Abstract
pneumonite de ácido é uma das principais causas de lesão pulmonar aguda estéril (ALI) em seres humanos. pneumonite ácido abrange o espectro clínico de assintomática à síndrome do desconforto respiratório agudo (SDRA), caracterizada por alveolite neutrofílica e ferimentos a ambos epitélio alveolar e endotélio vascular. Clinicamente, ARDS é definido pelo início agudo de hipoxemia, infiltrados pulmonares irregulares bilaterais e edema pulmonar não cardiogênico. Estudos em humanos têm nos forneceu informações valiosas sobre as alterações fisiológicas e inflamatórias no pulmão causados por ARDS, o que levou a várias hipóteses sobre os mecanismos subalterno. Infelizmente, as dificuldades que determinam a etiologia da SDRA, bem como uma ampla gama de fisiopatologia resultaram em uma falta de informação crítica de que poderiam ser úteis no desenvolvimento de estratégias terapêuticas.
modelos animais translacionais são valiosas quando sua patogênese e fisiopatologia reproduc precisãoEA conceito comprovado em estudos in vitro e cenários clínicos. Apesar de grandes modelos animais (por exemplo, ovelhas) compartilham características da anatomia da árvore traqueia-brônquica humana, modelos murinos fornecer uma série de outras vantagens, incluindo: baixo custo; empréstimos curto ciclo reprodutivo em si a uma maior aquisição de dados; um sistema imunológico bem compreendida; e um genoma bem caracterizados levando à disponibilidade de uma variedade de estirpes de deleção do gene e transgénicos. Um modelo robusto da SDRA induzida de pH baixos requer uma murino ALI que tem como alvo principalmente o epitélio alveolar, secundariamente, o endotélio vascular, bem como as pequenas vias que conduz aos alvéolos. Além disso, uma lesão reprodutível com grandes diferenças entre os diferentes insultos prejudiciais e não prejudiciais é importante.
O modelo de aspiração de ácido gástrico murino aqui apresentada usando ácido clorídrico emprega uma traqueostomia aberta e recria um cenário patogênico que reproduz o baixo pH pneumonitis ferimentos em seres humanos. Além disso, este modelo pode ser usado para examinar a interacção de um insulto baixo pH com outras entidades pulmonares prejudiciais (por exemplo, partículas de alimentos, as bactérias patogénicas).
Introduction
SDRA é caracterizado por inflamação pulmonar disseminada e é clinicamente visto como falta de ar aguda com hipoxemia. Estes sintomas geralmente ocorrem menos de 24 horas após um evento incitar tais como trauma, sepsis, reações relacionadas transfusão de sangue ou aspiração. É caracterizada histologicamente por alveolite neutrofílica (isto é, inflamação generalizada) localizada ao epitélio alveolar e endotélio vascular que conduz à fuga de proteínas e a formação de membrana hialina posteriormente. A aspiração é classificado como pneumonia química ou pneumonia por aspiração. 1 O componente ácido da aspiração gástrica contribui tanto para a pneumonite e predilecção para desenvolver uma pneumonia bacteriana secundária. A pneumonia por aspiração é um dos principais fatores de risco para ALI e subsequente desenvolvimento de ARDS. 2
aspiração gástrica é um evento agudo definido como a inalação de materiais de tele estômago com ou sem flora da orofaringe para as vias aéreas para além das cordas vocais. O conteúdo aspirado pode conter reduzido de líquido do estômago pH, bactérias, sangue, ou partículas de alimentos. aspiração gástrica ocorre frequentemente em pacientes de Unidade de Terapia Intensiva (UTI), os quais são tipicamente em um estado de jejum e, assim, colocada sobre um inibidor da bomba de protões para limitar aspiração do conteúdo gástrico acidificado. A incidência de LPA na população UTI em os EUA é de 2,5 - 5 vezes maior em comparação com a população em geral do paciente. 3 Infelizmente, estas condições predisponentes muitas vezes levam a um estado de crescimento excessivo de bactérias no estômago que pode levar a sequelas mais graves no pulmão após um evento aspiração, como aspiração gástrica é um fator de risco independente para o desenvolvimento de pneumonia bacteriana secundária (PAS) , ALI e ARDS.
