Abstract
Ischämische Herzkrankheit (IHD) oder akuter Koronarsyndrom (ACS) ist eine der führenden Todesursachen in den Vereinigten Staaten. IHD wird durch reduzierte Blutzufuhr zum Herzen, was den Verlust von Sauerstoff und der anschließenden Nekrose des Herzmuskels gekennzeichnet. Das MI-Modell hat an Popularität gewinnt für seine Verwendung als kurzfristiges Ischämie-Reperfusion-Modell und ein langfristigen Dauer Ligatur-Modell. Im Folgenden beschreiben wir für die dauerhafte Unterbindung der LAD eine zuverlässige Methode. Mit der Maus genetische immer Engineering-Technologie weiter fortgeschritten ist, und mit einer zunehmenden Verfügbarkeit von qualitativ hochwertigen Maus-chirurgischen Instrumenten hat die Maus ein beliebtes Modell für MI Operationen worden. Unser OP-Modell beinhaltet die Verwendung eines leicht umkehrbar Anästhetikum für die schnelle Wiederherstellung der Maus; eine minimal-invasive Intubation ohne eine Tracheotomie beteiligt sind; und Thorakozentese durch die ursprüngliche Thorakotomie Seite ohne einen zusätzlichen Einschnitt in der Brust zu schaffen, wiein einigen anderen Verfahren durchgeführt, um effektiv überschüssiges Blut und Luft aus der Brusthöhle entfernt werden. Dieses Verfahren ist vergleichsweise weniger invasiv als andere Methoden, die dramatisch chirurgische und postoperativen Komplikationen und Mortalität und verbessert die Reproduzierbarkeit verringert.
Introduction
Koronarer Herzkrankheit oder ACS, sind die häufigste kardiovaskulären Ereignisse und die Hauptursache für Morbidität und Mortalität weltweit im Jahr 2020 1 in Betracht gezogen werden. Die Ursache des ACS ist das Vorhandensein einer myokardialen Thrombose aufgrund des Bruches eines koronaren atherosklerotischen Plaques , die Blöcke oder den Blutfluss zum Herzgewebe 2 reduziert. Daher gibt es klinische Symptome mit dem Vorhandensein von akuter myokardialen Ischämie, wie Myokardinfarkt (MI) 3, 4. MI führt zu einem Verlust in der Masse der Kardiomyozyten und eine Progression zu pathologischen ventrikulären Remodeling, die 6 5, ventrikuläre Dysfunktion und Herzinsuffizienz führen können.
Einer der effektivsten Wege, IHD zu untersuchen wurde in einem Tiermodell menschlicher Myokardinfarkt zu imitieren. Dies wird durch Verschließen des LAD erreichtMäuse. Mit diesem Modell untersuchen wir, wie das Herz aus den von IHD Schäden geschützt werden.
Im letzten Jahrzehnt haben Forscher aus mit größeren Tiermodellen für kleinere Tiere, einschließlich der Verschiebung von Ratten Mäuse verschoben. Je kleines Mausmodell beginnt aus vielen Gründen bevorzugt werden, einschließlich ihrer geringen Größe, große Wurfgröße, niedrig Kosten und kurze Tragezeit sowie für die expansive Verfügbarkeit von transgenen und Gen - Knockout - Modellen 7 zu halten. Obwohl Mäuse in der Größe klein sind, neue chirurgische Instrumente speziell für sie haben in dieser Entwicklung unterstützt. Unsere Methode nutzt diese neue chirurgische Instrumente.
Während mehrere Methoden, um eine invasive Tracheotomie zu implementieren, verwenden wir eine weniger invasive Methode zur Intubation. Mit Kopf Beleuchtung des Rachens, intubieren wir ohne Einschnitt zu schaffen, eine sicherere und weniger traumatische Erfahrung für t Bereitstellunger Tier. Die Maus wird dann an einem Beatmungsgerät platziert und gehalten auf Isofluran während des gesamten Verfahrens. Aufgrund der kurzen Dauer der Anästhesie durch das Medikament produziert, es dauert nur ein paar Minuten für das Tier aus der Narkose zu erholen, sobald es abgebrochen wird. Unser OP-Modell enthält auch eine minimalinvasive Pleurapunktion. Die sorgfältige Entfernung von Blut und überschüssiger Luft aus dem Brustraum Thorakozentese durch die ursprüngliche Thorakotomie Inzision verwendet, hat eine gemeinsame postoperative Komplikation der LAD Ligierung angesprochen: die Spannung Pneumothorax. Diese Methode, die die Notwendigkeit für die beiden zusätzlichen Einschnitte eliminiert in anderen Methoden-on verwendet wurde für die Tracheotomie und eine weitere für die Pleurapunktion-hat weniger postoperative Komplikationen ergaben und hat die Sterblichkeit drastisch reduziert.
