Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Biology

Indtagelse af fluorescerende, magnetiske nanopartikler til bestemmelse af væske-uptake evner i insekter

doi: 10.3791/56619 Published: December 20, 2017

Summary

Væske-fodring insekter har mulighed for at erhverve minut mængder af væsker fra porøse overflader. Denne protokol beskriver en metode til at bestemme direkte mulighed for insekter at indtage væske fra porøse overflader ved hjælp af fodring løsninger med fluorescerende, magnetiske nanopartikler.

Abstract

Væske-fodring insekter indtager en bred vifte af væsker, som er til stede i miljøet som pools, film, eller begrænset til små porer. Undersøgelser af flydende erhvervelse kræver vurdering af mouthpart struktur og funktion relationer; dog er væske optagelse mekanismer historisk udledes fra observationer af strukturelle arkitektur, undertiden uledsagede med eksperimentelle bevismateriale. Her rapporterer vi en roman metode til vurdering af væske-uptake evner med sommerfugle (Lepidoptera) og fluer (Diptera) ved hjælp af små mængder af væsker. Insekter er fodret med en 20% rørsukkeropløsning blandet med fluorescerende, magnetiske nanopartikler fra papirfiltre af specifikke pore størrelser. Afgrøde (indre struktur, der bruges til opbevaring af væsker) er fjernet fra insektet og placeret på en Konfokal mikroskop. En magnet er vinkede af afgrøde til at bestemme tilstedeværelsen af nanopartikler, der angiver, hvis insekter er stand til at indtage væske. Denne metode bruges til at afsløre en udbredt fodring mekanisme (kapillaritet og flydende bro dannelse), der potentielt deles blandt Lepidoptera og Diptera, når fodring fra porøse overflader. Desuden, denne metode kan bruges til undersøgelser af fodring mekanismer blandt en bred vifte af væske-fodring insekter, herunder dem, der er vigtigt i smitteoverførsel og bioefterligning og potentielt andre undersøgelser, der involverer nano - eller mikro-størrelse ledningsanlæg hvor flydende transport kræver kontrol.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Mange insekt grupper har mouthparts (Snabel) tilpasset fodring på væsker, såsom nektar, rådnende frugt, sap strømme (f.eks. Diptera1, Lepidoptera2, Hymenoptera3), vedvævet (Hemiptera4), tårer (Lepidoptera 5), og blod (Phthiraptera6, Siphonaptera7, Diptera7, Hemiptera8, Lepidoptera9). Evnen af insekter til foder på væsker er relevante at økosystemers sundhed (fx bestøvning10), sygdom transmission4,11, biodiversification2,12, og undersøgelser konvergent evolution13. Trods den brede vifte af fødekilder er et tema blandt nogle væske-fodring insekter evnen til at få små mængder af væsker, som kunne være begrænset til mikro - eller nano-størrelse dråber, flydende film eller porøse overflader.

I betragtning af den omfattende mangfoldighed af væske-fodring insekter (mere end 20% af alle dyrearter14,15) og deres evne til at fodre på en række fødevarer kilder, forstå deres fodring adfærd og væske-uptake mekanismer er vigtigt inden for mange områder. Insekt mouthpart funktionalitet, for eksempel, har spillet en rolle i udviklingen af biomimetiske teknologi, fx, mikrofluid enheder, der kan udføre opgaver såsom erhvervelse af små mængder af væsker ved hjælp af metoder ligner dem ansat af insekter16. Et grundlæggende problem i undersøgelser af væske optagelse mekanismer, dog bestemmelse af ikke blot hvordan insekter lever af væsker, men erhverve eksperimentelle bevismateriale, der understøtter mekanismen. Udelukkende ved hjælp af adfærd (fx sondering med Snabel12,17) som en indikator for fodring er utilstrækkelig, fordi det ikke bekræfte den succesfulde optagelse af væsker, og heller ikke det giver et middel til at fastlægge, hvilken rute der væsker rejse som de passerer gennem insektet. Derudover repræsenterer udfører eksperimenter med små mængder af væsker bedre naturlig fodring scenarier hvor væsker er en begrænsende ressource2,12.