aspiração gástrica tem dois componentes principais: o ácido clorídrico e o conteúdo gástrico, os quais podem ou não podem conter bactériasou em partículas de alimentos. No modelo de roedor do componente ácido sozinho de aspiração gástrica produz uma resposta inflamatória inicial, como resultado da lesão cáustica directa de pH baixo no epitélio das vias aéreas. Esta é seguida por uma infiltração de neutrófilos e de uma resposta inflamatória em 4-6 h. 4 Estes dois factores em última análise, levar à destruição da integridade microvascular pulmonar levando ao extravasamento de líquidos e proteínas em alvéolos e vias aéreas. Para entender essa fisiopatologia e para investigar possíveis intervenções terapêuticas, é importante desenvolver e caracterizar um modelo animal que elucida os mecanismos subjacentes envolvidos. Um aspirado ácida só deve ser volumosa ou com um pH baixo o suficiente para ignorar a capacidade de tamponamento da árvore respiratória e atingir os alvéolos. Se isso não ocorrer, apenas transitória superior, a realização de lesões das vias aéreas ocorre que é menos provável de levar à sequelas graves de SDRA. 5 </ Sup>
Para emular um evento aspiração com precisão com epitélio alveolar lesionado, é importante para ignorar as defesas naturais do animal. Usando um modelo de ratinho de aspiração para produzir um ALI que imita a lesão gástrica ácida visto nos seres humanos, um deve levar em conta as diferenças na árvore brônquica-traqueia. A técnica de traqueostomia aberta que este método utiliza ignora as diferenças entre murino e árvores respiratórias humanas e modelos a lesão de uma forma que reproduz ALI tanto fisiologicamente e histologicamente. Historicamente, a intubação intratraqueal foi usada para gerar ALI, no entanto, considera-se difícil de realizar em ratinhos sem ferimento da laringe. Portanto, este método oferece uma alternativa potencial que produziu resultados consistentes em vários pesquisadores e com procedimento de mortalidade mínima atribuída.
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Protocol
Todos os materiais e equipamentos devem ser recolhidos e adequadamente organizado antes do procedimento. O procedimento deve ser realizado com transições suaves de uma etapa para a próxima, a fim de fornecer dados consistentes e reprodutíveis. Este protocolo segue políticas institucionais estabelecidos pelo Comitê Cuidado e Uso Institucional animal no Centro Médico Buffalo Veterans Affairs.
NOTA: ambos os sexos masculino e feminino camundongos C57BL / 6 foram utilizados para este protocolo. Não há nenhuma diferença significativa de perda de albumina entre os sexos.
1. Preparação de Ácido Clorídrico
- Adicione HCl 56,2 mM estéril por adição de 281 mL de HCl 1 N a 4,72 ml de solução salina normal esterilizada (SNS). Titula-se a pH 1,25 com HCl a 1 N (≈ 0-50 uL).
- Faça esta preparação fresco antes da lesão. A partir pH SNS não é tamponado assegura a clorídrico insulto lesão ácido é transitória.
2. Anestesia e traqueal técnica de exposição
NOTA:Certifique-se de que o procedimento de lesão é conduzida em um exaustor com filtro de carvão vegetal para a eliminação de gás anestésico. Manutenção de condições estéreis é essencial, pois esta é uma cirurgia sobrevivência. Use luvas estéreis e esterilizar todos os instrumentos em uma conta de vidro instrumento cirúrgico de esterilização antes da cirurgia em cada animal. A utilização de cortinas de isolar o local cirúrgico é recomendado para manter a esterilidade. Use isoflurano como o gás anestésico, pois proporciona uma solubilidade relativamente baixa gás de sangue permitindo rápida indução da anestesia, bem como a rápida recuperação após a lesão.
- Começar pela indução de anestesia em uma câmara com 2,75% de isoflurano em oxigénio com uma taxa de fluxo de 2 L / min.
