugía en cada animal. Se recomienda el uso de cortinas para aislar la zona quirúrgica para mantener la esterilidad. Utilice isoflurano como gas anestésico, ya que proporciona una solubilidad relativamente baja de gases en sangre lo que permite una rápida inducción de la anestesia, así como la recuperación rápida después de la lesión.
- Iniciar mediante la inducción de la anestesia en una cámara con 2,75% de isoflurano en oxígeno con velocidad de flujo de 2 L / min.
- Una vez que el ratón se anestesia adecuada (que no responde a los pies pellizcar lo suficientemente fuerte como para no romper la piel o causar daños en el tejido profundo), suspender el ratón por los incisivos superiores con una longitud de 15 cm de 1-0 sutura de seda trenzada en una posición supina en un 60 placa con la inclinación de la disección. </ Li>
- Asegúrese de que la anestesia se mantiene durante toda la cirugía mediante la entrega de isoflurano a través de un cono de la nariz. Aplique un ungüento veterinaria en el ojo del ratón para evitar la sequedad.
- Afeitarse la parte ventral del cuello con un condensador de ajuste eléctrico y aplique la solución antiséptico tópico (es decir, povidona yodada). Eliminar el exceso de antiséptico con una gasa y dejar secar (~ 15 - 30 s).
- Infiltrarse en la línea media del cuello de la horquilla esternal a la parte inferior de la mandíbula con 100 l 0,5% de bupivacaína (para proporcionar analgesia pre, peri y post-operatorio).
- Hacer de 1 - 1,5 cm de la línea media longitudinal de la incisión en el cuello con un bisturí o tijeras finas curvas. Penetrar la membrana fascial entre las glándulas salivales por disección roma con 2 pinzas dentadas curvadas para exponer la tráquea (identificado por los anillos de cartílago blancas).
- Aún utilizando los fórceps 2 dentadas, agarre un lado de la musculatura paratraqueal y tire de ella hacia un lado, mientras que la disección entre el musCLE fibras longitudinalmente próximos a la tráquea.
- Una vez establecida plano de disección, continúe retraer el músculo paratraqueal como el segundo par de pinzas se trabajó bajo la tráquea. Utilice estas pinzas para colocar una hebra 15 cm de 1-0 sutura de seda trenzada en la punta de las pinzas y tire a través de colocar la sutura detrás de la tráquea.
Procedimiento La instilación intratraqueal 3.
- Preparar la jeringa instilación lesión por llenar una jeringa 0,5 ml unida a una aguja 22 G con 0,2 ml de aire seguido de 3,6 ml / kg de ácido clorhídrico. El aire actuará para ayudar en la dispersión del vehículo, así como una maniobra de reclutamiento alveolar para los alvéolos que pueden haber sido sometidos atelectasia durante la administración de anestesia.
NOTA: Siga las directrices locales IACUC cuanto a la analgesia postoperatoria y consultar con su veterinario local. Tenga cuidado al usar cualquier analgésicos con propiedades anti-inflamatorias antes de empleoing este modelo de lesión pulmonar estéril. - Para la administración de la lesión, deje de primera administración de isoflurano. Deje que la profundidad anestésica del ratón para crecer durante unos 10 - 15 s hasta que comienza a reaccionar a una pizca dedo del pie fórceps.
- Inmediatamente empezar los pasos de la instilación de la lesión. Si la profundidad de la anestesia es demasiado profundo el animal no respirar espontáneamente después de la instilación lesión, que es especialmente cierto para las lesiones que contienen ácido clorhídrico.
- Tiene un asistente exprimir la caja torácica para expulsar la capacidad vital.
- Utilice la sutura de seda trenzada 1-0 colocada previamente alrededor de la tráquea para proporcionar la tracción tirando de ella en sentido superior y luego insertar la aguja de la jeringa en la tráquea entre el 1 y 2 de los anillos cartilaginosos por debajo de la laringe. El bisel de la aguja debe mirar hacia el cirujano y el avance hasta el bisel es un poco más allá de la tráquea con la aguja como en paralelo con la tráquea como sea posible.
- Soltar el pecho justo antes de la administración en bolo deácido clorhídrico con el fin de asegurar la dispersión y deposición en la vía aérea distal y alvéolos. Depositar el bolo en aproximadamente 0,5 - 0,75 s. Mantener la aguja en la tráquea hasta que se toma la primera respiración espontánea para asegurar que todo el volumen del bolo lesión es inhalado en los pulmones.
