Summary
Aquí se informa un método para el aislamiento de las poblaciones de células progenitoras de adipocitos (APC) de tejido adiposo perivascular (PVAT) utilizando clasificación de células activadas magnéticamente (MCS). Este método permite un mayor aislamiento de APC por gramo de tejido adiposo cuando se compara con la Clasificación de Células Activadas por Fluorescencia (FACS).
Abstract
La expansión del tejido adiposo perivascular (PVAT), un regulador principal de la función vascular a través de la señalización paracrina, está directamente relacionada con el desarrollo de la hipertensión durante la obesidad. El grado de hipertrofia e hiperplasia depende de la localización del depósito, el sexo y el tipo de fenotipos de la célula progenitora de los adipocitos (APC) presentes. Las técnicas utilizadas para el aislamiento de APC y preadipocitos en los últimos 10 años han mejorado drásticamente la precisión con la que se pueden identificar células individuales basadas en marcadores de superficie celular específicos. Sin embargo, el aislamiento de APC y adipocitos puede ser un desafío debido a la fragilidad de la célula, especialmente si la célula intacta debe ser retenida para aplicaciones de cultivo celular.
Clasificación de células activadas magnéticamente ( MCS) proporciona un método para aislar mayor número de APC viables por unidad de peso de tejido adiposo. APC cosechado por MCS se puede utilizar para protocolos in vitro para expandir preaDipocitos y los diferencian en adipocitos mediante el uso de cócteles de factores de crecimiento que permiten el análisis del potencial prolífico y adipogénico retenido por las células. Este experimento se centró en los depósitos aórticos y mesentéricos PVAT, que desempeñan un papel clave en el desarrollo de enfermedades cardiovasculares durante la expansión. Estos protocolos describen métodos para aislar, expandir y diferenciar una población definida de APC. Este protocolo MCS permite que el aislamiento se utilice en cualquier experimento donde la clasificación de células es necesaria con un mínimo de equipo o entrenamiento. Estas técnicas pueden ayudar a experimentos adicionales para determinar la funcionalidad de poblaciones celulares específicas basadas en la presencia de marcadores de superficie celular.
Introduction
El tejido adiposo perivascular (PVAT), debido a su proximidad a los vasos sanguíneos, es un componente principal de señalización parácrina en la función vascular 1 . La expansión de este tejido adiposo depende del fenotipo de las células progenitoras de adipocitos (APC) presente 2 , 3 . El aislamiento de las células de los tejidos adiposos es difícil ya que los adipocitos primarios son frágiles, flotantes y de tamaño. Ciertas técnicas de aislamiento también pueden alterar el fenotipo celular y la morfología mediante el aumento de la síntesis de proteínas inflamatorias y la reducción de la expresión génica adipogénica 4 , haciendo hincapié en la importancia de un protocolo que mantiene la integridad de las células.
El cultivo de células primarias y subpoblaciones de preadipocitos específicos da un enfoque reduccionista al crecimiento in vivo y mantiene el equivalente genético celular 5 , aunque el trabajo tiMe con estas células se limita debido al deterioro con el envejecimiento, o la senescencia [ 6] . Los preadipocitos de varios depósitos adiposos, incluyendo los depósitos subcutáneos y omentales, también demuestran diferencias en la proliferación 7 , lo que enfatiza la importancia de recoger células de sitios anatómicos específicos. Las células precursoras de depósitos adiposos blancos no PVAT se han caracterizado en estudios previos 7 , 8 , 9 , pero se conoce menos sobre los fenotipos APAT de PVAT.
Las técnicas descritas aquí permiten el análisis de poblaciones de APC específicas y definidas con un impacto mínimo en su morfología, viabilidad y potencial de proliferación y diferenciación. Clasificación de células activadas magnéticamente (MCS) es susceptible a aplicaciones de aguas abajo, tales como cultivo, ya que las perlas se disuelven sin alterar la célula. MCS también es económico, y una vez que el anticuerpo conCentraciones han sido estandarizadas, la necesidad de análisis de citometría de flujo es mínima. Los estudios in vitro con precursores de PVAT también pueden dar una idea del potencial que estas células primarias pueden tener.