- Uma vez que o mouse está devidamente anestesiados (que não responde aos pés beliscar forte o suficiente para não quebrar a pele ou causar danos de tecidos profundos), suspender o mouse, os incisivos superiores com um comprimento de 15 cm de 1-0 sutura de seda trançada em decúbito dorsal em uma 60 o prancha inclinada dissecção. </ Li>
- Certifique-se de que a anestesia é mantida durante toda a cirurgia, fornecendo isoflurano através de um cone do nariz. Aplicar pomada veterinária no olho do rato para prevenir o ressecamento.
- Raspar a porção ventral do pescoço com um aparador eléctrico e aplicar a solução anti-séptica tópica (isto é, a povidona-iodo). Retire o excesso de anti-séptico com gaze e deixe secar (~ 15 - 30 s).
- Infiltrar-se na linha média do pescoço do entalhe esternal com a parte inferior da mandíbula com 100 mL bupivacaína a 0,5% (para fornecer analgesia pré, peri e pós-operatório).
- Adicione de 1 - 1,5 centímetros incisão na linha média longitudinal no pescoço com um bisturi ou tesouras finas curvas. Fascial penetrar a membrana entre as glândulas salivares por dissecção romba com 2 pinças curvas serrilhadas para expor a traqueia (identificados pelos anéis de cartilagem branco).
- Ainda usando os 2 pinças serrilhadas, segure um lado da musculatura paratraqueal e puxe-o para o lado enquanto dissecando entre o musfibras cle longitudinalmente próximos à traqueia.
- Uma vez plano de dissecção é estabelecida, continuar retracção do músculo paratraqueais como o segundo par de pinças é trabalhado sob a traqueia. Usar estas pinças para colocar uma 15 centímetros cadeia de 1-0 sutura de seda trançada para a ponta do fórceps e puxar por meio de colocação do fio de sutura por trás da traqueia.
3. Intra-traqueal Procedimento instilação
- Preparar a seringa lesão instilação por enchimento de uma seringa de 0,5 mL ligada a uma agulha de 22 G, com 0,2 mL de ar, seguido de 3,6 ml / kg de ácido clorídrico. O ar irá actuar para auxiliar na dispersão do veículo, bem como uma manobra de recrutamento alveolar para os alvéolos que podem ter sido submetidos a anestesia durante a administração atelectasia.
NOTA: Siga as orientações locais IACUC em relação a analgesia pós-operatória e consulte o seu veterinário local. Tenha cuidado ao usar quaisquer analgésicos com propriedades anti-inflamatórias antes de empregaring este modelo de lesão pulmonar estéril. - Para administrar a lesão, primeiro interromper a administração de isoflurano. Permitir que a profundidade da anestesia do mouse para subir para cerca de 10 - 15 s até que comece a reagir a uma pitada toe fórceps.
- começar imediatamente passos instilação de lesão. Se a profundidade da anestesia é muito profundo o animal não irá respirar espontaneamente após a instilação lesão, o que é especialmente verdadeiro para lesões contendo ácido clorídrico.
- Ter um assistente apertar a caixa torácica para expulsar capacidade vital.
- Use o fio de seda 1-0 trançado colocado anteriormente em torno da traquéia para fornecer tração puxando-superiormente e, em seguida, inserir a agulha da seringa na traqueia entre o 1 ° e 2 ° anéis cartilaginosos, abaixo da laringe. O bisel da agulha deve enfrentar o cirurgião e avançar até o cone é apenas passado a traqueia com a agulha como paralelo com a traqueia possível.
- Solte o peito imediatamente antes da administração bolus deácido clorídrico, a fim de assegurar a dispersão e a deposição nas vias respiratórias distais e alvéolos. Depositar o bolus em cerca de 0,5-0,75 s. Manter a agulha na traqueia até que a primeira respiração espontânea é feita para assegurar que todo o volume de bolus lesão é inalado para dentro dos pulmões.
- Fechar a incisão utilizando ou 1 - 2 grampos de pele ou suturas.
4. Recuperação
- Usando uma seringa de 5 mL com uma agulha de 26 G, injectam-se 1 mL SNS por via subcutânea na nuca do pescoço para reanimação fluido. Embora não haja perda de fluido mínima durante o procedimento, após a cirurgia o mouse tende a não beber e potencialmente pode desidratar. Em alternativa, fornecer SNS através de uma injecção intraperitoneal.
