Summary
本文介绍用于培养低密度初级海马神经元上倒置在神经胶质单层玻璃盖玻片生长的协议。神经元和神经胶质层通过石蜡珠分离。通过该方法生长的神经元适合于高分辨率光学成像和功能测定法。
Abstract
探测单个神经细胞的培养物中的结构和生理的能力对于神经生物学的研究是至关重要的，并且允许在单个细胞或定义的网络的遗传和化学操作灵活性。相比于完整的脑组织时操纵这样便于在减少培养系统简单。尽管存在这些初级神经元的分离和生长方法很多，每个人都有其自身的局限性。这个协议描述了一种用于在玻璃盖玻片上，然后将其悬浮在神经胶质细胞的单层培养低密度和高纯度的啮齿动物胚胎海马神经元的方法。这种“三明治文化”允许同时允许从底层的神经胶质单层营养支持的神经元群的独家长期增长。当神经元是足够的年龄或到期水平的，神经元盖玻片可翻转时的胶质菜和在成像或功能测定法中使用。神经元摹rown通过该方法通常存活数周和发展广泛的乔木，突触连接，以及网络属性。
Introduction
大脑分为神经元的复杂网络。单个神经元到网络活动和脑功能的贡献可以通过它们的分子组成和它们的生理特性的扰动的选择性改变进行研究。单个神经元的遗传和化学处理是在培养的神经元比完整的脑组织受到后者的细胞的异质性和复杂性可以说是容易，无牵无挂。在培养神经细胞发展良好定义的轴突和树突乔木和彼此形成广泛的突触连接。
而来自成年动物或来自神经系统的其他区域神经元培养物是可能的，胚胎海马培养物经常由于优选为所定义的锥体细胞群体和相对低的密度胶质1,2。在培养低密度生长的海马神经元是特别AMEnable到亚细胞定位，蛋白质运输，神经元极性和突触发育的研究。在培养神经细胞也在突触可塑性3，4，5，6研究分子过程被广泛使用。从与不出生后存活的全球基因缺失的小鼠神经元文化的准备工作已经在研究某些基因7的细胞和突触的角色特别有用。
由于在脑，海马神经元依赖于从神经胶质细胞营养支持。这他们的文化复杂化，并导致由这种支持提供几种不同的方法的发展。一种常用的方法包括直接电镀到神经元的神经胶质细胞8，或允许从所获取的HIPP污染物神经胶质细胞的单层ocampal组织增殖并形成神经元9下方的单层。虽然这种方法已经发现了一些成功，得到的神经元培养物中的杂质是不利的成像实验。神经元培养物的另一种常用的方法是将离开时的胶质饲养层完全，而是提供在限定的生长培养基10的形式营养支持。
在这里，我们描述了“三明治”或神经元培养2,11的“银行家”的方法。此方法涉及镀覆在玻璃盖玻片上，然后将其悬浮在由石蜡珠分离的神经胶质细胞的单层的海马神经元。这有利于神经细胞的同质群体的长期培养，而不会污染的神经胶质细胞，同时允许从底层的神经胶质单层营养支持。当神经元是足够的年龄和成熟程度的，神经元盖玻片可翻转时的胶质菜和在成像或功能测定法中使用。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
所有实验和使用实验动物方案由曼尼托巴大学动物伦理委员会批准并且是符合加拿大动物保护协会的指导方针。
1.仪器，缓冲液和溶液的制备
- 通过高压灭菌所有解剖设备，玻璃巴斯德移液管，移液管尖端，过滤装置，和去离子水进行消毒。
- 制备20％（w / v的1.1 M）在去离子水和过滤灭菌库存葡萄糖溶液。储存于4℃。
- 制备在去离子水和过滤灭菌100mM的丙酮酸钠溶液。储存于4℃。
- 制备含钙和镁的Hank氏平衡盐溶液（CMF-HBSS）通过使10％的HBSS（10倍），10mM的HEPES，和100U / mL的青霉素 - 链霉素的在去离子水中的溶液。存储在4℃下不超过1至2个月。
- 制备10毫克/毫升脱氧核糖核酸酶I（DNA酶）在CMF-HBSS，然后过滤灭菌，并在-20℃下储存。
- 制备通过使30mM葡萄糖的溶液（来自无菌溶液）胶质介质，95 U / ml的青霉素 - 链霉素，和10％-15％牛生长在最低必需培养基（MEM）血清（BGS）。