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Protocol
Todos los procedimientos descritos en este documento siguen las directrices establecidas por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Estatal de Michigan. Todos los amortiguadores y medias deben protegerse de la luz.
1. Preparación de amortiguadores, medios e instrumentos
- Preparar solución de Krebs Ringer bicarbonato-tampón (KRBB): cloruro de sodio 135 mM, cloruro de potasio 5 mM, sulfato de magnesio 1 mM, fosfato de potasio dibásico 0,4 mM, glucosa 5,5 mM, antibiótico / antimicótico al 1% (10.000 unidades / ml de penicilina, 10.000 μg / Ml de estreptomicina, 25 mu g / ml de anfotericina B) y HEPES 10 mM (pH = 7,4). Esta solución es estable durante 3 semanas cuando se mantiene estéril ya 4 ° C.
- Preparar la solución de colagenasa tipo 1: 1 mg / ml en KRBB con 4% de albúmina de suero bovino (BSA). Esta solución debe mantenerse a 37 ° C y es estable durante 4 h.
- Preparar solución tampón de lisis de eritrocitos Solución: cloruro de amonio 154 mM, bicarbonato de potasio 10 mM, Y EDTA 0,1 mM. Mantener a 4 ° C hasta un mes.
- Preparar el tampón de bloqueo MCS: base de medio DMEM / F12, suero bovino fetal al 10% (FBS), suero de burro normal al 5%, 40 μL / mL F (ab) Fragmento Burro IgG anti-rata. Mantener a 4 ° C hasta un mes.
- Preparar solución tampón MCS: solución salina tamponada con fosfato (PBS, pH = 7,5), BSA al 0,5% y EDTA 2 mM. Mantener a 4 ° C hasta un mes. Disolver la solución de gas calentando a 37 ° C en un recipiente de vidrio y luego aplicar un vacío durante 15 s. Dejar sellado sellado sin usar.
- Preparación de los medios basales de la fracción vascular estromal (SVF): Medio de Eagles modificado por Dulbecco (DMEM): F12, 15% de suero de ternera fetal (FCS), 1% de antibiótico / antimicótico (10.000 unidades / mL de penicilina, 10.000 μg / mL de estreptomicina, 25 μg / Ml de anfotericina B), bicarbonato de sodio 44,05 mM, ácido ascórbico 100 mu M, biotina 33 mu M, pantotenato 17 mu M, L - glutamina 2 mM y HEPES 20 mM. Manténgase estéril ya 4 ° C durante un máximo de 2 semanas.
- Preparar APC &(10 ng / ml), factor de crecimiento derivado de plaquetas BB (10 ng / ml) y factor básico de crecimiento de fibroblastos (factor de crecimiento epidérmico 10 ng / ml) 5 ng / ml). Manténgase estéril ya 4 ° C durante un máximo de 2 semanas.
- Preparar los medios de inducción de APC: Medios APC con 10% de FBS, 2,5 μg / ml de insulina, 2 mM-isobutil-1-metilaxantina 0,5 mM (IBMX), 1 μM de dexametasona y 200 μM de T3 (triyodotironina hormona tiroidea). Manténgase estéril ya 4 ° C durante un máximo de 2 semanas.
2. Aislamiento de los progenitores de los adipocitos
- Anestesiar la rata según las pautas institucionales. Coloque la rata en decúbito dorsal. Confirme la profundidad de la anestesia a través de un pinchazo y la pérdida de la respuesta refleja a este estímulo doloroso.
NOTA: Este protocolo utiliza ratas Sprague Dawley de 10 semanas de edad y 70 mg / kg de pentobarbital administrado mediante una inyección intraperitoneal. - Hacer una incisión vertical mediana wCon las tijeras a lo largo del esternón en la zona torácica y al área perineal. Acceder a la cavidad abdominal y exponer la arteria mesentérica superior, los pequeños vasos mesentéricos de resistencia (mPVAT) y la aorta torácica (aPVAT).
- Separar todas las conexiones con el mesenterio y la aorta y retirar los vasos de los animales. Aislar PVAT utilizando un microscopio de disección y placa de Petri llena de KRBB para ver los vasos y aislar PVAT.
- En este experimento, recoger gonadales (GON) adiposo para representar un depósito adiposo no-PVAT. Colocar almohadillas de grasa aisladas en hielo en KRBB con HEPES 10 mM (pH = 7,4).