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Protocol
Dieses Tier-Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) in Rhode Island Hospital überprüft und genehmigt.
1. Anästhesie und Intubation
- Wiegen Sie die Maus, um die Dosierung von postoperativen Schmerzmitteln zu berechnen.
- Platzieren Sie die Maus in eine Ansaugkammer und liefern 4% Isofluran für 9 - 10 min, Überwachung des Tieres im gesamten. Schalt auf einem heißen bead Sterilisator so daß die Vorrichtung auf etwa 250 ° C vorwärmen kann. 20 min - Vorglühen wird 15 nehmen.
- Sobald die Maus eine tiefe Ebene der Anästhesie erreicht, mit einer Atemfrequenz von etwa 32 Atemzüge / min, legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine Styroporplatte und ein Gummiband unter den oberen Schneidezähnen befestigt verwenden, um die Mündung offen zu halten. Bestätigen Sedierung durch einen Zeh Prise durchführen. Positionieren eine Hochintensitätsbeleuchtungseinrichtung oberhalb der Maus, so daß die Oropharynx kann sichtbar gemacht werden.
- Verwenden einer gebogenen Pinzette die Klemmbacke zu öffnen, und ein anderes Paareine Zange, die Zunge aus dem Weg zu heben. Achten Sie darauf, während intubieren bei oder leicht unterhalb der Augenhöhe mit dem Körper der Maus positioniert. Die Verwendung von Lupenbrillen wird empfohlen.
- Visualisieren Sie das Öffnen und Schließen der Stimmbänder. Wenn geöffnet ist, kann eine 20-Gauge, 1-in intravenöser (IV) Katheter mit einer stumpfen Spitze-Nadeleinführungs. Verwenden Sie die Nadel den Katheter zu der Trachealöffnung zu führen, aber zu vermeiden, um die Nadel in die Trachea eingeführt wird. Überprüfung der korrekten Platzierung kann mit einem Kunststoff Transferpipette erfolgen.
- Übertragen der intubierte Maus an eine Bedienfläche mit einer Heizvorrichtung ausgestattet. Schließen Sie die Maus auf ein kleines Nagetier Beatmungsgerät auf einem Hubvolumen von 150 ul / Hub und einer Hubzahl von 130 Hüben / min.
- Liefern 2,5% Isofluran. Überprüfen Sie die Intubation durch bilaterale Brust führen zu überprüfen. Stellen Sie sicher, Anästhesie durch eine Zehe Prise durchführen. Die Maus muß von 5 bis 10 min auf dem Beatmungsgerät vollständig betäubten werden.
- Klebeband auf den Intubationstubus an der Verbindungsstelle zwischen dem Beatmungsgerät und dem IV-Katheter. Band nach unten den Extremitäten. Platzieren sterile Schmier Tropfen auf den Augen.
- Schneiden Sie die ventrale linke Seite des Thorax mit einem elektrischen Rasierapparat. Staub die rasierte Fell mit trockenen Tüchern ab und geben Sie eine kleine Schicht von Enthaarungscreme ein steriles Wattestäbchen. 45 s - Die Creme sollte für etwa 30 mit den Haarfollikeln in Kontakt bleiben.
- Während die Prozesse Creme, legen drei sterilen Wattestäbchen in drei 1,5-ml-Röhrchen mit Betadine gefüllt einweichen. Mit Tüchern mit destilliertem Wasser befeuchtet, wischen Sie die Creme und Fell entfernt.