X-ray kontrast imaging blev brugt med Monarch butterfly (Danaus plexippus L.) til at vurdere hvordan sommerfugle lever af små mængder af væsker fra porøse overflader12fase. Monarch sommerfugle bruge kapillaritet via mellemrum mellem cuticular fremskrivninger (dorsal legulae) langs Snabel for at medbringe væsker begrænset til små porer i mad-kanalen. De indgående væsker danner en film på mad canal væggen, der vokser og kollapser i en flydende bro af Plateau ustabilitet12,18, som derefter transporteres til den sommerfugl gut af handling af sutter pumpen i hovedet. Selv om fase kontrast røntgenoptagelser er en optimal værktøj til at visualisere væskestrøm inde insekter12,19,20,21, teknikken er ikke let tilgængelige og en mere bekvem metoden er behov for hurtig vurdering af et insekt evne til optagelse væsker og indtage dem.

Til at bestemme, hvis fodring mekanismen for D. plexippus gælder andre Lepidoptera og også fluer (Diptera) (begge grupper feed på væsker fra porøse overflader), Lehnert et al. 13 anvendt en teknik til at vurdere et insekt evne at fodre med små mængder af væsker fra porøse overflader, som er rapporteret i detaljer her. Selv om den protokol, der er skitseret her til undersøgelser, der bruger chloroformvædet og porøse overflader, kan metoden, der ændres til andre undersøgelser, som dem adressering pool-fodring mekanismer. Derudover udvider applikationer til andre områder, herunder mikrofluidik og bioinspired teknologi.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. insektarter, forberedelse af løsninger og fodring Station Setup

Bemærk: kål sommerfugle (Pieris rapae L., Pieridae) er valgt som arter af repræsentant Lepidoptera, fordi de har været anvendt i tidligere undersøgelser af væske-uptake evner og mouthpart morfologi22,23. Stuefluer (Musca domestica L., Muscidae) og blå flaske fluer (Calliphora vomitoria L., Calliphoridae) er anvendt, fordi de er ofte observeret fodring på porøse overflader13.

  1. Bestil P. rapae som larver fra et insekt leverandør og bag dem på kunstige kost (Se Tabel af materialer) indtil de forpupper og fremstå som voksne i en miljømæssig kammer indstillet til 23 ° C og en 18 L: 6D lysperiode. Bestil M. domestica og C. vomitoria som pupper og bag dem i de samme miljøforhold som P. rapae. Må ikke fodre voksne sommerfugle og fluer når de dukker op fra pupper før fodring eksperimenter.
  2. Forbered en 20% rørsukkeropløsning (kontrol) og en 20% saccharose nanopartikel løsning til at teste for flydende udbredelse. Forbered nanopartikel løsning ved at tilføje fluorescerende magnetiske nanopartikler (jernoxid med en polyacrylic syre belægning, ca 20 nm i diameter)24 til en 20% rørsukkeropløsning (1 mg/mL dH2O nanopartikler med 20% saccharose løsning 1:1). Forberede en 1 x opløsning af fosfatbufferet saltopløsning (PBS) (10 x fortyndet til 1 x i dH2O, pH 7,4), som bruges til dissektioner.
  3. Oprette en fodring station, der består af en manuel manipulator med en klemme og en separat fodring fase (en flad platform) (figur 1). Placere en konkav dias på stadiet fodring og har nylon net filtre med pore størrelse diameter på 11, 20, 30, 41 eller 60 µm og membran filtre med porer størrelse diametre af 1, 5, 8 eller 10 µm i nærheden af fodring eksperimenter.