- En una campana de bioseguridad, transfiera alrededor de 50 mg de tejido a un tubo de 1,7 ml con 1 ml de solución de colagenasa tipo I y picar con tijeras de tejido (trozos de 1 a 3 mm).
- Digerir las muestras incubando a 37 ° C en una incubadora de asador (o incubadora con un agitador orbital) durante 1 h. En una campana de bioseguridad, filtrar secuencialmente el material digerido a través de 100 y 40 Μm en un tubo de 50 ml. Centrifugar el filtrado resultante a 4 ° C durante 10 min a 300 × g.
NOTA: Todos los pasos en el protocolo desde aquí hacia adelante deben realizarse en una campana de bioseguridad para mantener las células estériles. - Se vierte el sobrenadante y se resuspenden los sedimentos que contienen las células SVF en 1 ml de solución tampón de lisis de eritrocitos 1X y se transfieren a un tubo de microcentrífuga de 1,7 ml. Incubar las células durante 5 min a RT protegidas de la luz y centrifugar a 4 ° C durante 5 min a 300 x g.
- Se vierte el sobrenadante y se resuspende el sedimento celular restante en SVF Basal Media. Recoger una sub-muestra de 20 μL para contar las células vivas con Trypan Blue Solution.
NOTA: El número de células SVF que se pueden aislar variará según el sitio. El número medio de SVF cosechado por mg de tejido es: aPVAT = 5,0 ± 2,0x103, mPVAT = 1,04 ± 0,62x104, GON = 2,4 ± 1,2x105.
3. Clasificación de células activadas magnéticamente
_content "> NOTA: Aislar APC de SVF basado en marcadores de superficie celular CD34 y PDGFRα realizando todos los pasos a 4 ° C.- Girar las células durante 5 min a 300 x g. Se vierte el sobrenadante y se resuspende el sedimento celular en tampón de bloqueo MCS a 1 x 106 células / ml e incuba durante 20 minutos.
NOTA: Las suspensiones celulares de 1 x 10 6 - 2 x 10 8 células / ml pueden separarse eficazmente. - Incubar las células con 5 μL de ratón anti-CD34 conjugado con FITC (1 μg / 1 x 10 6 células) durante 30 minutos a 4 ° C. Girar las células durante 5 min a 300 xg y 4 ° C.
- Incubar con 4 μl de microbolas anti-FITC y 96 μL de tampón MCS (volumen total de 100 μl) durante 5 minutos a 4 ° C en la oscuridad para separar las células CD34 + y CD34.
- Coloque el separador magnético en el soporte y coloque la columna MultiSort (MS), con las alas de la columna en la parte delantera, en el separador. Coloque un 5 mLDebajo de la columna MS en el soporte superior del tubo.
- Prepare la columna de MS enjuagando con solución de tampón MCS. Aplicar 500 μl de tampón MCS en la parte superior de la columna y dejar que pase el buffer. Deseche el efluente y cambie el tubo de recogida.
- Cargar la suspensión de células marcadas con anticuerpos en la columna MS preparada. Recoja el flujo que contiene las células no etiquetadas.
- Lavar la columna MS con 500 μl de tampón de MCS desgasificado 3x. Recoja las células no marcadas que pasan a través y se combinan con el flujo a través del paso anterior.
- Retire la columna MS del separador magnético y colóquela en un nuevo tubo de recogida. Pipetee 1 mL de tampón MCS en la columna MS. Inmediatamente vaciar la fracción con las células marcadas magnéticamente firmemente, pero lentamente, aplicando el émbolo suministrado con la columna para no permitir el exceso de gas en la columna.
NOTA: El número de células aisladas variará según el sitio. El número medio de células CD34 + APC aisladas de la población SVF porMg de tejido son: aPVAT = 2,6 pm 0,43x10 ^ { 2} , mPVAT = 9,6 pm 1,4x10 ^ { 2} , GON = 1,3 pm 0,22x10 ^ { 3} . - Girar las células durante 5 min a 300 × gy 4 ° C. Incubar la fracción CD34 + recogida en 10 μl de una solución 1: 200/1 x 10 6 células de conejo anti-PDGFRα durante 30 minutos a 4 ° C.