注意：作为在所述协议指示的，如果需要减缓细胞的增殖，可以使用5％的BGS的溶液。马血清可被用来代替BGS，但要注意，每一批次都必须在使用前，由于批次间的变化进行测试。存储在4℃下制备的溶液为不超过1至2个月。尽管许多实验室使用FBS，我们始终认为，在BGS神经胶质细胞生长是一样强大的FBS。 BGS是由补充有化学上确定的组分胎牛血清的。此外，BGS实质上比FBS更经济。 - 通过使溶液制备神经元生长和维持培养基（的Neurobasal-B27，NBG）1X B27添加剂和0.5mM L-谷氨酰胺在500ml的Neurobasal的Medi嗯。存储在4℃下不超过1至2个月。 L-谷氨酰胺可以含GlutaMAX，已经提出的是在生长培养基中更稳定的被取代。
- 制备神经元通过使30mM葡萄糖的溶液（来自无菌溶液）平板培养基，1mM丙酮酸钠（来自无菌溶液），和10％BGS在MEM中。存储在4℃下不超过1至2个月。
- 制备1mM的阿糖胞苷（阿糖胞苷）的溶液中并过滤灭菌。分装成每份1ml，并储存在-20℃。
- 制备的100mM的APV在100 MN过滤灭菌的NaOH溶液。存储在-20℃。
- 溶解1毫克/毫升聚L-赖氨酸在硼酸盐缓冲液，pH 8.5（50mM的硼酸和12mM的硼砂）和过滤灭菌。等分试样并储存在-20℃。代替聚-L-赖氨酸的，可以使用聚L-鸟氨酸，其可能是有毒的细胞较少。
2.神经胶质文化准备
- 准备皮质星形胶质细胞培养
- 喷雾用70％乙醇的幼崽和他们斩首。
- 放置在磁头上含有15毫升CMF-HBSS冰100mm培养皿。
- 通过切割头皮，打开头骨，切断脑干，然后将脑转移至60mm培养皿上含有3毫升CMF-HBSS冰解剖出脑的每个。
- 从海马中分离大脑半球，然后剥去它们周围的脑膜。应格外注意事项，以确保从脑膜成纤维细胞污染最小。在文化脑膜成纤维细胞可以与神经胶质细胞生长竞争，也不利于对神经元的健康。收集在含有5毫升CMF-HBSS冰60毫米培养皿中的所有大脑半球。
- 卸下CMF-HBSS，然后使用微解剖弹簧剪刀切碎收集的皮层组织尽可能细。
- 足够的CMF-HBSS加入斩PED组织。使用玻璃巴斯德吸管，该组织片转移至15mL管中。通过添加CMF-HBSS，使总体积至12毫升。
- 添加1.5mL的各2.5％胰蛋白酶和10毫克/毫升DNA酶溶液。孵育在水浴中12分钟，在37℃将得到的混合物。
- 磨碎所述组织使用玻璃巴斯德吸管10-15倍，并进一步孵育它在37℃水浴中3分钟。
- 过滤通过镜头纸或滤网到含有5毫升的BGS的50mL管中的上清液。这样做是为了去除未解离的组织块。另外，使用市售的细胞滤网。
- 添加13.5毫升CMF-HBSS和1.5mL的2.5％胰蛋白酶的含有剩余的组织片的管中并在37℃的水浴中孵育进一步它另外的10分钟。
- 磨碎剩余组织一次，然后再次过滤悬浮液到含有初始滤液中的50mL试管。接下来，冲洗乐纳秒纸用3mL BGS的。最终的体积应为大约38毫升。
- 离心机含有解离的神经胶质细胞在130×g下6分钟的悬浮液中。仔细丢弃使用玻璃巴斯德吸管将上清液。确保在底部沉淀的细胞不受到干扰。的粒料的底部会出现含血液成分微带红色。
- 转移在1mL胶质介质的神经胶质细胞到新的管中，注意不要扰乱粒料的微红部分。
- 加起来2毫升每小狗胶质介质的重悬结合解离的神经胶质细胞。例如，如果10只幼仔被使用，然后再悬浮总体积将是20毫升。
- 制备每一个小狗75cm 2的细胞培养瓶。 18毫升预热的胶质介质添加到每个烧瓶中。
- 转印2mL的细胞悬浮液到每个烧瓶中并在37℃，5％CO 2培养箱中孵育。
- 一天后，更换用20mL胶质米edium。在这个阶段，文化是胶质和其他不需要的细胞类型的混合。
- 接种细胞四天后，大力摇晃瓶打跑非星形神经胶质细胞。要做到这一点，用CMF-HBSS冲洗烧瓶一次，然后添加10毫升新鲜CMF-HBSS到每个烧瓶中。摇瓶中大力5-10次，然后吸掉CMF-HBSS。用CMF-HBSS冲洗两次，然后添加20毫升胶质平台。
注：此步骤是为了确保消除非靶细胞类型的关键，不应该产生期望的星形胶质细胞的损失。 - 与两次新鲜胶质介质每周更换直至细胞是融合（ 图1）。
- 冻结胶质
- 一旦培养物汇合，吸掉培养基并用10毫升CMF-HBSS洗涤细胞单层。
- 加入10 mL 0.25％胰蛋白酶/ EDTA的每个烧瓶中并在37℃下孵育3分钟。
- 点击瓶轻轻打跑细胞。加入1毫升BGS吨o每个量瓶中，将细胞悬浮液到15 mL管。
- 离心管，在130×g下6分钟。弃去所得的上清液。