2. fodring protokol

  1. Wrap insekt organer, ben og vinger i et foldet filtrerpapir. Placer insekt, så kun hovedet og mouthparts udsættes. Placer vinger af insektet mellem to objektglas, som holdes sammen af klemmen på manipulatoren, således at insektet er suspenderet over de fodring fase (figur 1).
  2. Administrere en 30 µL dråbe af enten 20% rørsukkeropløsning eller nanopartikel 20% rørsukkeropløsning med en mikropipette til midten af den konkave dias. Placer en enkelt filter papir af et bestemt porestørrelse i konkave diaset, så midten af filtret er justeret med dråbe af nanopartikel løsning. Kontakt mellem slipværktøjet og filtrerpapir resulterer i opløsningen breder sig langs filtrerpapir, fylder porerne (figur 1).
    Bemærk: Filtret placeres oven på dråben, snarere end anden vej rundt, for at minimere de potentielle tilstedeværelse af nanopartikler oven på filtrerpapir, hvor insekter feed.
  3. Placer insekt med manipulatoren, så kun de distale regioner i mouthparts kan kontakte den fugtede filtrerpapir på stadiet fodring (figur 1). Brug et insekt pin til at udvide mouthparts på filtrerpapir og tillade insekter til foder til 45 s.
  4. For at minimere chancen for insekter fodring på flydende film, der kan være til stede på overfladen af filtrerpapir, placere mouthparts således at de er i kontakt med en del af den filtrerpapir, der rører den flade del af dias (dvs. ikke direkte ovenfor den konkave del af diaset). Hvis insekt ikke udtrykker interessere sig for fodring, kan mouthparts blive afholdt til filtrerpapir med insekt pinkoden for varigheden af den opfodring gang.

3. dissektioner

  1. Placer PBS løsning i et urglas og 50 mm, så der er nok opløsning til at dække insekt krop. Placer urglas under en Stereoskopet og holdning insekt dissekere udstyr (foråret micro dissekere saks, insekt pins, fin spids dissekere pincet) ved siden af Stereoskopet.
  2. Efter fodring, fjerne insekter fra tissue-papir og hold den med vinger lukket. Fjern hoved, ben og vinger af insektet med foråret mikro dissekere saks og placere insekt i PBS løsning i urglas (figur 2).
  3. Hvis det er nødvendigt, bedøver insekter før dissektioner. Bruge pincet til at holde insekt af neglebånd nær distale regionen af maven. Med den dominerende hånd, skal du bruge foråret mikro dissekere saks til at klippe neglebånd i en anterior retning langs den laterale side af maven, startende fra den bageste ende, indtil brystkassen er nået. Tag særlig omhu for at sikre, at kun kutikula er skåret og at fordøjelseskanalen inde insektet ikke er beskadiget (figur 2).
  4. Foretage yderligere nedskæringer af neglebånd med dissekere saksen til at åbne abdomen for at afsløre fordøjelseskanalen inde (figur 2). Fjerne abdominal neglebånd, fedt krop og andre strukturer med bistand fra insekt pins og flytte dem uden for urglas for efterfølgende bortskaffelse, forlader kun brystkasse og fordøjelseskanalen i urglas.
    Bemærk: Dissektion vil afsløre den afgrøde, der er en sæk-lignende struktur (en forlængelse af fordøjelseskanalen) i nærheden af tidspunkt af thorax og abdomen.
  5. Hvis afgrøden ikke er udsat, gør yderligere indsnit i brystkassen med saksen, indtil afgrøden er afsløret. Når afgrøden er synlige, skåret væk de resterende dele af insektet forlader kun fordøjelseskanalen med afgrøden i urglas (figur 2).
    Bemærk: Lepidoptera afgrøden er næsten gennemsigtige og cellofan-lignende karakter, som kan være svært at genkende hvis det ikke er fyldt med væske og udvidet eller hvis den er skåret under dissektion.
  6. Brug fine punkt dissekere pincet til at placere afgrøden på en coverslip (24 mm x 24 mm) for efterfølgende imaging (figur 2).