- Cerrar la incisión ya sea utilizando 1 - 2 grapas o suturas de la piel.
4. recuperación
- Usando una jeringa de 5 ml con una aguja de 26 G, inyectar 1 ml por vía subcutánea en el SNS piel del cuello para la reanimación con líquidos. A pesar de que hay una pérdida de líquido mínima durante el procedimiento, después de la cirugía el ratón tiende a no beber y potencialmente puede deshidratar. Alternativamente, proporcionar SNS a través de una inyección intraperitoneal.
- Coloque el ratón en la cámara climatizada a 37 ° C a perfusión con 100% de O2. Asegúrese de que el ratón se recupera adecuadamente antes de ser colocado de nuevo en la vivienda. Observar a los animales y no dejar sin vigilancia durante este tiempo hasta ambulatoria y totalmente recovered.
5. Lavado broncoalveolar y Procesamiento de pulmón
- Inducir y mantener la anestesia con isoflurano como se describe en el paso 2.1 y Paso 2.2. Confirmar plano de anestesia adecuado, utilizando el método del dedo del pie sujetador descrito en el paso 2.2.
- Asegure en posición supina sobre una tabla de disección y utilizar un bucle de 1-0 sutura de seda trenzada enganchado en los incisivos superiores para extender el cuello. Aplique un ungüento veterinaria en los ojos para evitar la sequedad.
- Después de quitar las grapas de piel del cuello, hacer una incisión longitudinal en la línea media a través de la piel de la pared abdominal inferior a través de la incisión en el cuello anterior de la mandíbula con unas tijeras.
- Hacer una incisión en la línea media en la musculatura peritoneal con unas tijeras y retraer los órganos abdominales con esponjas para exponer el espacio retroperitoneal. Si se necesita la sangre, recoger de la aorta abdominal o vena cava inferior en este punto.
- La eutanasia a los animales a través de desangramiento por transección del abdominal aorta y la vena cava inferior. Mediante la utilización de una toracotomía bilateral en el siguiente paso se completará un método de confirmación secundaria de la eutanasia humanitariamente según lo establecido por las directrices del IACUC.
- Perforar el diafragma para causar el colapso pulmonar. Luego, utilizando hueso tijeras de corte, cortar el diafragma y cortar a través de la jaula paralelo a la costilla y en ambos lados del esternón. Use una pinza hemostática de bloqueo para retraer el colgajo esternal para facilitar la inyección de 5 (37 ° C) solución salina tibia ml equilibrada de Hank con calcio y magnesio en el ventrículo derecho para eliminar la vasculatura pulmonar.
- Como se obtiene la sangre de la aorta para evaluar los niveles de citoquinas periféricas antes del procedimiento descrito en este documento, hacer una pequeña incisión en el ventrículo izquierdo para ofrecer un flujo de salida necesario para que la sangre deje la circulación a ras adecuada la vasculatura pulmonar si no es la obtención de la sangre .
- Apuntalar la junta disección de inclinación de 60 ° y el uso de THprocedimiento E descrito en el paso 2.2 para facilitar la inserción de un 20 G x ½ "cánula de acero inoxidable en la tráquea y seguro con una sutura 1-0.
- Coloque la placa de disección horizontal y realizar un lavado broncoalveolar (LBA).
- Para llevar a cabo el BAL adjuntar dos jeringas de 5 ml de una llave de paso de 3 vías. Llene una jeringa con 5 ml de SNS y el tornillo en el puerto de la llave de paso. Adjuntar un vacío jeringa de 5 ml a un puerto de 2ª y, finalmente, coloca puerto abierto de la llave de paso de la cánula endotraqueal colocado en el paso 5.6. Inculcar 1 ml de NS en los pulmones y el lavado con segunda jeringa.
- Repetir para 5 un total de 1 ml de NS instilaciones teniendo cuidado de que la cánula traqueal se mantiene segura y paralela a la tráquea de modo que no se rompa la tráquea.
- Para el análisis histológico, canular la tráquea como en el paso 5.7. Fijar los pulmones mediante la insuflación con 10% de formalina tamponada neutra al 20 cm H 2 O durante 24 h.