- Reinigen Operationsfeld dreimal abwechselnd Betadine und steriles 70% Isopropanol prep pads, in einer kreisförmigen Bewegung der Reinigung vom Zentrum zur Peripherie bewegt. Legen Sie eine sterile Abdeckung mit einem Viertel großen Loch über das Operationsfeld der Maus.
- Reinigen Sie den Bereich rund um das mouse mit 70% Ethanol. Stellen Sie sicher, Anästhesie noch einmal mit einer Zehe Prise.
3. LAD Ligierung
- Platzieren Sie die autoklaviert chirurgischen Instrumente in heissem bead Sterilisator vorgewärmt auf 250 ° C für ca. 20 s. Legen Sie die sterilisierten Instrumente auf sterile autoklavierten chirurgischen Tuchs. Don OP-Handschuhe.
- Verwenden fein Spitze einer Pinzette vorsichtig auf die Haut an einem Punkt ungefähr 5 mm links von dem prominent xiphoid Knorpel zu heben. Verwenden, um ein chirurgisches Skalpell mit einer Klinge No. 10 nach oben einem vertikalen Schnitt in der Haut von diesem Punkt zu schaffen, auf das Niveau des Manubrium.
- Verwenden einer gebogenen Pinzette vorsichtig auf die Haut und Muskelschichten zu trennen. Öffnen Sie die Muskelschicht, nach dem Hautschnitt. Legen zwei 5-0 Polypropylennahtmaterial durch die Muskelschicht, eine auf jeder Seite des Einschnitts, und befestigen die Nähte vorübergehend mit Klemmen der Muskelschicht offen zu halten.
- Identifizieren und einen Einschnitt machen in der dritten Intercostalraum, nach demnatürliche Winkel des Brustkorbs. Entfernen Sie das Klebeband von dem linken Enden der Maus und sichern ihren linken hinteren Fuß auf seinen rechten hinteren Fuß mit Klebeband. Geschnitten, um ein längeres Stück Klebeband und sichern seinen linken vorderen Fuß zur Bedienfläche in einer leicht erhöhten Position. Reinigen Sie die Handschuhe mit 70% Ethanol.
- Verwenden einen Retraktor , um sanft die 3. und 4. Rippen gespreizt. Geschnitten, um einen kleinen Abschnitt des sterilen Gaze, ungefähr 1 ½ in x in, und tauchen sie in steriler 0,9% Kochsalzlösung. Squeeze-out die überschüssige Salzlösung und Pinzette vorsichtig auf die Gaze gegen die linke Lunge einsetzen, um ein versehentlichen Verschlucken Lungenschäden während des Verfahrens zu verhindern.
- Entfernen Sie vorsichtig den dünnen Perikard mit einer Pinzette.
- Reißt eine geringe Menge an Baumwoll aus einem sterilen Wattestäbchen und rollen sie in eine kleine Kugel. Tauchen diesen Wattebausch in sterile 0,9% Salzlösung und sanft Tupfer über die Oberfläche des Herzens, die Arterien zu schätzen wissen. Sie vorsichtig die linke Ohrmuschel nach oben drücken und suchen Sie die Koronararterien unterunter.
- Identifizieren der LAD und passieren eine 8-0 Nylonnaht unter der LAD; komplette zwei führt die Ligation zu sichern. Wenn die Unterbindung erfolgreich ist, die linke Ventrikel distal von der Ligatur Willen erbleichen.
- Mit einer Pinzette, entfernen die Gaze früher eingesetzt und dann die Aufrollvorrichtung sanft entfernen. Legen Sie einen 6-in, 25-gauge flexiblen Schlauch an eine 25-Gauge-Nadel in die Brusthöhle durch die Öffnung Thorakotomie. Vorzurücken etwa 1 bis 2 in der Rohrleitung in den Raum oberhalb der linken Lunge. Bringen Sie die Maus auf eine Rückenlage und reinigen Sie die Handschuhe mit 70% Ethanol.
- Verwenden Sie 5-0 Polypropylen Nähen in einem einfachen unterbrochenen Muster den Brustkorb zu schließen, um die Brust Rohr an Ort und Stelle zu halten. Entfernen Sie die beiden Fäden hält die Muskelschicht offen. Verwenden 5-0 Polypropylennahtmaterial in einem einfachen kontinuierlichen Muster die Muskelschicht zu schließen, was wiederum die Thoraxtubus anstelle halten.
