Summary
Alimentação de fluido insetos têm a capacidade de adquirir quantidades de líquidos de superfícies porosas. Este protocolo descreve um método para determinar diretamente a capacidade para insetos de ingerir líquidos de superfícies porosas, usando soluções de alimentação com nanopartículas fluorescentes, magnéticas.
Abstract
Alimentação de fluido insetos ingerem uma variedade de líquidos que estão presentes no ambiente, como piscinas, filmes, ou confinado em pequenos poros. Estudos de aquisição líquida exigem avaliar relações de estrutura e função de mouthpart; no entanto, os mecanismos de absorção de fluido são inferidos historicamente observações da arquitetura estrutural, às vezes acompanhada com evidências experimentais. Aqui, nós relatamos um novo método para avaliar as capacidades de absorção de fluido com borboletas (Lepidoptera) e moscas (Diptera) usando pequenas quantidades de líquidos. Insetos são alimentados com uma solução de sacarose 20% misturada com nanopartículas fluorescentes, magnéticas, de papéis de filtro de tamanhos de poros específicos. A colheita (estrutura interna usada para armazenar líquidos) é removida do inseto e colocada em um microscópio confocal. Um ímã é acenou pela cultura para determinar a presença de nanopartículas, que indicam se os insetos são capazes de ingerir líquidos. Esta metodologia é utilizada para revelar um mecanismo de alimentação generalizado (ação capilar e formação de ponte líquida) que é potencialmente compartilhado entre Lepidoptera e Diptera ao se alimentar de superfícies porosas. Além disso, este método pode ser usado para estudos de mecanismos entre uma variedade de alimentação de fluido de insetos, incluindo os importantes na transmissão da doença e biomimética e potencialmente outros estudos que envolvem condutas de micro ou nano porte de alimentação onde transporte líquido requer verificação.
Introduction
Muitos grupos de insetos possuem peças bucais (proboscises) adaptado para alimentando-se de líquidos, como néctar, fruta, a apodrecer do sap fluxos (por exemplo, Diptera1, Lepidoptera2, Hymenoptera3), xilema (Hemiptera4), lágrimas (Lepidoptera 5) e sangue (Phthiraptera6, Siphonaptera7, Diptera7, Hemiptera8, Lepidoptera,9). A capacidade de insetos que se alimentam de fluidos é relevante para a saúde do ecossistema (ex . polinização10), doença transmissão4,11, biodiversification2,12e estudos de evolução convergente,13. Apesar da grande variedade de fontes de alimento, um tema entre alguns insetos de alimentação de fluido é a capacidade de adquirir pequenas quantidades de fluidos, o que poderiam ser confinados a gotículas de micro ou nano-porte, filmes líquidos ou superfícies porosas.
Dada a extensa diversidade de insetos de alimentação de fluido (mais de 20% de todas as espécies animais14,15) e sua capacidade de se alimentar de uma variedade de fontes de alimentos, compreendendo sua alimentação comportamentos e mecanismos de absorção de líquido é importante em muitos campos. Funcionalidade de insetos mouthpart, por exemplo, tem desempenhado um papel no desenvolvimento da tecnologia biomimetic, por exemplo, dispositivos microfluídicos que podem executar tarefas tais como a aquisição de pequenas quantidades de líquidos usando métodos semelhantes aos utilizados por insetos16. Um problema fundamental nos estudos dos mecanismos de absorção de fluidos, no entanto, é determinar não só como os insetos se alimentam de fluidos, mas evidências experimentais que suporta o mecanismo de aquisição. Usando apenas o comportamento (por exemplo, sondando com o narigudo12,17) como um indicador para a alimentação é insuficiente, porque isso não confirma a captação bem sucedida de fluidos, nem fornecer um meio para determinar a rota que fluidos de viagem como passam através do inseto. Além disso, realizando experiências com pequenas quantidades de líquidos melhores representa cenários alimentação naturais, onde os fluidos são uma limitação recurso2,12.