- Centrifugar las células de nuevo durante 5 min a 300 xg y 4 ° C. Incubar células marcadas con 4 μ l de anti-conejo IgG microbolas y 96 μ l de tampón MCS, repitiendo los pasos 3.3 a 3.7 para aislar.
NOTA: El número de células aisladas variará según el sitio. El número promedio de PDGFRα + APC aislado de la población de CD34 + por mg de tejido es: aPVAT = 2,4 ± 0,64, mPVAT = 8,4 ± 2,4, GON = 10,4 ± 1,9, que es 0,5 - 10% de la población previamente aislada.
- Centrifugar las células de nuevo durante 5 min a 300 xg y 4 ° C. Incubar células marcadas con 4 μ l de anti-conejo IgG microbolas y 96 μ l de tampón MCS, repitiendo los pasos 3.3 a 3.7 para aislar.
4. Cultivo celular y inducción de la adipogénesis
- Cultura la SVFY APC en placas de cultivo de tejidos de 6 pocillos en medios basales con reemplazo cada 2 días. Después de 3 pasos en serie, se plaquean en placas de cultivo de tejidos negros de 96 pocillos a 1x10 ^ { 2} células / pocillo para ensayos de proliferación, que se evalúan a las 8, 24, 48 y 96 h ya 50.000 células / pocillo en placas de 24 pocillos o 10.000 células / pocillo en placas de cultivo de tejidos de 48 pocillos para ensayos de adipogénesis, que son cualitativos y cuantitativos.
- Suplemento de los medios basales APC durante 48 horas post-confluencia y antes de la inducción con la proteína 4 morfogénica del hueso (3,3 nmol / L) como se indica 10 para la diferenciación. Inducir las células después de 48 h de 100% de confluencia (día 0) utilizando los medios de inducción de APC para incubar las células.
- Después de 48 h, cambiar el medio para mantener las células en medios de inducción de APC sin IBMX y dexametasona, durante 14 días con cambios en los medios cada 48 h.
- Aislamiento MCS validado por FACS.
- Tomar una sub-muestra de 50 μl (50.000 células) de separación magnéticaY lavar con solución de FACS.
- Centrifugar las células y resuspender en 100 μ l de una solución 1: 1.000 de burro anti-conejo IgG Dylight 405 para etiquetar el PDGFRα + células. Incubar durante 30 minutos protegido de la luz ya 4 ° C.
- Lavar las células y resuspender en 200 μl de solución de formaldehído al 2% hasta el momento del análisis utilizando filtros de 488 nm (FITC) y 405 nm (Dylight 405) en un citómetro de flujo.
NOTA: La acumulación de lípidos por células cultivadas se evalúa cuantitativamente usando un ensayo de fluorescencia de adipogénesis lipófila en un lector de microplacas que mide la fluorescencia y usando preadipocitos como calibradores para la acumulación de lípidos. La acumulación de lípidos también se mide cualitativamente mediante la tinción de colorantes de lípidos y la formación de imágenes realizadas en un microscopio invertido equipado con una cámara, haciendo que el porcentaje de células totales que contienen o no contienen lípidos observables. Cualquier lector de placas que sea capaz de medir la fluorescencia con excitación a 485 nm y emisión a 572Nm es adecuado para el análisis, así como cualquier microscopio con una cámara capaz de capturar imágenes digitales.
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Representative Results
La capacidad proliferativa de los preadipocitos y el potencial adipogénico de los precursores de adipocitos son características que se mantienen in vitro 11 . Se evaluó la proliferación in vitro de SVF y APC aisladas a partir de aPVAT, mPVAT y GON de ratas macho a las 8, 24, 48 y 96 h después de la galjanoplastia usando un ensayo de ADN cuantitativo. No se observaron diferencias de sitio en la tasa de expansión de SVF en ningún momento, excepto para la APC de aPVAT, que tenía menos proliferación de 96 h en comparación con las células SVF del mismo sitio ( Figura 1 ).
La APC confluente estimulada con la Proteína Morfogénica Ósea 4 (BMP4) durante 48 h antes de la inducción estándar 12 mostró diferenciación. Esto fue evidente por una mayor acumulación de lípidos en gotitas como evaluado tanto por el ensayo de captación de lípidos fluorescentes ( Figura 2A ) y Tinción con tinción de aceite rojo O ( Figura 2 B ).