4. bestemmelse af indtagne nanopartikler

  1. Stilling afgrøde på coverslip med en fin spids dissekere pincet med omhu for at forhindre brud afgrøden. Brug den CY3 kanal (eller fasekontrast) en inverteret Konfokal mikroskop for billeddannelse ved 20 X forstørrelse. Image afgrøde umiddelbart efter dissektion at forhindre udtørring.
  2. Hold opsigt magnetiske bar (41,3 mm i længden og 8 mm i diameter) i den hånd, der ikke er i kontrol af den operationelle fase af mikroskopet.
Bølge magnetiske rør bar frem og tilbage i nærheden af afgrøde (ca 10 mm afstand fra afgrøde), således at hver frem og tilbage bevægelse tager omkring ét sekund (figur 2).
  • Mens den magnetiske rør bar er vinkede, inspicere afgrøde for nanopartikler. Langsomt flytte den operationelle fase og tilbage mens du kigger gennem mikroskop til nanopartikel bevægelse inde den næsten gennemsigtig afgrøde okulær linsen. Hvis nanopartikler er til stede i afgrøden, med angivelse af positiv fodring, de vil reagere og bølge i samklang med den magnetiske rør bar (figur 2).
  • Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Representative Results

    or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

    Undersøgelse af mønstre i væske-uptake evner blandt væske-fodring insekter kræver bestemmelse af når fodring opstår. Den protokol, der er skitseret her bruges til at teste den begrænsende pore størrelse hypotese blandt Lepidoptera og Diptera13. Den begrænsende pore størrelse hypotese hedder det, at væske-fodring insekter ikke kan foder fra væskefyldte porer hvis pore størrelse diameter er mindre end diameteren af den opfodring ledningsanlæg12. Indgående væsker fra den porøse overflade skal danne en stabil flydende bro, via Plateau ustabilitet18, til at overvinde den kapillære pres at holde væsker i porerne og give en væskes overflade for at sutte pumpe til at handle på. Insekter med fodring ledningsanlæg af forskellige størrelser (figur 3) forventes for at afvige i det mindste porestørrelse, hvorfra de kan brødføde.

    Begrænsende porestørrelse for hver art er beregnes baseret på evnen til 50% af de testede individer at fodre på en bestemt porestørrelse filtrerpapir13. Insekter fodret 20% rørsukkeropløsning (kontrol) havde ikke nanopartikler i deres afgrøder. Efter insekter var dissekeret for at vurdere, om nanopartikler blev indtaget, blev deres mouthparts afbildet med en Konfokal mikroskop til at måle ledningsanlæg i de distale og proksimale regioner (figur 3). Distale og proksimale målinger blev foretaget, fordi det kan tjene som en indikator for den kritiske lokaliteter hvor væsker ind mouthparts, dvs, en tæt relation mellem mouthpart conduit størrelser og begrænse porestørrelse kunne give indirekte beviser for mouthpart strukturer, der fremmer kapillaritet. Diameteren af mad-kanalen for Snabel af P. rapae blev målt nær regionen tip (distale måling) og 30% af Snabel længde (proksimale region). Den gennemsnitlige diameter af fem pseudotracheae blev brugt som den distale måling og diameteren af den mundtlige åbning blev målt som den proksimale måling for hver flyve modellen.

    Denne protokol afsløret et tæt forhold mellem distale mouthpart conduit størrelser og mindste porestørrelse hvorfra insekter kan fodre (figur 4). Beviser angivet at væske optagelsen for de tovingede arter først opstår i pseudotracheae (distale mouthpart måling) i stedet for den mundtlige åbning (proksimale mouthpart måling) når fodring fra porøse overflader (figur 4). Interessant nok, den strukturelle arkitektur i pseudotracheae ligner Lepidoptera mouthparts og består af cuticular strukturer, der kan fremme væske optagelse gennem kapillaritet, et eksempel på konvergent evolution13. Det nære forhold mellem den begrænse pore størrelse og mouthpart conduit størrelser giver beviser, der understøtter kapillaritet som en vigtig komponent for flydende udbredelse blandt Lepidoptera og Diptera.