- Coloque o rato na câmara aquecida a 37 ° C perfundidos com 100% de O2. Certifique-se de que o mouse está devidamente recuperados antes de serem colocados de volta para a habitação. Monitorar os animais e não deixar sem vigilância durante este tempo até r ambulatorial e totalmenteecovered.
5. Lavagem Broncoalveolar e Pulmão Processing
- Induzir e manter anestesia de isoflurano, conforme descrito no Passo 2.1 Passo 2.2. Confirmar plano adequado de anestesia e utilizando o método toe pitada descrito no Passo 2.2.
- Seguro na posição supina sobre um tabuleiro de dissecação e utilizar um ciclo de 1-0 sutura de seda trançada enganchado sobre os incisivos superiores para estender o pescoço. Aplicar pomada veterinária nos olhos para evitar a secura.
- Depois de retirar os grampos de pele do pescoço, fazer uma incisão longitudinal na linha média através da pele a partir da parede abdominal inferior através da incisão no pescoço anterior à mandíbula com uma tesoura.
- Faça uma incisão na linha média na musculatura peritoneal com uma tesoura e retirar os órgãos abdominais com esponjas para expor o espaço retroperitoneal. Se o sangue for necessário, recolha a partir da aorta abdominal ou veia cava inferior, neste ponto.
- Eutanásia do animal através de sangria, ao seccionar o Abdomaorta inal e veia cava inferior. Através da utilização de uma toracotomia bilateral no passo seguinte um método de confirmação secundário da eutanásia com humanidade vai ser preenchido, tal como estabelecido pelas directrizes IACUC.
- Perfurar o diafragma para causar o colapso do pulmão. Em seguida, usando uma tesoura de corte de osso, cortar o diafragma e cortar através da caixa torácica paralela e em ambos os lados do esterno. Utilize uma pinça hemostática de bloqueio para retirar a tampa do esterno para facilitar a injecção 5 mL quente (37 ° C) Solução Salina Equilibrada de Hank com cálcio e de magnésio para o ventrículo direito para lavar a vasculatura pulmonar.
- À medida que o sangue a partir da aorta é obtido para avaliar os níveis de citocinas periféricas antes do procedimento descrito no presente documento, fazer uma pequena incisão no ventrículo esquerdo, para proporcionar fluxo de saída necessárias para o sangue a sair da circulação de descarga adequado da vasculatura pulmonar, se não a obtenção de sangue .
- Prop a placa dissecção a uma inclinação de 60 ° e usar the procedimento descrito no passo 2.2 para facilitar a inserção de um 20 G x ½ "cânula de aço inoxidável na traqueia e seguro com uma sutura 1-0.
- Coloque a placa de dissecção horizontalmente e realizar uma lavagem broncoalveolar (BAL).
- Para realizar o BAL anexar dois 5 seringas ml a uma torneira de 3 vias. Encha uma seringa com 5 mL de SNS e parafuso na porta da torneira. Anexar um vazio seringa de 5 mL a uma porta 2º e finalmente anexar porta aberta da torneira a cânula intra-traqueal colocado no Passo 5.6. Incutir 1 mL de NS para os pulmões e lavado com segunda seringa.
- Repita durante 5 total 1 instillations mL NS tendo o cuidado de que a cânula traqueal permanece protegida e paralela à traqueia para que ele não rasgar a traqueia.
- Para a análise histológica, canular a traqueia como no Passo 5,7. Fixar os pulmões por insuflação com 10% de formalina tamponada neutra a 20 cm de H 2 O durante 24 h.
- Remova cada Caref lobo pulmonarully usando tesouras e pinças, ao seccionar brônquio próximo do hilo. Colocar cada lóbulo do pulmão (total 5) em uma cassete histologia antes de serem embebidos em parafina. Corte de 5 mm secções de tecido com um micrótomo, e manchar com hematoxilina e eosina utilizando técnicas histológicas padrão. 6 Morfometria também pode ser realizada sobre os cortes histológicos para quantificar a gravidade da inflamação. 4
- Processar a BAL recuperadas por centrifugação a 1500 xg durante 3 minutos a 4 ° C. Alíquota os sobrenadantes LBA livre de células em quantidades equivalentes em 2,0 mL tubos de microcentrífuga para análise futura. Armazenar a -80 ° C.