- 重悬在2mL胶质介质细胞沉淀。
- 制备胶质冷冻介质（1-份二甲亚砜和4-份BGS）。添加这种溶液到每个每烧瓶4支冻存管的0.5毫升。
- 转移0.5mL的细胞悬浮液到每个小瓶中，然后通过将小瓶在绝缘容器中，在-80℃冷冻器中过夜冷冻细胞慢。一天后，将小瓶转移到液氮冷冻进行长期储存。
- 电镀恢复神经胶质
- 板块胶质细胞神经元文化的前一天1-2周。
- 制备50mL试管用10ml温热胶质平台。
- 解冻神经胶质的1个冷冻瓶在37℃水浴中2-3分钟。
- 转移小瓶的内容物到含有10毫升胶质介质中的50mL试管。
- 离心机E中的管在130×g离心5分钟，吸出上清液。
- 重悬在20mL胶质介质沉淀。
- 3毫升新鲜胶质介质添加到每个培养皿（60mm）上，然后转移细胞悬液1mL至每个培养皿中。孵育培养物在37℃，5％CO 2培养箱中。
- 订阅细胞每周两次。如果细胞密度达到50％汇合以及前神经元培养一天，切换到含有5％BGS减慢神经胶质生长速率胶质平台。对于神经元培养物中的神经胶质单层的期望的汇合率为50％ - 70％。
- 替换NBG介质中的神经元培养物前1-2天的神经胶质介质（6毫升/皿）。
3.准备盖玻片
- 清洁和石蜡珠的制备
- 淹没盖玻片在浓硝酸（70％重量/重量;注意：高腐蚀性），并超声处理它们在室温下30分钟。其他实验室有found它有利于在孵育70％硝酸盖玻片在陶瓷机架在室温下12-24小时来代替。
- 仔细丢弃根据机构指引一个指定通风橱的硝酸。冲洗盖玻片，用去离子水3-5倍。
- 浸没在去离子水中的盖玻片，并再次超声处理它们30分钟（如果跳过以下的另一种方法）。
- 取出去离子水和冲洗盖玻片另一三次。
- 淹没在50mL去离子水将盖玻片和通过高压灭菌消毒他们。可替代地，消毒在225℃下将盖玻片在烘箱中6小时。如果使用这种替代方法，请跳到步骤3.1.9。
- 一旦高压灭菌，将盖玻片转移至无菌的层流罩用于以下步骤。
- 除去去离子水，并用20-30毫升100％乙醇冲洗。
- 添加20-30 mL的100％乙醇并转移盖玻片和乙醇至100毫米培养皿中。
- 使用钝镊子盖玻片转移至60mm培养皿中，每个培养皿4-5盖玻片，然后将它们允许风干通过倚靠盖玻片抵靠盘的边缘。一旦乙醇被蒸发，放置盖玻片的表面上平坦的。
- 转移10克石蜡至合适的耐热玻璃瓶中。熔化的石蜡，并在约150-200℃下保持它的热板上至少1小时。到的石蜡应加热的理想温度可能需要一些调整。非理想的温度会导致难以生产的石蜡珠正确的尺寸。融化后的等待期可确保整个液体温度一致。
- 浸巴斯德吸管插入石蜡，然后迅速它触摸到靠近每个盖玻片边缘三个点（每个点为约120°分开）。液滴将固化成珠大约0.3-0.5毫米高和1.0-2.0毫米直径ETER并且将起作用以提供盖玻片上的神经元和下面的胶质单层（ 图2）之间的空间。
- 消毒在UV光下的菜30分钟，然后用铝箔和存储在室温下覆盖它们。准备盖玻片可以存储和使用长达一个月。石蜡珠应该被允许坚持以盖玻片至少一周后使用。这将防止石蜡从在协议的剩余步骤分离。
- 涂层盖玻片用聚L-赖氨酸
- 得到含有与石蜡珠预先制备的盖玻片培养皿中。
- 在硼酸盐缓冲液中添加多聚-L-赖氨酸的200μL到每个盖玻片的表面，并让溶液坐在盖玻片过夜，覆盖，在室温下。涂层相同的表面在其上石蜡珠位于一个。请注意，如果适当清洗，聚L-赖氨酸应该很容易蔓延以覆盖盖玻片的表面上。
- 一天后，通过在无菌去离子水中浸泡他们为每次2小时洗涤盖玻片两次。最后一次洗涤后，用4mL每皿神经元电镀介质的更换水。请注意，重要的是不将盖玻片的表面被允许涂有聚-L-赖氨酸具有后干燥。
- 放置含盖玻片-培养皿在37℃，5％CO 2培养箱中。将涂覆的盖玻片应温育的神经元培养物之前至少24个小时。这样做是为了黄金的神经细胞培养的培养基。
4.解剖海马和电镀神经元
- 获得妊娠大鼠（18-19天胚胎，如从阴道塞发现之日测量的）和异氟醚麻醉的断头或其他批准的方法安乐死。
- 喷用70％乙醇大鼠的下侧，然后从耻骨区域救援人员到场做一个切口啊到腹腔的端部。为了避免污染，照顾只有通过这一步皮肤切开。
- 用70％乙醇再次冲洗解剖仪器，然后通过腹壁切开以暴露子宫。拆下两个子宫角，并放置在无菌的100毫米培养皿中。