- Retire cada lóbulo pulmonar Carefully usando tijeras y pinzas por transección bronquios cerca del hilio. Coloque cada lóbulo pulmonar (5 en total) en un casete de histología antes de ser incluidos en parafina. Cortar 5 micras secciones de tejido con un micrótomo, y se tiñen con hematoxilina y eosina usando técnicas histológicas estándar. Morfometría 6 también se pueden realizar en los cortes histológicos para cuantificar la gravedad de la inflamación. 4
- Procesar la BAL recuperado por centrifugación a 1.500 xg durante 3 min a 4 ° C. Alícuota de los sobrenadantes libres de células BAL en cantidades equivalentes a 2,0 ml tubos de microcentrífuga para futuros análisis. Almacenar a -80 ° C.
- Analizar el BAL para la concentración de la albúmina por ELISA, o cualquier otro producto biológico de interés. 11 Las células sedimentadas desde el BAL se pueden contar, especímenes cytoslide generados, y se tiñeron con colorante a base de Wright-Giemsa para la determinación de sangre diferencial de células de glóbulos blancos para evaluar los pulmonesreacción inflamatoria.
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Representative Results
La histopatología pulmonar del modelo murino de la aspiración de ácido neumonitis
Los ratones fueron heridas como se describió anteriormente y los pulmones se retiraron 24 h después de pH bajo insulto, seccionadas y teñidas con H & E (Figura 1). Las células necróticas, se observan claramente la pérdida de la arquitectura del parénquima pulmonar, las células y los residuos dentro de los espacios aéreos y la infiltración de PMN significativo. Similar a clínicamente por aspiración, nuestros resultados del modelo en una lesión heterogénea de los espacios aéreos distales pulmonares resultantes en las zonas de infiltración de PMN en parches y la deposición de proteínas de fibrina. Esto es muy similar al patrón observado en los pacientes con SDRA humanos histológicamente.
La fuga de albúmina en Airways
Una característica distintiva de aspiración ácida es la fuga de proteínas de suero en las vías respiratorias. la SEVeridad de esta respuesta patógena a un insulto bajo pH alveolar se determinó midiendo las concentraciones de albúmina BAL. La concentración de albúmina en el BAL se incrementó después de la aspiración de ácido en comparación con controles de solución salina normal (NS) en 2 h y 5 h (Figura 2). Esto es consistente con la fisiopatología observada en los pacientes después de la aspiración de ácido. puntos de tiempo fueron elegidos como la infiltración de neutrófilos se produce de 2 h aspiración ácida posterior y la lesión pulmonar no letal máxima ocurre a las 5 h aspiración ácida posterior.
Figura 1: pulmonar Histopatología de ratones CD-1 24 h después de la aspiración de ácido clorhídrico. H & E-manchado, 5 micras secciones de un ratón ileso (A y B) y un ratón heridos con ácido clorhídrico (C - H). Las células necróticas (punta de flecha), Loss de la arquitectura del parénquima, células y los residuos dentro del espacio aéreo (flechas) y la infiltración de neutrófilos significativa (*) son vistos a través de los pulmones de los ratones lesionados. Una distribución heterogénea del pulmón distal se observa con áreas de infiltración de neutrófilos irregular y la deposición de proteínas de fibrina. Esto es muy similar a la histopatología de SDRA en pacientes. Las barras de escala = A y C = 2 mm; B, D, F = 200 micras; E = 100 micras; y G y H = 60 micras. Cajas en A y C indican las áreas que se magnifican en imágenes B y D, respectivamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: la pérdida de albúmina en Airways tras la aspiración de ácido. la concentración de albúmina de fr BAL líquido libre de célulasom C57BL / 6 ratones en 2 horas y 5 horas aspiración ácida posterior. aspiración ácida se comparó con 5 h NS de control de aspiración (n = 9) usando un test t no apareado. Las barras de error indican SEM. * = P <0,05. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
El objetivo era desarrollar un modelo animal ALI usando la aspiración de ácido gástrico que se parece mucho a la fisiopatología que se produce en los seres humanos durante el desarrollo de neumonitis ácido y el SDRA posteriores. En el desarrollo de un modelo, se optó por una especie animal que ofrece alta de adquisición de datos de rendimiento debido a su bajo coste, ciclo reproductivo corto, y un sistema inmunológico bien entendida con una gran cantidad de herramientas de investigación (es decir, anticuerpos monoclonales, las cepas transgénicas).