Raio-x da fase utilizou-se imagens de contraste da borboleta monarca (Danaus plexippus L.), para avaliar como as borboletas se alimentam de pequenas quantidades de líquidos de superfícies porosas12. Borboletas-monarca use ação capilar através de espaços entre as projeções de cuticular (dorsal legulae) junto a tromba para trazer fluidos confinados a pequenos poros no canal alimentar. Os fluidos de entrada formam um filme sobre a parede do canal alimentar que cresce e entra em colapso em uma ponte de líquido pelo planalto instabilidade12,18, que é então transportado para intestino a borboleta pela ação da bomba de sucção na cabeça. Embora a imagem de contraste de fase raio x é uma ferramenta ideal para a visualização fluxo do fluido dentro insetos12,19,20,21, a técnica não é prontamente disponível e um mais conveniente método é necessário para uma rápida avaliação de habilidade de um inseto de fluidos de captação e ingeri-los.
Para determinar se o mecanismo de alimentação para d. plexippus aplica-se para outros lepidópteros e também para moscas (Diptera) (ambos os grupos que se alimentam de líquidos de superfícies porosas), Lehnert et al 13 aplicou uma técnica para avaliar a habilidade de um inseto para se alimentar de pequenas quantidades de líquidos de superfícies porosas, que é relatada em detalhes aqui. Embora o protocolo descrito aqui é para estudos que usam humedecidos e superfícies porosas, a metodologia pode ser alterada por outros estudos, tais como aqueles abordando mecanismos de alimentação de piscina. Além disso, as aplicações se estende a outros campos, incluindo tecnologia microfluídica e Bioinspirada.
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Protocol
1. insetos espécies, preparação de soluções e instalação de estação de alimentação
Nota: borboletas da couve (Pieris rapae L., Pieridae) são selecionados como as espécies de Lepidoptera representante porque eles têm sido usados em estudos anteriores de capacidades de absorção de líquido e mouthpart morfologia22,23. Moscas domésticas (Musca domestica L., Muscidae) e moscas garrafa azul (Calliphora vomitoria L., Calliphoridae) são usadas porque são frequentemente observados alimentando-se de superfícies porosas13.
- Ordem p. rapae como larvas de um fornecedor de inseto e traseira-los na artificial da dieta (veja a Tabela de materiais) até eles empupar e emergem como adultos em uma câmara ambiental conjunto de 23 ° C e um fotoperíodo de 18 L: 6. Ordem M. domestica e c. vomitoria como pupas e traseiro-los às mesmas condições ambientais que p. rapae. Não alimente borboletas adultas e moscas após eles emergem as pupas antes das experiências de alimentação.
- Prepare uma solução de sacarose 20% (controle) e uma solução de nanopartículas de sacarose 20% para testar para a absorção de fluido. Preparar a solução de nanopartículas pela adição de nanopartículas magnéticas fluorescentes (óxido de ferro com revestimento ácido poliacrílico, aproximadamente 20 nm de diâmetro)24 para uma solução de sacarose 20% (1 mg/mL dH2O nanopartículas com 20% de sacarose solução 1:1). Preparar uma solução de 1x de salina tamponada fosfato (PBS) (10 x diluído a 1 x em dH2O, pH 7,4), que é usado para as dissecções.
- Configurar uma estação de alimentação que consiste de um manipulação manual com uma pinça e um estágio de alimentação separado (uma plataforma plana) (Figura 1). Coloque uma lâmina côncava na fase de alimentação e tem filtros de rede de nylon com diâmetros de tamanho de poro de 11, 20, 30, 41 ou 60 µm e membrana filtros com diâmetros de tamanho de poros de 1, 5, 8 ou 10 µm nas proximidades para os experimentos de alimentação.
2. protocolo de alimentação
- Envoltório do inseto corpos, pernas e asas em um papel de tecido dobrado. Posicione o inseto para que apenas a cabeça e peças bucais são expostos. Coloque as asas do inseto entre duas lâminas de microscópio, que são mantidos juntos pelo grampo no manipulador para que o inseto está suspenso acima do palco de alimentação (Figura 1).