- 执行在层流通风橱中的剩余步骤。除去围绕胎儿子宫膜。斩首他们并放置头在含有20毫升CMF-HBSS 100毫米培养皿中。
- 解剖出脑，并立即将它们放置在含有在冰上2毫升CMF-HBSS 60毫米培养皿中。收集每盘只有2-3大脑，使下一步足够的空间。
- 在解剖显微镜下从大脑半球的中线剥去脑膜，然后解剖出海马，并将它们置于含4.5毫升CMF-HBSS 60毫米培养皿中。需要注意的是，海马可以区分作为一个月牙形STRUCTURE在皮质半球的内侧表面上，并且是易于除去，因为它是由一个心室横向界定。
- 转移收集海马组织和CMF-HBSS至15mL管中。添加0.5mL的2.5％胰蛋白酶，然后在37℃下孵育10分钟。木瓜蛋白酶，可以用来代替胰蛋白酶，因为它是温和的，并可能会增加产量。
- 轻轻地取出由巴斯德吸管胰蛋白酶溶液，使在该管的底部不受干扰海马组织。
- 轻轻用5mL CMF-HBSS洗涤两次组织，同时在37℃下孵育其5分钟。第二次洗涤后，通过添加CMF-HBSS足够体积的组织，使总体积至少为5毫升。如果有来自10多个幼仔海马，多达8个可以被添加毫升CMF-HBSS中。
- 准备组织解离火抛光移液器的两个变种。一个变体的前端是移液管，但具有火抛光平滑边缘正常直径的。其他VARI蚂蚁是一个与尖端直径减半。简言之暴露的玻璃巴斯德吸管对角于火焰源的尖端，然后检查移液器的尖端。
- 重复此步骤，直至尖端边缘已平滑化或直径已经减小。它练习找到理想的直径，以确保组织分离，获得单个细胞而不损伤这些细胞是很重要的。
- 首先由约10道次磨碎海马组织通过一个边缘光滑的正常玻璃巴斯德吸管，并通过与所述直径减小的吸液管，然后进一步的5至10次。我们的目标是获得无细胞或极少组织团块的均匀的溶液。
- 确定使用血细胞计数器或自动细胞计数器中的细胞密度。典型地，从两个半球海马结合时，获得0.8至1.0百万细胞每小狗。
- 传输足够的体积的细胞悬浮液，以菜含有聚-L-赖氨酸包被的盖玻片在4mL平板培养基以获得每60毫米盘300,000个细胞的接种密度，。细胞的密度可以根据预期的实验而变化从100,000至500,000。
- 3-4小时后，用连接到在含神经胶质细胞在NBG介质菜肴神经元传递的盖玻片上。应该是这样的，使得在其上的神经元铺板侧朝下朝向胶质细胞层。添加总共每胶质培养皿4-5盖玻片。
- 电镀后两或三天，阿糖胞苷溶液添加到每皿5μM的终浓度逮捕神经胶质生长。
- 通过在每个进给用2.5毫升的新鲜培养基更换旧培养基的2mL的订阅将细胞每周一次。加入额外的培养基是用于蒸发随时间进行补偿，并且只有介质的一部分被改变由神经胶质细胞，以确保介质的相一致调理。这些文化通常是对健康至少一个月（图3）。神经元的存活可通过加入APV到培养基中至100μM的最终浓度来提高。 APV是NMDA受体拮抗剂，并通过减少谷氨酸兴奋毒性促进存活。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
在初级神经细胞培养物的这种“三明治”方法，海马神经元（ 图3）上生长由石蜡珠（ 图2）中分离的神经胶质细胞（ 图1）的床层。这确保了神经元在玻璃盖玻片上选择性地生长以最小的神经胶质细胞污染，但接收来自胶质细胞上的组织培养皿生长足够营养支持。通常情况下，神经元可在培养基中维持> 3周，开发具有发达的轴突和树突可以通过典型的脱磷酸头和MAP2免疫染色，分别（ 图4）鉴定广泛arborisation。成熟的神经元通过开发这些车厢突触后标记Drebrin1的选择性定位确定突触刺。这些突触棘进行密切并列突触前特殊化，这是由突触小泡标记Synapsin1免疫标识。该前和突触后部位的接近表明发达和正确对齐突触。这些原代神经元是非常适合的神经元和突触的功能和结构研究。这些措施包括，但不限于，信号转导，神经元极性，亚细胞贩运和突触发育和可塑性研究。
胶质细胞培养物的图1相衬图像拍摄1天，7天，或14天从冷冻胶质库存电镀后。比例尺，500μm以下。 请点击此处查看该图的放大版本。
图2.盖玻片prepar的高分辨率图像ED与石蜡珠。 （A，B）的适当例子应用于石蜡珠。 （C，D）的正确应用石蜡珠实施例。 α：一个以上的珠子在相同的位置上。 β：胎圈未能适当地放置盖玻片。 χ：胎圈施加太靠近盖玻片的中心。 δ：珠过高。 请点击此处查看该图的放大版本。