    Figure 1
    Figur 1: eksperimentel opsætning og fodring station. (A) setup består af indpakning insekt i en silkepapir (tp) og placere insekt vinger mellem to dias (sl), som er holdt sammen af en klemme (cl) er knyttet til en manipulator (ma) med justerbar knopper (ak). Insekt Snabel (pr) er sænket til en fodring fase (st), som har et filtrerpapir (fp), der er anbragt på en droplet (dr) nanopartikel løsning, der gives til en konkav dias (cs). (B) skematisk viser placeringen af droplet og filterpapir i konkave diaset. (C) dråbe af nanopartikel løsning spreder (pile) gennem filtrerpapir via kapillaritet til at oprette en porøs fodring overflade. (D) fluorescerende mikroskop billede af dorsale udsigt af isopore filter viser porer (po) (10 µm) med nanopartikel løsning (20 X forstørrelse, CY3 kanal). Ingen flydende film blev observeret på overfladen. (E) Konfokal mikroskop z-stakken billede viser nanopartikel løsning (ns) i porerne i isopore filter (10 µm). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

    Figure 2
    Figur 2: dissektion og nanopartikel påvisning. (A) pincet (fo) bruges til at sikre insekt (M. domestica vist her, fl). (B) insekts vinger, hovedet og benene er fjernet. (C) saks (sc) bruges til at skære åbne den laterale side af underlivet. (D) reproduktions strukturer (æg, fx) og unødvendige dele af fordøjelseskanalen er fjernet med yderligere pincet. (E) yderligere strukturer er fjernet for at isolere afgrøden (cr). (F) isoleret beskære klar til påvisning af tilstedeværelse af nanopartikler. (G) afgrøden er placeret på et cover slip (cs) og er flyttet til en inverteret Konfokal mikroskop. En magnetisk røre bar (ma) er vinkede nær afgrøde at forårsage nanopartikel bevægelse. (H) nanopartikel bevægelse (beskrevet i røde cirkler) i afgrøde af C. vomitoria med fase kontrast mikroskopi. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

    Figure 3
    Figur 3: Lepidoperan og tovingede mouthpart strukturer. (A) Laser ablation tomografi billede viser den Lepidoptera Snabel (pr), som er sammensat af to aflange maxillary galeae, der kommer sammen ved at kæde strukturer (legulae), der opretter en mad kanalen (fc) for flydende udbredelse. Inset (Konfokal mikroskop billede) viser den dorsale legulae (dl) nær den distale region af Snabel. Mellemrummene mellem den dorsale legulae give kapillaritet for at bringe væsker i mad-kanalen. (B) hver C-formet galea har en luftrøret (tr), nerve og iboende muskulatur (im). (C) tovingede mouthparts består af en talerstol (ro), haustellum og en distal labellum (lb), der har små ledningsanlæg, pseudotracheae (pt) (vist på Konfokal billede i indsatser), der udstråler fra en central mundtlige åbning (op).Laser ablation tomografi billede viser også sammensatte øje (ce) og maxillary palpi (mp). (D) mad kanalen, der forbinder til den mundtlige åbning er delvist sammensat af labrum (la) og labium (lm). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

    Figure 4
    Figur 4: forholdet mellem insekt mouthparts og pore størrelser fra som de kan brødføde. Begrænsende porestørrelse er relateret til diameter (gennemsnit ± SEM) af de distale mouthpart ledningsanlæg snarere end proksimale mad kanaler. Musca domestica er vist nedenfor C. vomitoria. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Discussion

    or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

    Insekt mouthpart funktionalitet er historisk udledes fra undersøgelser af brutto morfologi (fx., Lepidoptera Snabel funktionalitet relateret til en drikke halm25,26); men nyere undersøgelser, der omfatter eksperimentelle bevismateriale har resulteret i et paradigmeskift i vores forståelse af kompleksiteten af insekt mouthparts og struktur-funktion relationer2,12,13 , 22 , 27. selv om moderne Billeddannende teknikker, såsom scanning elektronmikroskopi23, konfokalmikroskopi22, micro computertomografi (mikro-CT)28og laser ablation tomografi (figur 3), give mulighederne for detaljerede undersøgelser af morfologi, beviser for funktionalitet skal være ledsaget med eksperimenter.