- Administre uma gotícula de 30 µ l de solução de sacarose a 20% ou a solução de nanopartículas de sacarose 20% com uma micropipeta para o centro do slide côncavo. Coloque um único papel de filtro de um tamanho de poro específico para o slide côncavo para que o centro do filtro de papel está alinhado com a gota da solução de nanopartículas. O contato entre a gota e o papel de filtro resulta na solução se espalhando ao longo do papel de filtro, preenchendo os poros (Figura 1).
Nota: O papel de filtro é colocado no topo da gota, ao invés do contrário, para minimizar a presença potencial de nanopartículas em cima do papel de filtro, onde os insetos se alimentam. - Posicione o inseto com o manipulador para que apenas as regiões distais do aparelho bucal podem entrar em contato com o papel de filtro molhado na fase de alimentação (Figura 1). Usar um pino de insetos para aumentar o aparelho bucal para o papel de filtro e permitir que o inseto se alimentar por 45 s.
- Para minimizar a chance de insetos alimentando-se de filmes líquidos que podem estar presentes na superfície do filtro de papel, posicione o aparelho bucal para que eles estão em contato com uma parte do papel de filtro que está tocando a parte plana do slide (i. e. Não diretamente sobre a parte côncava da lâmina). Se o inseto não expressa um interesse na alimentação, o aparelho bucal pode ser realizado para o papel de filtro com o pino de insetos para a duração do tempo de alimentação.
3. as dissecções
- Coloque a solução de PBS em um vidro de relógio de 50mm, para que haja a solução suficiente para cobrir o corpo do inseto. Coloque o vidro de relógio sob um inseto estereoscópio e posição dissecando o equipamento (micro Primavera dissecando a tesoura, pinos de inseto, dissecando a pinça de ponta fina) ao lado o estereoscópio.
- Após a alimentação, retire o papel de tecido com o inseto e segure-o com as asas fechadas. Retire a cabeça, pernas e asas do inseto com a tesoura de dissecação micro primavera e colocar o inseto na solução de PBS no vidro de relógio (Figura 2).
- Se necessário, anestesia insetos antes de dissecações. Use a pinça para segurar o inseto por cutícula próximo a região distal do abdômen. Com a mão dominante, use o micro de primavera dissecando uma tesoura para cortar a cutícula em uma direção anterior ao longo do lado lateral do abdômen, começando pela extremidade posterior, até que seja atingido o tórax. Tome especial cuidado para garantir que apenas a cutícula é cortada e que o canal alimentar dentro o inseto não está danificada (Figura 2).
- Fazer cortes adicionais da cutícula com a dissecação tesoura para abrir o abdome para revelar o canal alimentar dentro (Figura 2). Remova a cutícula abdominal, gordura corporal e outras estruturas com a ajuda de pinos de inseto e realocá-los fora do vidro de relógio para posterior alienação, deixando apenas o tórax e o canal alimentar do vidro de relógio.
Nota: A dissecação revelará a colheita, que é uma estrutura do sac-like (uma extensão do canal alimentar) localizada perto da junção do tórax e abdômen. - Se a colheita não é exposta, faça incisões adicionais até o tórax com a tesoura até que a colheita seja revelada. Uma vez que a cultura é visível, corte as restantes partes do inseto deixando apenas o canal alimentar com a colheita do vidro de relógio (Figura 2).
Nota: A lavoura de lepidópteros é quase transparente e celofane-como na natureza, que pode ser difícil reconhecer se não for preenchido com fluidos e expandido ou se é cortado durante a dissecção. - Use dissecando pinças de ponta fina para colocar a cultura no sentido uma lamela (24 x 24 mm) para a imagem latente subsequente (Figura 2).
4. determinação de nanopartículas ingeridas
- Posição da cultura no sentido da lamela com o uso de Pinças dissecação a ponta fina cuidado para evitar a ruptura da cultura. Use o canal CY3 (ou contraste de fase) em um microscópio confocal invertido para imaging na ampliação de 20 X. Imagem da cultura imediatamente após a dissecação, para evitar sequem.