图3.在培养原代神经元的发育阶段的相衬图像。比例尺，100μm以下。 请点击此处查看次的放大版。是图。
图第17天的体外初级神经元的免疫荧光4.图像。神经元用4％的甲醛和4％蔗糖的PBS中12分钟，然后用0.25％的Triton X-100透化5分钟。用在PBS中的10％BSA封闭30分钟后，将神经元在4℃温育过夜，在3％BSA在施加初级PBS抗体。初级抗体用作如下：抗突触蛋白I（兔，1：2000），抗drebrin（小鼠IgG1，1：8，克隆M2F6，杂交瘤上清液），抗MAP2（鸡多克隆IgY抗体，1：5000），和抗tau-1（小鼠IgG2a，1：2000，克隆PC1C6;识别脱磷酸化的tau）。然后将细胞用PBS洗涤，并在37℃下在PBS中的3％BSA与适当的物种或同种型特异性第二抗体温育1个小时。用第二抗体是作为FOL低点：Alexa的488缀合的抗小鼠IgG2a（1：500），Alexa的568缀合的抗 - 兔（1：500），Alexa的647缀合的抗小鼠IgG1（1：500），和AMCA偶联的抗鸡的IgY（驴IgG抗体，1：200）。比例尺，10和2.5μm，如所指示。 请点击此处查看该图的放大版本。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
虽然培养神经元的“夹心层”的方法已在别处良好描述2， 如图11所示 ，在整个协议的几个步骤是相当困难的独自描述的文字，这可能会导致沮丧谁希望采纳调查。
该方法可分为三大工作流程：神经胶质培养，盖玻片制备和神经元培养物和维护。这三个准备的是高品质的神经元培养和几个重要的关键因素，必须牢记。电镀神经元前，神经胶质饲养层理想地应当星形胶质细胞的均质群体，并在50-70％汇合之间。这将确保从胶质滋养层足够的营养支持。以确保该星形胶质细胞培养物具有其它类型的细胞，小神经胶质细胞特别是，它们是松散的ATTAC污染最小是很重要的HED和圆形细胞。小胶质细胞释放细胞因子，这不利于神经细胞的健康和生存12。血清，无论是马血清或牛生长血清，可以从批次变量。几个批次血清的仔细筛选应该决定使用特定批次之前进行。
盖玻片准备的又一重要举措。玻璃和在其清洁所使用的协议的质量是健康发达的神经元的关键。如果该方法在实验室被新通过的，这将是值得从几个供应商测试盖玻片。对于盖玻片的清洁，一些实验室浸泡在70％硝酸盖玻片18-36小时，同时其他人用于在超声波仪只有1小时这样做。清洁盖玻片的一个重要标准是，聚L-赖氨酸的解决方案应该在表面上均匀涂抹。另一个重要的考虑是，适用于盖玻片石蜡珠应该是适当的高度和直径和被加热到合适的温度，如在该协议中概述。
为了获得神经元，海马可以从胚胎一天17-19大鼠被解剖。虽然解剖在这个阶段会导致极少数神经胶质细胞，神经胶质增生可以通过添加抗有丝分裂剂阿糖胞苷后培养2-3天被逮捕。火抛光的吸管尖端胰蛋白酶海马组织研磨，关键是要分离的组织成单个细胞而不损伤细胞本身。在这个协议中使用的神经元生长和维持培养基是的Neurobasal + L-谷氨酰胺+ B27补充物。 L-谷氨酰胺可以由GlutaMAX的，这是在培养基中更稳定的被取代。 B27添加物的质量各不相同，从很多很多，所以应该使用特定批次进行长期培养前进行测试。一个可怜的很多B27可能会导致神经元聚集。替代产品如GS21和SM1已被发现是B27很好的替代品。生长长于周神经元应用新鲜培养基每周被馈送，其中所述介质的第三被每周更换。
培养神经细胞的这种方法可以证明非常宝贵的依赖纯粹的神经元群体很少或根本没有胶质污染实验。使用这种方法生长的低密度的神经元通常与发育良好的乔木，突触连接和网络属性存活数周。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
作者什么都没有透露。
Acknowledgments
这项工作是由CIHR MOP-142209到TJS支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dissection Instruments | |||