Al comparar el rendimiento de APC, MCS aislamiento producido un mayor número de células listas para la cultura en comparación con FACS. ( Figura 3 ) Es importante destacar que la distribución y viabilidad de las poblaciones de APC (CD34 + y PDGFRα + ) fue similar entre MCS y FACS. La viabilidad celular determinada por la tinción con azul de tripán para el recuento del aislamiento posterior fue similar para ambos procedimientos de aislamiento (FACS = 71,57% ± 11,09, MCS = 79,25% ± 7,47). Estos datos demuestran que el aislamiento MCS de APC produce un mayor número de APC viable en comparación con MCS.
Figura 1 : Proliferación in vitro de anunciosIpocyte Progenitor Cells (APC) está afectado por la ubicación anatómica. Se aislaron la fracción vascular estromal (SVF) y APC del tejido adiposo perivascular aórtico y mesentérico (aPVAT y mPVAT, respectivamente) y adiposo gonadal de ratas macho de 10 semanas de edad. La proliferación de células se midió mediante un ensayo de cuantificación de ADN a los 8, 24, 48 y 96 h puntos de tiempo después de la siembra. Los datos se expresan como aumento de pliegue durante 8 h de referencia ± SEM (N = 4). La significación se indica por * (P <0.05). Figura modificada de Contreras et al . 2016 13 . Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Las células progenitoras de los adipocitos (APC) no muestran variación en la diferenciaEntre las depósitos pero mayor acumulación de lípidos en comparación con la fracción vascular estromal (SVF). Las células se indujeron después de 48 h de confluencia y exposición a BMP4 seguido de 48 h de exposición a dexametasona y 3-isobutil-1-metilxantina y luego se mantuvieron en medios de mantenimiento 14 días con cambios de medios cada 48 h. ( A ) Ensayo de captación lipídica de APC diferenciada con datos expresados como proporción de preadipocitos no diferenciados: adipocitos diferenciados (preadipocitos: adipocitos) en unidades de fluorescencia relativa (RFU) ± SEM (N = 4). ( B ) tinción de O (ORO) de aceite de APC y SVF con datos expresados como porcentaje de células con lípido (ORO Captura) ± SEM (N = 4). La significación se indica por * (P <0.05). Figura modificada de Contreras et al. 2016 13 . Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Se mejora el rendimiento de aislamiento de células progenitoras de adipocito viables (APC) mediante clasificación celular activada magnéticamente (MCS). Expresión de marcadores de superficie de CD34 + ( A ) y PDGFRα + ( B ) en SVF aislados de tejidos adivasos perivasculares (aórtico = aPVAT, mesentérico = mPVAT) utilizando MCS y FACS. Los datos se expresan como el número medio de células aisladas de 50 mg de tejido ± SEM (N = 4). La significación se indica por * (P <0.05). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
El foco central del presente experimento es el aislamiento, la expansión y la inducción adipogénica de APC a partir de depósitos de PVAT. Aquí presentamos un protocolo para el aislamiento de APC basado en la identificación de células que expresan los marcadores de superficie CD34 y PDGFRα. Estas proteínas de superficie se identificaron previamente en APC con altas tasas de proliferación y el potencial para diferenciarse en adipocitos blancos o marrones en varios depósitos adiposos 14 , 15 . Al seleccionar las células basadas en estos marcadores específicos, hemos sido capaces de aislar poblaciones APC similares de múltiples depósitos adiposos que coinciden con el fenotipo adipocito que se observa en el PVAT seleccionado [ 13] . En nuestros experimentos mejoramos la diferenciación de APC mediante la suplementación del factor de crecimiento BMP4. Anteriormente, Macotela y sus colegas demostraron que las poblaciones específicas de APC de depósitos adiposos viscerales tenían menos actividad de BMP que las deDepósitos subcutáneos cuando se diferencian a menos que los medios de cultivo se complementa con los factores de crecimiento adipogénico BMP2 o BMP4 [ 12 , 16 , 17 , 18] .