ALI después de la aspiración de ácido gástrico en humanos cáusticamente daña el epitelio alveolar y la función de la barrera endotelial vascular que produce una fuga de proteínas de suero. BAL albúmina se ha demostrado que es un marcador sensible de la permeabilidad pulmonar como su tamaño es más pequeño que otras proteínas del suero. Además, la albúmina puede ser evaluada en una variedad de formas de ensayos colorimétricos a ensayos ELISA específicos. 7 -xref "> 9
El lavado broncoalveolar se usa en entornos clínicos para detectar lesión pulmonar como las proteínas del plasma y los marcadores de la inflamación están presentes en cantidades mínimas dentro de los espacios alveolares de los pulmones sanos. Elevada BAL proteínas del plasma indica una pérdida de la función de barrera endotelial. 10
Para dilucidar la fisiopatología de la aspiración de ácido gástrico, es importante desarrollar y caracterizar un modelo animal en el ámbito de sus limitaciones. La definición de condiciones asociadas con la lesión pulmonar aguda no letal máxima que imitan un evento aspiración (es decir, pH, y el volumen de aspirado de administrar), se debe reducir la variabilidad inherente en tales modelos la aspiración gástrica / ALI. lesión pulmonar no letal máxima en los ratones se produce después de la aspiración de 3,6 ml / kg de pH 1,25 HCl, que simula el ácido gástrico. 11 gástrico aspiración ácida altera alveolar despacho independiente del fluido pulmonar el flujo sanguíneo o filtración vascular. 12 características histopatológicas de la aspiración de ácido gástrico lesión / ALI son una respuesta inflamatoria aguda con áreas desiguales de la inflamación neutrofílica, hemorragia alveolar, intra-alveolar y edema intersticial. Para mejorar la dispersión del ácido clorhídrico y causar lesiones al número máximo de los alvéolos, se debe iniciar una exhalación forzada antes de la instilación. Esto facilita la dispersión de los espacios aéreos distales y produce lesión pulmonar máxima a los alvéolos. Esta maniobra de espiración se produce por la compresión circunferencial del tórax y posteriores a la liberación de la instilación. Esta es una versión modificada de una técnica validada en un modelo de rata entrega de adenovirus de rata pulmones que demostraron la dispersión de una proteína fluorescente verde (Ad-CMV-MNLS-HSV1sr39tk-EGFP) de los espacios aéreos distales, la entrega de este modo vehículo daño a la prevista sitios (por ejemplo, los alvéolos). 13
ve_content "> Hay varias ventajas a utilizar el método de traqueotomía abierta para la instilación de la aspiración de ácido clorhídrico frente a la aplicación de aspiración de ácido clorhídrico directa en la orofaringe. instilación no invasiva a través de la orofaringe es el método más fácil y menos invasivo para la entrega de la aspiración de ácido clorhídrico a la pulmones de los animales pequeños. Sin embargo, debido a que el pH muy bajo requerida del aspirado para producir lesión pulmonar no letal máxima, cualquier reflujo después de la instilación conducirán a post procedimiento condiciones obstructivas por ejemplo, edema laríngeo, laringoespasmo, descamación del epitelio de las vías respiratorias superiores. En el uso de el método de traqueotomía abierta, ácido clorhídrico es consistentemente capaz de alcanzar el área objetivo (por ejemplo, vías respiratorias distales y sacos alveolares) replicando así el mecanismo de ALI. Uno puede mejorar ALI mediante la combinación de la aspiración de ácido clorhídrico con una maniobra de reclutamiento alvéolos utilizando un aire bolo "cazador "durante administrat ácido clorhídricoion. Esta maniobra se abre alvéolos atelectásicos tras el inicio de la anestesia volátil. La atelectasia es una secuela bien conocido de inhalación anestésico volátil causada por la disminución del tono del músculo liso que impide la función del surfactante y hace que el animal a tener menores volúmenes corrientes que conducen a falta de coincidencia V / Q. El aire "cazador" equivale a una maniobra de reclutamiento alveolar se utiliza regularmente en la sala de operaciones en los pacientes después de un procedimiento quirúrgico. La maniobra de reclutamiento proporciona un área más grande para la lesión y el SIDA dirigida en la dispersión del ácido clorhídrico a la vía aérea distal y alvéolos. Se puede evaluar el éxito de la instilación intratraqueal mediante la evaluación de la frecuencia respiratoria tras el retorno de la respiración espontánea, ya que se sabe que aumenta después de la entrega del ácido clorhídrico.Utilizamos 5 ml de NS del lavado total de los pulmones en incrementos de 1 mL. Aunque la TLC normal de un ratón es 1 ml del gran volumen utilizado asegura la recuperación de lacantidad máxima de la albúmina con el fin de cuantificar la lesión. Es importante tener en cuenta que esto diluir las proteínas y más por lo que los mediadores pro-inflamatorios, ya que son por lo general en el orden de pg / ml en circunstancias normales. La variabilidad puede ser mitigado por el procesamiento coherente del fluido BAL. Cuando se utiliza este método, los animales de control que utilizan una cirugía simulada deben realizarse con el fin de hacer comparaciones apropiadas como la traqueotomía misma produce la inflamación.