| Micro Dissecting Scissors | Roboz | RS-5910 | |
| Micro Dissecting Spring Scissors | Roboz | RS-5650 | |
| Micro Dissecting Spring Scissors | Roboz | RS-5605 | |
| Dumont Forceps (#5) | Roboz | RS-5045 | |
| Dumont Forceps (#PP) | Roboz | RS-4950 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tissue Preparation | |||
| Trypsin (2.5%) | Gibco | 15-090-046 | |
| Trypsin-EDTA (0.25%) | Gibco | 25-200-072 | |
| Swinnex Filter Holder, 25 mm | EMD Millipore | SX0002500 | Used as cell strainer. Assemble first with filter and autoclave |
| Isoflorane | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | CP0406V2 | |
| Hemocytometer | Hausser Scientific | 1492 | |
| Grade 105 Lens Cleaning Tissue | GE Healthcare | 2105-841 | Used as cell strainer. Assemble first in filter holder and autoclave |
| Glass Pasteur pipettes with cotton filter | VWR | 14672-412 | |
| HEPES (1 M) | Gibco | 15-630-080 | |
| Hank's Balanced Salt Solution without Calcium, Magnesium, Phenol Red (HBSS, 10x) | Gibco | 14-185-052 | |
| Glass Pasteur pipettes | VWR | 14672-380 | |
| Deoxyribonuclease I from bovine pancreas (Dnase) | Sigma-Aldrich | DN25-100mg | |
| Butane bunsen burner | Wall-Lenk Mfg. Co. | Model 65 | |
| Centrifuge | Eppendorf | 5810R | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tissue Culture | |||
| Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) | Gibco | 15-140-122 | |
| Petri Dish (100 mm) | Fisher | FB0875712 | |
| Petri Dish (60 mm) | Fisher | FB0875713A | |
| Horse Serum | Gibco | 16050-122 | Can be used in place of BGS, but each lot must be tested due to inter-lot variation. Heat-inactivation of serum is recommended. |
| Sodium Hydroxide | Fisher Scientific | S318-1 | |
| Sodium Pyruvate | Sigma-Aldrich | P2256 | |
| Minimum Essential Medium (MEM) | Gibco | 11-095-080 | |