Dado que el aislamiento de células individuales del tejido adiposo es difícil debido a la fragilidad de las células, el uso de MCS proporciona un método eficiente para el aislamiento celular a un costo menor de consumibles, equipos y recursos de capacitación. Es importante señalar que el rendimiento de APC puede verse afectado por la edad o el tamaño del animal y por los cambios en la temperatura de los medios y el fracaso para mantener un ambiente de aislamiento estéril. Cultivo de células en normoxia es también importante para la proliferación y diferenciación [ 19] , por lo tanto el mantenimiento de las condiciones de aire de incubación es parte integrante de la práctica de cultivo. Las velocidades de centrifugación se pueden incrementar hasta 800 xg si no se forman pastillas de células suficientes durante tEl proceso de aislamiento. También puede ser necesario comprobar la caducidad de los anticuerpos, ya que el fluorocromo de FITC conjugado puede degradarse con el tiempo. Los lotes cambiantes de la colagenasa tipo I también pueden requerir alteraciones en los procedimientos de digestión, ya que los lotes pueden variar en potencia. Si se utiliza una especie diferente de la rata, también puede ser necesario un suero específico e IgG en el tampón de bloqueo si la especie huésped de los anticuerpos es diferente de los utilizados aquí.
Entre las ventajas de MCS sobre FACS es que es más factible económicamente que FACS ya que los kits son baratos y pueden ser comprados fácilmente. Esto también evita la adquisición, el mantenimiento y el entrenamiento de uso de un citómetro de flujo. El uso de MCS también permite la unión específica sin el ajuste de las puertas para la selección y la implicación de fluorescencia de fondo.
Una limitación a este estudio es que se basó en dos marcadores de superficie de preadipocitos. Otros marcadores de superficie de preadipocitos de compromiso y difEración, como Zfp423, Sca1, y CD24, se han identificado [ 20 , 21] . Estos marcadores pueden identificar con precisión las células progenitoras adipocíticas comprometidas de fenotipos específicos; Sin embargo, los marcadores de superficie utilizados aquí se seleccionaron ya que las células que expresan estos marcadores tienen la capacidad de inducir tanto a los fenotipos marrón y blanco [ 20 , 21] . Otra limitación de este estudio fue el uso selectivo de factores de crecimiento en el cultivo de APC. Otros cócteles de factor de crecimiento han sido eficaces en la inducción de la adipogénesis [ 22] . El cultivo celular en este estudio también estaba limitado por el hecho de que toda la cultura se realizó en placas de cultivo bidimensionales. Aunque esta es la norma de cultivo, las células in vivo no proliferan de esta manera. El cultivo en entornos tridimensionales puede permitir una hipertrofia e hiperplasia adicionales, ya que reproduce la forma natural de la adiposaEstructura 23 .
Debido a la practicidad y eficiencia del uso de MCS, este protocolo es ideal para el aislamiento de APC, así como otros tipos de células en PVAT. Este procedimiento también proporciona una manera más eficaz de inducir la diferenciación en los cultivos de preadipocitos. El costo mínimo, el equipo y el entrenamiento requerido permiten que este método sea usado en cualquier laboratorio que desee aislar células basadas en marcadores de superficie específicos. Las aplicaciones futuras pueden permitir el aislamiento de otras poblaciones celulares o el uso de marcadores celulares más específicos. El uso de cócteles de factor de crecimiento en el compromiso celular puede ser útil en la activación de células madre