- Segure uma agitação magnética bar (41,3 mm de comprimento e 8 mm de diâmetro) da mão que não está no controle da fase operacional do microscópio.
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Representative Results
O estudo dos padrões nas capacidades de absorção de fluido entre insetos fluido-alimentação requer a determinação de quando a alimentação ocorre. O protocolo descrito aqui é usado para testar a hipótese de tamanho de poro limitante entre Lepidoptera e Diptera13. A hipótese de tamanho de poro limitante afirma que insetos alimentação de fluido não podem alimentar dos poros cheio de líquido, se o diâmetro do tamanho dos poros for menor que o diâmetro das canalizações alimentação12. Entrada líquidos da superfície porosa devem formar uma ponte de líquido estável, através do planalto instabilidade18, para superar a pressão capilar mantendo os líquidos nos poros e para fornecer uma superfície líquida para a bomba de sucção atuar na. Insetos com alimentação conduítes de tamanhos diferentes (Figura 3) são previstos para diferem no tamanho dos poros menor do que eles possam alimentar.
O tamanho dos poros limitante para cada espécie é calculado com base na capacidade para 50% dos indivíduos testados para se alimentar de um tamanho específico dos poros do papel de filtro13. Insetos alimentados com solução de sacarose a 20% (controle) não tinha nanopartículas em suas lavouras. Depois que os insetos foram dissecados para avaliar se as nanopartículas foram ingeridas, suas peças bucais foram fotografadas com um microscópio confocal para medir os conduítes nas regiões proximais e distais (Figura 3). Distais e proximais medições foram feitas porque pode servir como um indicador da posição crítica onde fluidos Insira o aparelho bucal, ou seja, uma estreita relação entre tamanhos de conduíte mouthpart e limitar o tamanho dos poros poderia fornecer indireta provas para estruturas mouthpart que facilitam a ação capilar. Os diâmetros do canal alimentar para proboscises de p. rapae foram medidos perto da região de ponta (medição distal) e 30% do comprimento do narigudo (região proximal). O diâmetro médio de cinco pseudotracheae foi usado como a medição distal e o diâmetro da abertura oral foi medido como a medição proximal para cada amostra de voar.
Este protocolo revelou uma estreita relação entre tamanhos de conduíte mouthpart distal e o menor tamanho de poro de que insetos podem alimentar (Figura 4). Provas indicaram essa absorção de fluido para as espécies frequentes primeiro ocorre na pseudotracheae (medição de mouthpart distal) ao invés de oral abertura (medição de mouthpart proximal) ao se alimentar de superfícies porosas (Figura 4). Curiosamente, a arquitetura estrutural da pseudotracheae é semelhante de lepidópteros bucais e consiste de estruturas cuticular que podem promover a absorção de fluido através da ação capilar, um exemplo de evolução convergente13. A estreita relação entre a limitação de tamanho de poros e tamanhos de conduíte mouthpart fornece a evidência que suporta a ação capilar como um componente importante para a absorção de fluido entre Lepidoptera e Diptera.