- Analisar o LBA para a concentração de albumina por meio de ELISA, ou qualquer outro produto biológico de interesse. 11 As células sedimentadas a partir da BAL pode ser contado, espécimes cytoslide gerado, e coradas com corante Wright-base-Giemsa para determinação da contagem diferencial de glóbulos brancos para avaliar os pulmões 'reacção inflamatória.
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Representative Results
Pulmonar Histopatologia do modelo murino de ácido aspiração Pneumonite
Os ratinhos foram feridos como descrito acima e os pulmões foram removidos 24 horas após o insulto de pH baixo, seccionadas e coradas com H & E (Figura 1). células necróticas, perda da arquitetura do parênquima pulmonar, as células e os detritos dentro de espaços aéreos e infiltração significativa PMN são claramente observados. Similar à aspiração clinicamente, os nossos resultados do modelo em uma lesão heterogênea dos espaços aéreos distais do pulmão, resultando em áreas de infiltração PMN desigual e deposição de proteína fibrosa. Isto é muito semelhante ao padrão observado em pacientes com SDRA humanos histologicamente.
Vazamento de albumina em Airways
Uma característica de aspiração de ácido é o vazamento de proteínas séricas para as vias aéreas. o severity desta resposta a um insulto patogénico baixo pH alveolar foi determinada medindo as concentrações de albumina de BAL. A concentração de albumina no LBA foi aumentada a seguir à aspiração de ácido em comparação com solução salina normal (NS) Controlos 2 h e 5 h (Figura 2). Isto é consistente com a fisiopatologia observado em pacientes após a aspiração de ácido. pontos de tempo foram escolhidos como a infiltração de neutrófilos ocorre 2 h aspiração de ácido post e lesão pulmonar não-letal máxima ocorre às 5 h aspiração de ácido post.
Figura 1: Pulmonar Histopatologia de ratinhos CD-1 24 h após Ácido clorídrico aspiração. H & E-corados, 5 uM secções de um ratinho não lesionado (A e B) e um rato lesionado com ácido clorídrico (C - H). células necróticas (seta), loss da arquitetura do parênquima, células e detritos dentro de espaços aéreos (setas) e infiltração de neutrófilos significativa (*) são vistos por todo o pulmão dos ratos lesionados. A distribuição heterogênea do pulmão distal é observado com áreas de infiltração de neutrófilos desigual e deposição de proteína fibrosa. Isto é muito semelhante à histopatologia da SDRA em pacientes. Barras de escala = A e C = 2 mm; B, D, F = 200 um; E = 100 um; e G e H = 60 uM. Caixas em A e C indicam as áreas que são ampliados em imagens B e D, respectivamente. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: perda de albumina em Airways seguinte Ácido aspiração. concentração de albumina de fr LBA livre de célulasom camundongos C57BL / 6 a 2 h e 5 h aspiração de ácido post. aspiração de ácido foi em comparação com 5 h NS aspiração controlo (n = 9), utilizando um teste t não emparelhado. As barras de erro indicam SEM. * = P <0,05. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
O objetivo foi desenvolver um modelo animal ALI por meio de aspiração de ácido gástrico que se assemelha a fisiopatologia que ocorre em seres humanos durante o desenvolvimento de pneumonite ácido e ARDS subsequentes. No desenvolvimento de um modelo, escolhemos uma espécie animal que oferece alta taxa de transferência de aquisição de dados, devido ao seu baixo custo, ciclo reprodutivo curto, e um sistema imunológico bem compreendido com uma abundância de ferramentas de investigação (ou seja, anticorpos monoclonais, linhagens transgênicas).