- Anhänge eine 1-ml-Spritze in die 25-Gauge-Nadel auf der Brust Rohr. Ziehen Sie nach oben auf dem Sprungr beim Extrahieren gleichzeitig allmählich die Thoraxtubus aus der Brusthöhle mit einer Pinzette. Extrahieren der Schlauch langsam, da dieser Schritt überschüssige Luft und Blut entfernt, die sonst geworden wäre in der Brusthöhle und das Ergebnis in einem Pneumothorax gefangen.
- Sobald die Spritze voll ist, könnte die Spritze von der Nadel, und entsorgen den Abfall in einem Abfall Becher oder Waschbecken. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis die Brust Rohr vollständig extrahiert wird. Stellen Sie sicher, dass die Brust dicht verschlossen ist.
- Verringern Sie die Isofluran auf 1,5%. Schließen Sie die Haut mit 4-0 Polypropylen Nähte in einem einfachen unterbrochenen Muster. Schalten Sie die Isofluran-Verdampfer ab.
- Verabreichen, 0,1 mg / ml Buprenorphin in 0,9% Kochsalzlösung über eine intraperitoneale (IP) Injektion. gilt Topisch 2 mg / ml Lidocain mit 2 mg / ml Bupivacain in 0,9% Kochsalzlösung auf den Einschnitt. Administrieren zwischen 200-500 & mgr; l von 0,9% Salzlösung über eine subkutane Injektion, die Salzmenge auf das Gewicht der Maus skaliert werden.
- Warten 5 min nach administering die Schmerzmittel die Maus vom Intubationsschlauchs zu entfernen. Dies hilft beim Übergang vom Ventilator.
- Wenn die Maus nicht ein bilaterales Brust führt einmal hat aus dem Beatmungsgerät, führt Nadel Dekompression. Um dies zu tun, führen eine 25-Gauge - Nadel und einer sterilen 1-ml - Spritze zwischen den 3. und 4. Rippen , bis sie die Brusthöhle eintritt, durch eine plötzliche Abnahme des Widerstands bezeichnet. Ziehen Sie vorsichtig auf den Kolben nach oben, um überschüssige Luft zu entfernen.
- Wenn die Maus eine ausreichende bilaterale Atemfrequenz und Tiefe zeigt, und reagiert auf eine Zehe Prise, legen Sie die Maus in einem sauberen Erholungskäfig unter einer Wärmelampe. Geben Sie die Maus mit feuchter Nahrung und einer Wasserflasche, die Überwachung in einer laminaren Strömungshaube 15 - 20 min. Monitor für eine übertriebene Atemarbeit, starke Blutungen oder andere potenziell lebensbedrohlichen Komplikationen.
- Für die nächsten drei Tage, verwalten 0,1 mg / ml Buprenorphin Schmerzmittel über ein IP inzweimal täglich jection. Überwachen Sie die Maus täglich.
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Representative Results
Die Mäuse werden 28 Tage nach der Operation getötet, und die Herzen werden geerntet und untersucht. Die Mäuse werden betäubt mit 50-75 mg / kg Ketamin und von 5 bis 10 mg / kg Xylazin. Wenn das Tier unter adäquater Anästhesie ist, wird der Brustraum geöffnet wird, und unter Verwendung einer 23-Gauge-Nadel, kalte Kaliumchlorid (KCL, 30 mM) wird in den hinteren basalen Bereich des Herzens injiziert. Das Herz wird in der Diastole verhaftet. Für weitere Validierung der Ligation wird das Herz aus dem Tier entnommen und mit 4% Paraformaldehyd fixiert und dann 1% Evans-Blau-Farbstoff injiziert. Abbildung 1 zeigt den Mangel an Evans Blau in der ischämischen linken Ventrikels. Abbildung 2 zeigt eine richtige Intubation - Setup. Abbildung 3 zeigt die Platzierung des Thoraxtubus für die Thorakozentese in der anfänglichen Inzisionsstelle, mit der Schicht Muskel angenäht geschlossen um das Rohr vor der Luftabsaugung aus dem chest Hohlraum. Trichrom - Färbung zeigt eine Zunahme der Kollagen in der Infarktregion (Abbildung 4).