| Neurobasal Medium | Gibco | 21-103-049 | |
| L-Glutamine (200 mM) | Gibco | 25-030-081 | |
| GlutaMAX Supplement | Gibco | 35050061 | Can be used in place of L-Glutamine in the NBG medium |
| Culture Dish (60 mm) | Corning, Inc | 353002 | |
| Culture Flasks (75 cm^2) | Greiner Bio-One | 658170 | |
| Cytarabine (Ara-C) | Sigma-Aldrich | C3350000 | |
| D-(+)-Glucose | Sigma-Aldrich | G8270 | |
| Bovine Growth Serum (BGS) | HyClone | SH3054103 | Heat-inactivation is recommended before use. |
| B27 Supplement (50x) | Gibco | 17-504-044 | |
| Dimethyl Sulfoxide (DMSO) | Sigma-Aldrich | D8418-100ml | |
| Cryogenic Vials | VWR | 89094-806 | |
| DL-2-Amino-5-phosphonopentanoic acid (APV) | Sigma-Aldrich | A5282 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Coverslip Preparation | |||
| Sodium tetraborate decahydrate (borax) | Sigma-Aldrich | B9876-1KG | |
| Poly-L-Lysine Hydrobromide | Sigma-Aldrich | P2636 | |
| Histoplast Paraffin Wax | Fisher | 22-900-700 | |
| Gravity Convection Oven | VWR | 89511-404 | Used for alternative coverslip cleaning method discussed in protocol |
| Ultrasonic Bath (Sonicator) | Fisher Scientific | 15337400 | |
| Nitric Acid | Anachemia | 62786-460 | |
| Ceramic Staining Racks | Thomas Scientific | 8542E40 | Used for alternative coverslip cleaning method discussed in protocol |
| Coverslips | Glaswarenfabrik Karl Hecht GmbH | 1001/18 | Manufacturer is very important, as neurons do not adhere well to lower quality glass |
| Boric Acid | Sigma-Aldrich | B0252 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Miscellaneous | |||
| Sterile Syringe Filters | VWR | 28145-477 | Used with BD syringe for filter-sterilization |
| Syringe | BD | 302832 | Used with VWR sterile syringe filters for fliter-sterilization |