Un enfoque alternativo para proporcionar anestesia adecuadas para ratones sería a través de inyección intraperitoneal de ketamina y xilazina en comparación con la inhalación de isoflurano como este documento se describe. Esta opción es mejor dejar a los investigadores en función de su nivel de comodidad en la realización de este método alternativo. Ventajas incluyen interacciones minimiza con la respuesta inmune como se conoce a los anestésicos volátiles para alterar la fisiología normal de sistema inmunológico.
There ha habido muchos avances en los métodos de intubación utilizados en ratones, que requieren una mayor investigación para reproducir de forma fiable la histopatología de la LPA humano. Las preocupaciones que existen con las técnicas de intubación incluyen: la colocación del tubo endotraqueal más allá de las cuerdas y por encima de la carina; laringoespasmo y broncoespasmo; y trauma de laringe causada por la técnica en sí. Estos se eliminan mediante el método de traqueostomía abierta que emplea este método. Este método no está exento de limitaciones sin embargo, como la traqueotomía misma produce lesión y ácido instilación realizada con una aguja de inyección puede aumentar aún más el riesgo de lesiones graves. Los ratones despierta de este procedimiento con el dolor, que posteriormente se empeora su hipovolemia perioperatoria secundaria a la falta de consumo de alcohol. Como tal, este método proporciona una alternativa a las técnicas de intubación, lo que puede disminuir la cantidad de lesiones si se realiza correctamente.
En conclusión, este modelo animal emplea un tracheost abiertonomía de la instilación de ácido clorhídrico simulando la aspiración de ácido gástrico para favorecer la comprensión de la fisiopatología ALI humana, y el posterior desarrollo de SDRA. Como mecanismos fisiológicos humanos son únicos, no hay un solo modelo animal reproduce todas las características de la LPA. Sin embargo, si las características de este modelo murino LPA o cualquier modelo animal se interpretan dentro de los límites y el alcance del modelo, los datos generados pueden proporcionar pruebas enfocadas de los elementos clave de la respuesta de la lesión pulmonar en los seres humanos. El investigador debe superar las limitaciones comunes a todos los modelos de la LPA y el uso más adecuado para probar su hipótesis y ser consciente de las diferencias entre el modelo utilizado y los seres humanos. 9
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| syringe, 1 cc | Becton Dickinson | 309628 | |
| syringe, 5 cc | Becton Dickinson | 309646 | |
| needle, 22 G x 1 1/2" | Becton Dickinson | 305159 | |
| needle, 26 G x 1 1/2" | Becton Dickinson | 305111 | |
| 1-O Braided Silk Suture | Harvard Apparatus | 517730 | |
| 3" Curved tissue serrated forceps | Fine Science Tools | 11065-07 | |
| 3" Curved tissue "toothed" forceps, 1 x 2 teeth | Fine Science Tools | 11067-07 | |
| 4" curved micro dissecting scissors | Fine Science Tools | 14061-10 | |
| bone cutting spring scissors | Fine Science Tools | 16144-13 | |
| 3 1/2" curved locking hemostat | Fine Science Tools | 13021-12 | |
| Disposable Skin Stapler | 3M | DS-25 | |
| tracheal cannula (20 gauge x 1/2" stainless steal tubing adapter) | Becton Dickinson | 408210 | |
| 60-degree Incline Dissection Board | |||
| 0.5% Bupivacaine | |||
| Isoflurane | |||
| Betadine and "Q-tip" cotton applicator |
References
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