Figura 1: configuração Experimental e alimentando estação. (A), a instalação consiste em embrulhar o inseto em um papel de tecido (tp) e colocando as asas do inseto entre dois slides (sl), que são mantidos juntos por uma pinça (cl) conectada a um manipulador (ma) com botões ajustáveis (ak). Narigudo do inseto (pr) é reduzido a um estágio de alimentação (st), que tem um filtro de papel (fp) que é colocado uma gota (dr) da solução de nanopartículas que é administrada a um slide côncavo (cs). (B) esquema mostrando a colocação do papel de filtro para o slide côncavo e da gota. Solução (C) a gota das nanopartículas espalha-se através do papel de filtro através de ação capilar para criar uma superfície porosa de alimentação (setas). Imagem de microscópio fluorescente (D) de vista dorsal de isopore filtro apresentando poros (po) (10 µm) com solução de nanopartículas (ampliação de 20 X, canal de CY3). Não observou-se nenhum filme líquido na superfície. (E) microscópio Confocal z-pilha a imagem mostrando a solução de nanopartículas (ns) nos poros do filtro isopore (10 µm). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: deteção de dissecção e nanopartículas. (A) fórceps (fo) utilizado para fixar o inseto (M. domestica mostrado aqui, fl). (B) o inseto de asas, cabeça e pernas são removidas. Tesoura (C) (sc) é usada para cortar o lado lateral do abdômen. Reprodutiva (D) estruturas (ovos, por exemplo) e partes desnecessárias do canal alimentar são removidas com pinça adicional. (E) estruturas adicionais são removidas para isolar a colheita (cr). (F) isolada da cultura pronto para detectar a presença de nanopartículas. (G) a cultura é colocada uma lamínula (cs) e é movida para um microscópio confocal invertido. Uma barra de agitação magnética (ma) é acenou perto a colheita para causar o movimento de nanopartículas. (H) movimento de nanopartículas (esboçado em círculos vermelhos) na safra de c. vomitoria com microscopia de contraste de fase. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Lepidoperan e estruturas frequentes mouthpart. (A) imagem de tomografia computadorizada de ablação Laser mostrando o narigudo lepidópteros (pr), que é composto de dois galeae maxilares alongadas que se juntam, vinculando estruturas (legulae) que criam um canal alimentar (fc) para a absorção de fluido. O baixo-relevo (imagem de microscópio confocal) mostra a legulae dorsal (dl) próximo a região distal do probóscide. Os espaços entre a dorsal legulae fornecem ação capilar para trazer fluidos dentro do canal alimentar. (B) em forma de C cada Georgia tem uma traqueia (tr), nervos e musculatura intrínseca (im). (C) bucais frequentes consistem em um pódio (ro), haustellum e um labelo distal (lb) que tem pequenas canalizações, pseudotracheae (pt) (mostrado na imagem confocal em baixo-relevo), que irradia uma abertura central oral (PO).A imagem de tomografia computadorizada de ablação do laser também mostra o olho composto (ce) e o joanvalyy maxilar (mp). Canal (D), a comida, que se conecta com a abertura oral é parcialmente composto do labrum (la) e o labium (lm). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: relação entre peças bucais de insetos e poros tamanhos de que eles possam alimentar. O tamanho dos poros limitante está relacionado com o diâmetro (média ± SEM) dos conduítes mouthpart distal ao invés dos canais proximal comida. Musca domestica é mostrado abaixo c. vomitoria. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Funcionalidade de insetos mouthpart historicamente inferida a partir de estudos de morfologia bruta (EG., funcionalidade de lepidópteros narigudo relacionadas com uma bebida de palha25,26); no entanto, estudos recentes que incorporam a evidência experimental resultaram em uma mudança de paradigma em nossa compreensão das complexidades do insetos bucais e13 12,2,do relações estrutura-função , 22 , 27. apesar de modernas técnicas de imagem, tais como varredura, microscopia eletrônica23, microscopia confocal22, micro computadorizada (micro-CT)28e tomografia computadorizada de ablação do laser (Figura 3), fornecem oportunidades para estudos da morfologia detalhados, evidência para a funcionalidade deve ser acompanhada com a experimentação.
O método aqui descrito revela que a capilaridade pode ser um mecanismo essencial empregado por insetos quando alimentando de imersão superfícies porosas. Usando o comportamento alimentar (ex., sondagem12,17) sozinho seria não revelou, esta alimentação mecanismo, alguns indivíduos que sondaram as superfícies com suas peças bucais foram incapazes de se alimentar, particularmente aqueles fornecidos Papéis de filtro com poros de diâmetros de tamanho menores que o diâmetro das condutas mouthpart. Além disso, inspeção da safra para determinar se foi preenchido de fluido também seria insuficiente, como a quantidade de líquidos ingeridos nestas experiências eram demasiado pequenas para avaliação visual, ou seja, as culturas de alguns insetos apareceram deflacionadas, mas nanopartículas estiveram ainda presentes, indicando que os fluidos foram ingeridos.