    Metoden beskrevet her afslører, at kapillarvirkning kan være en helt nødvendig mekanisme ansat af insekter, når fodring fra chloroformvædet porøse overflader. Ved hjælp af fodring adfærd (fx., sondering12,17) alene ville ikke have åbenbaret fodring mekanisme, som nogle personer, der aftestede overflader med deres mouthparts var ude af stand til foder, især dem, der papirfiltre med pore størrelse diameter mindre end diameteren af mouthpart ledningsanlæg. Derudover inspektion af afgrøde til at bestemme, hvis det var væske fyldte også ville være utilstrækkelig, så mængden af væsker indtages i disse eksperimenter var for lille til visuel vurdering, dvs., afgrøder af nogle insekter syntes deflateret, men nanopartikler var stadig til stede med angivelse af at væsker blev indtaget.

    Evnen til at håndtere små insekter, manipulere deres mouthparts med en insekt pin, og udføre omhyggelig dissektioner repræsenterer nogle af de kritiske trin og begrænsninger af den beskrevne metode. Der var tilfælde, for eksempel, hvor dissektioner resulterede i opskæring afgrøde, som gengives insekt ubrugelig for undersøgelsen, fordi indholdet af afgrøden (eventuelt indeholdende nanopartikler løsning) blandet med PBS løsning i urglas, gør det vanskeligt at kontrollere indtagelse af nanopartikler. Derudover kan auto fluorescens af insekt neglebånd interferere med brug af fluorescerende mikroskopi som det eneste middel til at visualisere nanopartikler; men Konfokal imaging med fasekontrast elimineret problemet og fastsatte visuel bedømmelse (figur 2), som også fremhæver Hvorfor bruge magnetisk nanopartikler er optimal i forhold til kun fluorescerende nanopartikler et andet middel. Selv om denne protokol giver mulighed for at vurdere muligheden for insekter at indtage væske, er en af begrænsningerne, at det ikke giver et middel til at visualisere nanopartikler, mens de er ved at blive indtaget; Derfor, at fjerne muligheden for at studere fluid dynamik under den optagelse oparbejde.

    Den teknik beskrevet her indeholder en metode til vurdering af insekter evne til at indtage små mængder af væsker. I betragtning af den enorme mangfoldighed af væske-fodring insekter, kan denne protokol anvendes i andre undersøgelser af insekter med micro - og nano-størrelse ledningsanlæg i deres mouthparts. Derudover kunne fremtidige undersøgelser bruge en lignende teknik til at bestemme den sti, der væsker rejse gennem fordøjelseskanalen, fx omgåelse afgrøden, som observeres i nogle blod-fodring insekter, eller undersøgelser, der undersøger hvor længe væsker er fortsat især strukturer, såsom midgut eller stortarmen, så længe tid mellem fodring, dissektioner, og imaging tages i betragtning.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Disclosures

    Forfatterne har ikke noget at oplyse.