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los Laboratorios Contreras y Watts y el Dr. William Raphael. Estos experimentos fueron apoyados por NHLBI F31 HL128035-01 (estandardización del protocolo de digestión del tejido), NHLBI 5R01HL117847-02 y 2P01HL070687-11A1 (animales), y NHLBI 5R01HL117847-02 (aislamiento celular y cultivo).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tissue Dissection | |||
| Dissecting Dishes | Handmade with Silicone | ||
| Culture Petri Dish | Pyrex | 7740 Glass | |
| Silicone Elastomer | Dow Corning | Sylgard 170 | Kit |
| Braided Silk Suture | Harvard Apparatus | 51-7615 | SP104 |
| Stereomicroscope MZ6 | Leica | 10447254 | |
| Stereomaster Microscope Fiber-Optic Light Source | Fisher Scientific | 12562-36 | |
| Vannas Scissors | George Tiemann & Co | 160-150 | |
| Splinter Forceps | George Tiemann & Co | 160-55 | |
| Tissue Scissors | George Tiemann & Co | 105-400 | |
| KRBB Solution | |||
| Sodium Chloride | Sigma-Aldrich | 7647-14-5 | |
| Potassium Chloride | Sigma-Aldrich | 7447-40-7 | |
| Magnesium Sulfate | Sigma-Aldrich | 7487-88-9 | |
| Potassium Phosphate Dibasic | Sigma-Aldrich | 7758-114 | |
| Glucose | Sigma-Aldrich | 50-99-7 | |
| Antibiotic/Antimicotic | Corning | 30-004-CI | |
| HEPES | Corning | 25-060-CI | |
| Tissue Digestion | |||
| Collagenase Type 1 | Worthington Biochemical | LS004196 | |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Fisher Scientific | 9048-46-8 | |
| Red Blood Cell Lysis Buffer | BioLegend | 420301 | 1X Working Solution |
| Water Bath | Thermo-Fisher Scientific | 2876 | Reciprocal Shaking Bath |
| Biosafety Cabinet | Thermo-Fisher Scientific | 1385 | |
| Rotisserie Incubator | Daigger | EF4894C | |
| 100 µm Cell Strainer | Thermo-Fisher Scientific | 22-363-549 | Yellow |
| 40 µm Cell Strainer | Thermo-Fisher Scientific | 22-363-547 | Blue |
| Hemocytometer | Cole-Parmer | UX-79001-00 | |
| Trypan Blue | Sigma-Aldrich | 93595 | |
| Cell Isolation | |||
| OctoMACS Kit | Miltenyi Biotech | 130-042-108 | |
| (DMEM):F12 Medium | Corning | 90-090 | Medium Base |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Corning | 35016CV | USA Origins |
| Normal Donkey Serum | AbCam | AB7475 | |
| Anti-CD34 | Santa Cruz | SC-7324 | FITC-conjugated |
| Anti-PDGFRα | Thermo-Fisher Scientific | PA5-17623 | |
| Donkey Anti-Rabbit IgG | Jackson ImmunoResearch | 712-007-003 | |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS) 10X | Corning | 46-013-CM | 1X Working Solution |
| EDTA | Fisher Scientific | 15575020 | |
| Cell Culture | |||
| CO2 Cell Incubator | Thermo-Fisher Scientific | 51030285 | Heracell 160i |
| 6-Well Plates | Corning | 3516 | TC-Treated |
| 48-Well Plates | Corning | 3548 | TC-Treated |
| 96-Well Plates, Black Wall | Corning | 353376 | TC-Treated |
| Sodium Bicarbonate | Sigma-Aldrich | 144-55-8 | TC-Treated |
| Fetal Calf Serum (FCS) | Corning | 35011CV | USA Origins |
| Ascorbic Acid | Sigma-Aldrich | 50-81-7 | |
| Biotin | Sigma-Aldrich | 58-85-5 | |
| Pantothenate | Sigma-Aldrich | 137-08-6 | |
| L-Glutamine | Corning | 61-030 | |
| Bone Morphogenic Protein 4 (BMP4) | Prospec Bio | CYT-081 | |
| Epidermal Growth Factor (EGF) | PeproTech | 400-25 | |
| Leukemia Inhibitory Factor | PeproTech | 250-02 | |
| Platelet-derived Growth Factor BB | Prospec Bio | CYT-740 | |
| Basic Fibroblast Growth Factor (bFGF) | PeproTech | 450-33 | |
| Insulin | Corning | 25-800-CR | ITS Solution |
| IBMX | Sigma-Aldrich | 28822-58-4 | |
| Dexamethasone | Sigma-Aldrich | 50-02-2 | |
| T3 (Triiodothyronine) | Sigma-Aldrich | 6893-023 | |
| Cell Analysis | |||
| CyQUANT Proliferation Assay | Thermo-Fisher Scientific | C7026 | |
| AdipoRed Fluorescence Assay Reagent | Lonza | PT-7009 | |
| Oil Red O Lipid Dye Reagent | Sigma-Aldrich | O1391 | In Solution |
| M1000 Microplate Reader | Tecan | ||
| Eclipse Inverted Microscope | Nikon | ||
| Digital Sight DS-Qil Camera | Nikon |
References
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