A capacidade de lidar com pequenos insetos, manipular suas peças bucais com um pino de inseto e executar cuidado dissecações representam algumas das etapas críticas e limitações da metodologia descrita. Houve casos, por exemplo, onde as dissecções resultaram no corte da colheita, que o inseto processada inutilizável para o estudo porque o conteúdo da cultura (possivelmente contendo a solução de nanopartículas) misturado com a solução de PBS no vidro de relógio, tornando difícil verificar se a ingestão de nanopartículas. Além disso, a fluorescência de auto da cutícula do inseto pode interferir com usando microscopia fluorescente como os únicos meios de visualizar as nanopartículas; no entanto, imagem latente confocal com contraste de fase eliminou esta questão e fornecido outro meio para avaliação visual (Figura 2), que também destaca por usar nanopartículas magnéticas é ideal em oposição a apenas nanopartículas fluorescentes. Embora este protocolo fornece um meio para avaliar a capacidade para insetos de ingerir líquidos, uma das limitações é que ele não fornece um meio para visualizar as nanopartículas, enquanto eles estão sendo ingeridos; Portanto, eliminando a possibilidade de estudar a dinâmica de fluidos durante o processo de absorção.
A técnica descrita aqui fornece um método para avaliar a capacidade de insetos a ingerir pequenas quantidades de líquidos. Dada a enorme diversidade de insetos de alimentação de fluido, este protocolo poderia ser empregado em outros estudos de insetos com condutas de micro e nano-porte em suas peças bucais. Além disso, estudos futuros poderiam usar uma técnica semelhante para determinar o caminho que fluidos viajam através do canal alimentar, por exemplo, ignorando a colheita, como observado em alguns insetos sangue-alimentação, ou estudos que examinam os fluidos quanto tempo permanecem em particular estruturas, tais como o intestino ou intestino grosso, enquanto o tempo entre a imagem e alimentação, dissecações, são tidos em conta.
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Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho foi financiado pela National Science Foundation (NSF) conceder n. IOS 1354956. Agradecemos o Dr. Andrew D. Warren (McGuire centro de biodiversidade, Florida Museu de História Natural, Universidade da Flórida e Lepidoptera) permissão usar as imagens de borboleta.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 20% sucrose solution | Domino Sugar | Sugar needed to produce the sucrose solution with dH2O | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | P5493 | 10X concentration diluted to 1X in dH2O for insect dissections |
| Single depression concave slide | AmScope | BS-C6 | Slide is necessary for feeding stage setup |
| Filter paper | EMD Millipore | NY6004700 (60 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY4104700 (41 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY3004700 (30 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY2004700 (20 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY1104700 (11 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TCTP04700 (10 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TETP04700 (8 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TMTP04700 (5 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | RTTP04700 (1 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Iris microdissecting scissors | Carolina Biological Supply Company | 623555 | Scissors used for dissections |
| Insect pins (#1) | Bioquip Products | 1208B1 | Pins used during dissections and feeding trials |
| Extra-fine point dissecting forceps | Carolina Biological Supply Company | 624684 | Dissecting equipment |
| Leica M205 C Stereoscope | Leica Microsystems | M205 C | Stereoscope used for dissections |
| Inverted confocal microscope | Olympus | IX81 | Fluorescent microscope used to detect magnetic nanoparticles |
| Fisherbrand PTFE Disposable Stir Bar | Fisherscientific | S68067 | Magnet used to detect nanoparticles |
| Kimtech Science Kimwipes | Kimberly-Clark Professional | 34155 | Tissues used to secure insects during feeding trials |
| House fly (Musca domestica) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Blue bottle fly (Calliphora vomitoria) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Cabbage butterfly (Pieris rapae) larvae | Carolina Biological Supply Company | 144102 | insects for experiments |
| Finnpipette F1 | ThermoFisher Scientific | 4641080N | micropipette for dispensing liquids |
| Finntip 250 pipette tips | ThermoFisher Scientific | 9400250 | micropipette tips |
| Microscope Glass cover slides (=coverslips) (24 x 24 mm) | AmScope | CS-S24-100 | coverslips for viewing the insect's crop on confocal microscope |
References
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