| Water Bath | Fisher Scientific | 15-460-16Q | |
| Inverted Microscope | Olympus | CKX41 | |
| 15 mL Conical Sterile Centrifuge Tubes | ThermoScientific | 339650 | |
| 50 mL Conical Sterile Centrifuge Tubes | ThermoScientific | 339652 |
References
- Banker, G. A., Cowan, W. M. Rat hippocampal neurons in dispersed cell culture. Brain Res. 126, 397-425 (1977).
- Kaech, S., Banker, G. Culturing hippocampal neurons. Nat Protoc. 1, 2406-2415 (2006).
- Adamantidis, A., et al. Optogenetics: 10 years after ChR2 in neurons--views from the community. Nat Neurosci. 18, 1202-1212 (2015).
- Ho, V. M., Lee, J. A., Martin, K. C. The cell biology of synaptic plasticity. Science. 334, 623-628 (2011).
- Huganir, R. L., Nicoll, R. A. AMPARs and synaptic plasticity: the last 25 years. Neuron. 80, 704-717 (2013).
- Luscher, C., et al. Role of AMPA receptor cycling in synaptic transmission and plasticity. Neuron. 24, 649-658 (1999).
- Varoqueaux, F., et al. Neuroligins determine synapse maturation and function. Neuron. 51, 741-754 (2006).
- Huettner, J. E., Baughman, R. W. Primary culture of identified neurons from the visual cortex of postnatal rats. J Neurosci. 6, 3044-3060 (1986).
- Lester, R. A., Quarum, M. L., Parker, J. D., Weber, E., Jahr, C. E. Interaction of 6-cyano-7-nitroquinoxaline-2,3-dione with the N-methyl-D-aspartate receptor-associated glycine binding site. Mol Pharmacol. 35, 565-570 (1989).
- Brewer, G. J., Torricelli, J. R., Evege, E. K., Price, P. J. Optimized survival of hippocampal neurons in B27-supplemented Neurobasal, a new serum-free medium combination. J Neurosci Res. 35, 567-576 (1993).
- Banker, G., Goslin, K. Rat hippocampal neurons in low-density culture. Culturing nerve cells. 2, 339-370 (1998).
- Hanisch, U. K. Microglia as a source and target of cytokines. Glia. 40, 140-155 (2002).