    Acknowledgments

    Dette arbejde blev støttet af National Science Foundation (NSF) give nr. IOS 1354956. Vi takker Dr. Andrew D. Warren (McGuire Center for Lepidoptera og biodiversitet, Florida Museum of Natural History, University of Florida) for tilladelse til at bruge sommerfugl billeder.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    20% sucrose solution Domino Sugar Sugar needed to produce the sucrose solution with dH2O
    Phosphate Buffered Saline (PBS) Sigma-Aldrich P5493 10X concentration diluted to 1X in dH2O for insect dissections
    Single depression concave slide AmScope BS-C6 Slide is necessary for feeding stage setup
    Filter paper EMD Millipore NY6004700 (60 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore NY4104700 (41 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore NY3004700 (30 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore NY2004700 (20 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore NY1104700 (11 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore TCTP04700 (10 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore TETP04700 (8 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore TMTP04700 (5 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore RTTP04700 (1 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Iris microdissecting scissors Carolina Biological Supply Company 623555 Scissors used for dissections
    Insect pins (#1) Bioquip Products 1208B1 Pins used during dissections and feeding trials
    Extra-fine point dissecting forceps Carolina Biological Supply Company 624684 Dissecting equipment
    Leica M205 C Stereoscope Leica Microsystems M205 C Stereoscope used for dissections
    Inverted confocal microscope Olympus IX81 Fluorescent microscope used to detect magnetic nanoparticles
    Fisherbrand PTFE Disposable Stir Bar Fisherscientific S68067 Magnet used to detect nanoparticles
    Kimtech Science Kimwipes Kimberly-Clark Professional 34155 Tissues used to secure insects during feeding trials
    House fly (Musca domestica) pupae Mantisplace.com insects for experiments
    Blue bottle fly (Calliphora vomitoria) pupae Mantisplace.com insects for experiments
    Cabbage butterfly (Pieris rapae) larvae Carolina Biological Supply Company 144102 insects for experiments
    Finnpipette F1  ThermoFisher Scientific 4641080N micropipette for dispensing liquids
    Finntip 250 pipette tips ThermoFisher Scientific 9400250 micropipette tips
    Microscope Glass cover slides (=coverslips) (24 x 24 mm) AmScope CS-S24-100 coverslips for viewing the insect's crop on confocal microscope