Abbildung 1: Blau Injection Evan. Die Evans Blau Injektion offenbart einen Mangel an Farbstoff in ischämischem Gewebe, lokalisiert an den linken Ventrikel Infarktregion. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 2: Die endotracheale Intubation. Der Nachweis einer ordnungsgemäßen Intubation Setup. Der Betreiber, der mit dem OP-Lupen, ist auf Augenhöhe mit der Maus sitzt. Ein hoher Intensität Illuminator wird nach unten auf die tracheale Bereich fokussiert, die o Durchleuchtungropharynx. Ein elastisches Band befindet sich hinter den oberen Schneidezähnen verhakt, so dass der Bediener den Mund mit dem gebogenen Pinzette zu öffnen. Die gebogene Pinzette verwendet, um die Zunge an der Seite für eine klare Visualisierung zu halten. Eine intravenöse Katheterkanüle Intubation mit einer stumpfen Spitzennadel Einführvorrichtung wird in einem leichten Winkel nach oben, während das Öffnen und Schließen der Stimmbänder vorgeschoben visualisiert. Visualisierung der Stimmbänder öffnen und zu schließen, bevor die Intubationsversuch ist einer der kritischen Punkte für eine erfolgreiche Intubation. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 3: Thorakozentese. Platzierung des Thoraxtubus für Thorakozentese verwendet, in der ursprünglichen Inzisionsstelle eingeführt. Die Muskelschicht vernäht wird, schloss sich umdas Rohr, bevor die Luft in der Brusthöhle wird mit einer Spritze entnommen, und dann wird das Brustrohr entfernt. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 4: Trichrom - Färbung. Linke Seite: Kontrolle, nicht-LAD-Liga Herz. Rechts: LAD-ligiert, Infarkt Herz. Trichrome-Färbung (Masson) unter Anwendung Biebricher Scharlach-Säurefuchsin Lösung, Phosphowolframsäure / Phosphomolybdänsäure-Lösung und Anilinblau offenbart erhöhten Kollagen (blau) als Marker für Fibrose im Querschnitt linken Ventrikels Infarktregion. Bar = 500 & mgr; m. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Discussion
Mit zunehmender Nutzung des MI-Modells in Laboratorien, sucht das beschriebene Verfahren der Effizienz und die Überlebensrate der Mäuse zu erhöhen, während ihre postoperativen Schmerzen und Beschwerden zu minimieren. Dieses Protokoll ist bestrebt, indem sie zahlreiche Verbesserungen an verschiedenen Aspekten der LAD-Ligation Verfahren Mortalität zu minimieren. Es gibt ein paar Unterschiede. Einige Mäuse - Intubation Studien , die Ketamin und Xylazin zusammen mit Isofluran für Induktion nutzen, aufgrund des Nutzen ihrer längeren Dauer der Anästhesie haben Mortalität 8 erhöht dargestellt. Unsere Methode verwendet nur Isofluran für Induktion, stark das Potenzial für drogenbedingten Komplikationen zu reduzieren. Ein weiteres ähnliches LAD - Ligation - Protokoll enthält eine Tracheotomie, eine verlängerte Erholungszeit und eine erhöhte Notwendigkeit für eine präzise Ausbildung 9 produziert. Das Verfahren, das wir hier beschreiben, verwendet eine nicht-invasive Methode zur Intubation, was zu lower Mortalität und eine höhere Reproduzierbarkeit der Ergebnisse. Auch, anstatt nur einen elektrischen Rasierapparat mit, unser Verfahren verwendet auch Enthaarungscreme für Pelzentfernung, eine ganz klare Visualisierung des sterilen Feldes Bereitstellung in weniger als 1 min.