ALI seguinte aspiração de ácido gástrico em humanos causticamente danos ao epitélio alveolar e função de barreira endotelial vascular produzindo um vazamento de proteínas séricas. BAL albumina foi demonstrado ser um marcador sensível da permeabilidade pulmonar como o seu tamanho é mais pequeno do que outras proteínas do soro. Além disso, a albumina pode ser avaliada numa variedade de formas de ensaios colorimétricos para ensaios ELISA específicos. 7 -xref "> 9
A lavagem broncoalveolar é usado em situações clínicas para detectar lesão pulmonar como proteínas do plasma e dos marcadores de inflamação estão presentes em quantidades mínimas nos espaços alveolares dos pulmões saudáveis. Cima BAL proteínas do plasma indica uma perda de função da barreira endotelial. 10
Para elucidar a fisiopatologia da aspiração de ácido gástrico, é importante desenvolver e caracterizar um modelo animal no âmbito das suas limitações. A definição de condições associadas a lesão pulmonar aguda não-letal máxima que imitam um evento aspiração (isto é, o pH, e o volume do aspirado administrado), deve-se reduzir a variabilidade inerente em tais modelos de aspiração gástrica / LPA. lesão pulmonar não letal máxima ocorre em ratinhos após a aspiração de 3,6 mL / kg de HCl pH 1,25, o que simula de ácido gástrico. 11 Aspiração gástrica de ácido altera alveolar independente apuramento fluido de pulmonar o fluxo de sangue ou filtração vascular. 12 características histopatológicas da aspiração de ácido gástrico lesão / ALI são uma resposta inflamatória aguda com áreas irregulares de inflamação neutrofílica, hemorragia alveolar, intra-alveolar e edema intersticial. Para melhorar a dispersão do ácido clorídrico, causando prejuízo para o número máximo de alvéolos, deve-se iniciar uma expiração forçada antes da instilação. Isto facilita a dispersão de espaços aéreos distais e produz lesão pulmonar máxima para os alvéolos. Esta manobra exalação é produzida pela compressão circunferencial do tórax e liberação após a instilação. Esta é uma versão modificada de uma técnica validado num modelo de rato entregar adenovírus de rato pulmões que demonstraram a dispersão de uma proteína fluorescente verde (Ad-CMV-MNLS-HSV1sr39tk-EGFP) para os espaços aéreos distais, proporcionando, assim, do veículo prejuízo à destina locais (por exemplo, os alvéolos). 13
ve_content "> Existem várias vantagens em utilizar o método traqueostomia aberta para clorídrico instilação aspiração de ácido versus aplicação aspiração de ácido clorídrico direta para a orofaringe. instilação não invasiva através da orofaringe é o método mais fácil e menos invasiva para a entrega de aspiração ácido clorídrico para o pulmões de animais de pequeno porte. no entanto, devido ao pH muito baixo exigida do aspirado para produzir lesão pulmonar não-letal máxima, qualquer refluxo após a instilação vai levar a procedimentos pós condições obstrutivas por exemplo, edema de laringe, laringoespasmo, descamação do epitélio das vias aéreas superiores. ao usar o método de traqueostomia aberta, ácido clorídrico é consistentemente capaz de alcançar a área alvo (por exemplo, vias aéreas distais e sacos alveolares) replicando assim o mecanismo ALI. pode-se aumentar a ALI, combinando a aspiração de ácido clorídrico com uma manobra de recrutamento alveolar usando um ar bolus "chaser "durante administrat ácido clorídricoíon. Essa manobra abre alvéolos atelectáticos após o início da anestesia volátil. Atelectasia é uma sequelas bem conhecido de anestésico por inalação volátil causada pela diminuição do tónus do músculo liso que impede a função de tensioactivo e faz com que o animal ter volumes correntes mais baixas que conduzem à incompatibilidade V / Q. O ar "chaser" equivale a uma manobra de recrutamento alveolar utilizado regularmente na sala de cirurgia em pacientes após um procedimento cirúrgico. A manobra de recrutamento fornece uma área maior de lesão dirigido e ajuda na dispersão do ácido clorídrico para a via aérea distal e alvéolos. Pode-se avaliar uma instilação endotraqueal de sucesso através da avaliação da freqüência respiratória após o regresso da respiração espontânea, pois isso é conhecido por aumentar após a entrega do ácido clorídrico.Usamos 5 mL NS total a lavagem dos pulmões em incrementos de 1 ml. Embora a CPT normal de um rato é de 1 mL do grande volume utilizado assegura a recuperação daquantidade máxima de albumina, a fim de quantificar a lesão. É importante ter em conta que este irá diluir as proteínas e mais ainda os mediadores pró-inflamatórios como eles são geralmente na ordem de pg / mL, em circunstâncias normais. A variabilidade pode ser mitigado pelo processamento consistente do LBA. Quando se utiliza este método, os animais de controlo utilizando uma cirurgia simulada deve ser realizada de modo a fazer comparações apropriadas como a traqueostomia em si produz inflamação.