Ein weiterer wichtiger Unterschied ist die Neupositionierung der Maus, die nach auftritt, anstatt vor, die ersten Einschnitte. Herstellung des Einschnitts, während die Maus-Rücken ist ermöglicht eine direkte und genaue Visualisierung von Sehenswürdigkeiten, wie das xiphoid Knorpel-, damit in höherer Reproduzierbarkeit der Ergebnisse führt. Unser Verfahren verwendet auch sterile Wattestäbchen statt einer Kauter für das Management Blutungen, abnehmend iatrogenic Brandverletzungen und das Risiko einer Infektion. Abgesehen von diesen Unterschieden, die Brust Rohreinsetzseite für die Pleurapunktion ist besonders bemerkens, da unser Verfahren nicht mit sich bringt einen neuen Einschnitt für das Rohr zu schaffen. Vielmehr geht es um das Rohr in einem vorherigen Inzision eingeführt wird, wieder abnehmend mortality. Das Verfahren, das wir beschreiben, umfasst auch: (1) die Verwendung eines Aufroller, so dass eine genauere und stabilere Visualisierung der Koronararterien; (2) das Einführen von steriler Gaze in die Brusthöhle während des Verfahrens, wodurch das Risiko einer iatrogenen Lungenverletzungen zu verringern; und (3) die Verabreichung von Kochsalzlösung nach dem Verfahren, das zu beiden gezeigt wurde, verkürzt die Wiederherstellungszeit und verhindert Unterkühlung.
Obwohl wir ein permanente Ligatur Modell beschreiben kann dieses Verfahren auch für ein akutes MI-Modell modifiziert werden. Das akute MI - Modell, das auch als Ischämie und Reperfusion beschrieben ist , bezieht sich auf 30 bis 60 min von durch Reperfusion im Herzgewebe 7 gefolgt Ischämie. Eine alternative Methode , um die Infarktgröße oder gefährdeten Bereiches nach Ischämie und Reperfusion ist die Färbung von 2% Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) 10 zu beurteilen. TTC-Färbung beruht auf der Fähigkeit, lebensfähiges Gewebe nach einem ischämischen Insult zu färbenaufgrund des in dem Herzgewebe Dehydrogenasen. Diese Enzyme wandeln einen löslichen Komponente in eine unlösliche rote Komponente, wodurch der Infarktbereich 11 abgrenzt. Das akute MI - Modell kann die Mechanismen nachzuahmen , die in der menschlichen Herzkrankheit auftreten und somit 10 ein nützliches Werkzeug für die Aufklärung der Ereignisse der myokardialen Ischämie sein kann. Die LAD-Ligation kann durch die Beobachtung eine sofortige Änderung in der Gewebefarbe überprüft werden, was einen Vorteil für diese Methode zur Induktion einer MI bereitstellt. Ein weiteres Verfahren für eine erfolgreiche Unterbindung zu prüfen, ist die Verwendung von Elektrokardiogramme, obwohl dies die Verwendung von teuerer Ausrüstung beinhaltet und möglicherweise nicht für alle Labors durchführbar sein.
Wie oben beschrieben, gibt es mehrere einfache und kostengünstige molekulare Techniken, um die Ligation nach der Ernte, das Herz zu bestätigen. Die beiden sind gezeigt Techniken über Evans-Blau-Färbung und Trichrom-Färbung. Evans Blue-Farbstoff wird direkt in den Bogen der ao injiziertrta, was darauf hinweist, wo es einen Mangel an Blutfluss ist. Dies ist eine schnelle und effiziente Methode eingesetzt unmittelbar nach dem Herzen Ernte zu testen, ob das Modell erfolgreich war und das Ausmaß der Koronarverschlusses zu messen. Für Trichromfärbung, muss das Herz geschnitten und dann zu Immunhistochemie unterzogen werden. Trichromfärbung kann angeben, post-ischämische fibrotische Bereiche oder Herzbereiche durch chronische Ischämie betroffen. Die Injektion von postoperativer Maus 2-24 h vor der Tötung mit 5-ethinyl-2'-desoxyuridin (EDU), ein Analogon für Thymidin, ist ein effektives Verfahren für Bereiche der DNA-Replikation und Zellproliferation nach Ischämie anzeigt, insbesondere in Studien Gefäßerneuerung 12.
Im allgemeinen umfassen die Einschränkungen der LAD Ligierung Studie die Häufigkeit von postoperativer Mortalität, hauptsächlich verursacht durch das Vorhandensein von Herzrhythmusstörungen, Blutungen und Pneumothorax. Eine wirksame Pleurapunktion, Witzhout zusätzliche Brust Einschnitte (in der aktuellen Methode beschrieben) und korrekte postoperative Pflege notwendig sind, um die Morbidität und Mortalität bei den Tieren zu vermeiden. Die sehr sorgfältige Überwachung der postoperativen Hypothermie ist ebenfalls kritisch. Die Verringerung der Anzahl von Hals und Brust Einschnitte (für Tracheotomie und Pleurapunktion), beschrieben in der aktuellen Methode wird die Überlebensrate zu verbessern. Die Vermeidung von injizierbaren präoperativen Anästhetika hierin beschrieben wird auch die postoperative Genesung der Tiere verbessern.
Um eine hohe Reproduzierbarkeit, die LAD-Ligation Modell zu erhalten erfordert strenge Ausbildung und Erfahrung. Der Bediener muss mehrere Wochen von Operationen auszuführen, um die Fähigkeit zu gewinnen reproduzierbar Infarkte an den gewünschten Stellen auf dem Herz zu machen. Ausbildung und Erfahrung sind zwei entscheidende Faktoren für eine erfolgreiche Überleben Chirurgie LAD-Ligation.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| High-Intensity Light Source | Harvard Apparatus | 72-0215 | |
| SurgiSuite Operating Platform | Kent Scientific Corporation | SurgiSuite | Uses a rechargeable, battery-operated far infrared warming pad. Charge overnight before surgery. |
| SurgiSuite LED Lighting Kit | Kent Scientific Corporation | SURGI-5003 | |
| Hot Bead Sterilizer | Fine Science Tools | 18000-45 | Preheating takes 15 - 20 min. Instruments take 20 s to sterilize. |
| Small Rodent Anesthesia System | VetEquip Inc. | 901810 | |
| Isofluorane | Piramal Enterprises | 66794-017-10 | |
| Buprenorphine | Rhode Island Hospital Pharmacy | NDC 12496-0757-1, 12496-0757-5 | |
| Surgical Loupes | Roboz | RS-6687 | |
| Small Rodent Ventilator | Harvard Apparatus | 73-0043 | |
| Lubricating Drops | Thermo Fisher Scientific | 19-898-350 | |
| Electric Razor | Kent Scientific Corporation | CL 9990-1201 | |
| Hair Removal Cream | Nair | ||
| Medical Tape | Thermo Fisher Scientific | 18-999-380 | |
| Betadine | Thermo Fisher Scientific | 19-027136 | |
| 70% Isopropanol Wipes | Thermo Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Surgical Drapes | Braintree | SP-TS | |
| Surgical Gloves | Thermo Fisher Scientific | 18999102D | |
| 5-0 Polypropylene Sutures | Ethicon | 8630G | |
| 8-0 Nylon Sutures | Fine Science Tools | 12051-08 | |
| Platinum-Cured Tubing | Harvard Apparatus | 72-1042 | 0.3 mm inside diameter x 0.6 mm outside diameter |
| 0.9% Saline | Thermo Fisher Scientific | 19-310-207 | |
| 4-0 Polypropylene Sutures | Ethicon | 8631G | |
| 1 CC Syringe with 25-Gauge Needle | Thermo Fisher Scientific | 14-826-100 | |
| Scissors | Kent Scientific Corporation | INSS600225 | |
| Forceps | Kent Scientific Corporation | INS700100 | |
| Cotton Swabs | Thermo Fisher Scientific | 23-400-118 | |
| IV Catheter, 20-Gauge | Thermo Fisher Scientific | NC9892181 | |
| Retractor | Kent Scientific Corporation | INS 750369 | |
| Forceps | Fine Science Tools | 11003-12 | |
| Dissecting Forceps, Straight | Kent Scientific Corporation | INS 700101 | |
| Dissecting Forceps, Curved | Kent Scientific Corporation | INS 700103 | |
| Hemostatic Forceps, Straight | Kent Scientific Corporation | INS 750451 | |
| Hemostatic Forceps, Curved | Kent Scientific Corporation | INS 750452 | |
| Tissue Forceps | Kent Scientific Corporation | INS 700131 | |
| Needle Holder | Kent Scientific Corporation | INS 600109 | |
| Scissors | Kent Scientific Corporation | INS 600225 |
References
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