Uma abordagem alternativa ao fornecimento de anestesia adequada para ratinhos seria através de injecção intraperitoneal de cetamina e xilazina em comparação com a inalação de isoflurano como este trabalho descreve. Esta opção é melhor deixar para o pesquisador com base em seu nível de conforto em realizar este método alternativo. Vantagens incluídos interacções minimizado com resposta imune como anestésicos voláteis são conhecidos para alterar a fisiologia do sistema imune normal.
There tem havido muitos avanços nos métodos de intubação usados em camundongos, que exigem uma investigação mais aprofundada para reproduzir com fiabilidade a histopatologia do ALI humano. As preocupações que existem com as técnicas de intubação incluem: a colocação adequada do tubo endotraqueal para além das cordas e acima da carina; laringoespasmo e broncoespasmo; e trauma laringe causada pela própria técnica. Estes são eliminados usando o método de traqueostomia aberta que emprega este método. Este método não é sem limitações no entanto como a própria traqueotomia produz lesão e ácido instilação realizada com uma agulha de injecção pode aumentar ainda mais o risco de ferimentos graves. Ratos despertar de este procedimento com dor, que, posteriormente, piora sua hipovolemia perioperatório secundárias à falta de água potável. Como tal, este método proporciona uma alternativa às técnicas de intubação, o que pode diminuir a quantidade de lesões se realizado correctamente.
Em conclusão, este modelo animal emprega um tracheost abertanomia instilação de ácido clorídrico simulando a aspiração de ácido gástrico para aprofundar a compreensão da fisiopatologia ALI humana e ao desenvolvimento posterior de ARDS. Como mecanismos fisiológicos humanos são únicos, nenhum modelo único animal reproduz todas as características de ALI. No entanto, se as características deste modelo murino ALI ou em qualquer modelo animal são interpretados dentro dos limites e o âmbito do modelo, os dados gerados podem fornecer testes focadas de elementos-chave da resposta lesão pulmonar em humanos. O investigador deve superar as limitações comuns a todos os modelos de ALI e usar mais adequado para testar a sua hipótese e ter conhecimento sobre as diferenças entre o modelo utilizado e os seres humanos. 9
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| syringe, 1 cc | Becton Dickinson | 309628 | |
| syringe, 5 cc | Becton Dickinson | 309646 | |
| needle, 22 G x 1 1/2" | Becton Dickinson | 305159 | |
| needle, 26 G x 1 1/2" | Becton Dickinson | 305111 | |
| 1-O Braided Silk Suture | Harvard Apparatus | 517730 | |
| 3" Curved tissue serrated forceps | Fine Science Tools | 11065-07 | |
| 3" Curved tissue "toothed" forceps, 1 x 2 teeth | Fine Science Tools | 11067-07 | |
| 4" curved micro dissecting scissors | Fine Science Tools | 14061-10 | |
| bone cutting spring scissors | Fine Science Tools | 16144-13 | |
| 3 1/2" curved locking hemostat | Fine Science Tools | 13021-12 | |
| Disposable Skin Stapler | 3M | DS-25 | |
| tracheal cannula (20 gauge x 1/2" stainless steal tubing adapter) | Becton Dickinson | 408210 | |
| 60-degree Incline Dissection Board | |||
| 0.5% Bupivacaine | |||
| Isoflurane | |||
| Betadine and "Q-tip" cotton applicator |
References
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