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Vijaysegaran, S., Walter, G. H., Drew, R. A. I. Mouthpart structure, feeding mechanisms, and natural food sources of adult Bactrocera (Diptera: Tephritidae). Ann Entomol Soc Am. 90, 184-201 (1997).
    2. Lehnert, M. S., Monaenkova, D., Andrukh, T., Beard, C. E., Adler, P. H., Kornev, K. G. Hydrophobic-hydrophilic dichotomy of the butterfly proboscis. J R Soc Interface. 10, 1-10 (2013).
    3. Zhao, J., Wu, J., Yan, S. Erection mechanism of glossal hairs during honeybee feeding. J Theor biol. 386, 62-68 (2015).
    4. Redak, R. A., Purcell, A. H., Lopes, J. R. S., Blua, M. J., Mizell, R. F. 3rd, Andersen, P. C. The biology of xylem fluid-feeding insect vectors of Xylella fastidiosa and their relation to disease epidemiology. Ann. Review Entomol. 49, 243-270 (2004).
    5. Büttiker, W., Krenn, H. W., Putterill, J. F. The proboscis of eye-frequenting and piercing Lepidoptera (Insecta). Zoomorphology. 116, 77-83 (1996).
    6. Light, J. E., Smith, V. S., Allen, J. M., Durden, L. A., Reed, D. L. Evolutionary history of mammalian sucking lice (Phthiraptera: Anoplura). BMC Evol Biol. 10, (2010).
    7. Krenn, H. W., Aspock, H. Form, function and evolution of the mouthparts of blood-feeding Arthropoda. Arthropod Struct Dev. 41, 101-118 (2012).
    8. Lehnert, M. P., Pereira, R. M., Koehler, P. G., Walker, W., Lehnert, M. S. Control of Cimex lectularius using heat combined with dichlorvos resin strips. Med Vet Entomol. 25, 460-464 (2011).
    9. Zaspel, J. M., Kononenko, V. S., Goldstein, P. Z. Another blood feeder? Experimental feeding of a fruit-piercing moth species on human blood in the Primorye Territory of far eastern Russia (Lepidoptera: Noctuidae: Calpinae). J Insect Behav. 20, 437-451 (2007).
    10. Barth, F. G. Insects and flowers: the biology of a partnership. Princeton University Press. Princeton. (1991).
    11. Foil, L. D., Adams, W. V., McManus, J. M., Issel, C. J. Bloodmeal residues on mouthparts of Tabanus fuscicostatus (Diptera: Tabanidae) and the potential for mechanical transmission of pathogens. J Med Entomol. 24, 613-616 (1987).
    12. Monaenkova, D., et al. Butterfly proboscis: combining a drinking straw with a nanosponge facilitated diversification of feeding habits. J R Soc Interface. 9, 720-726 (2012).
    13. Lehnert, M. S., et al. Mouthpart conduit sizes of fluid-feeding insects determine the ability to feed from pores. Proc. R. Soc. B. 284, (2017).
    14. Grimaldi, D., Engel, M. S. Evolution of the insects. Cambridge University Press. New York, NY. (2005).
    15. Adler, P. H., Foottit, R. G. Insect biodiversity: science and society. Wiley Blackwell. Chichester, UK. (2009).
    16. Tsai, C. C., et al. Nanoporous artificial proboscis for probing minute amount of liquids. Nanoscale. 3, (2011).
    17. Krenn, H. W. Proboscis sensilla in Vanessa cardui (Nympahlidae, Lepidoptera): Functional morphology and significance of flower-probing. Zoomorphology. 118, 23-30 (1998).
    18. Plateau, J. A. F. Experimental and theoretical researches on the figures of equilibrium of liquid mass withdrawn from the action of gravity. (Transl). Annual Report of the Board Regents Smithsonian Institution. Government Printing Office. Washington, DC. 207-285 (1863).
    19. Socha, J. J., Westneat, M. W., Harrison, J. F., Waters, J. S., Lee, W. -K. Real-time phase-contrast x-ray imaging: a new technique for the study of animal form and function. BMC Biol. 5, 6 (2007).
    20. Westneat, M. W., Socha, J. J., Lee, W. -K. Advances in biological structure, function and physiology using synchrotron x-ray imaging. Annu Rev Physiol. 70, 119-142 (2008).
    21. Lee, W. -K., Socha, J. J. Direct visualization of hemolymph flow in the heart of a grasshopper (Schistocerca americana). BMC Physiology. 9, 2 (2009).
    22. Lehnert, M. S., Mulvane, C. P., Brother, A. Mouthpart separation does not impede butterfly feeding. Arthropod Struct Dev. 43, 97-102 (2014).
    23. Lehnert, M. S., Beard, C. E., Gerard, P. D., Kornev, K. G., Adler, P. H. Structure of the lepidopteran proboscis in relation to feeding guild. J Morphol. 277, 167-182 (2016).
    24. Yan, H., Sung, B., Kim, M. -H., Kim, C. A novel strategy for functionalizable photoluminescent magnetic nanoparticles. Mater. Res. Express. 1, 045032 (2014).
    25. Kingsolver, J. G., Daniel, T. L. On the mechanics and energetics of nectar feeding in butterflies. J Theor Biol. 76, 167-179 (1979).
    26. Krenn, H. W. Feeding mechanisms of adult Lepidoptera: Structure, function, and evolution of the mouthparts. Ann Rev Entomol. 55, 307-327 (2010).
    27. Tsai, C. -C., Monaenkova, D., Beard, C. E., Adler, P. H., Kornev, K. G. Paradox of the drinking-straw model of the butterfly proboscis. J Exp Biol. 217, 2130-2138 (2014).
    28. Bauder, J. A. S., Handschuh, S., Metscher, B. D., Krenn, H. W. Functional morphology of the feeding apparatus and evolution of proboscis length in metalmark butterflies (Lepidoptera: Riodinidae). Biol J Linn Soc. 110, 291-304 (2013).
    Indtagelse af fluorescerende, magnetiske nanopartikler til bestemmelse af væske-uptake evner i insekter
    Play Video
    PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

    Cite this Article

    Lehnert, M. S., Reiter, K. E., Bennett, A., Gerard, P. D., Wei, Q. H., Byler, M., Yan, H., Lee, W. K. The Ingestion of Fluorescent, Magnetic Nanoparticles for Determining Fluid-uptake Abilities in Insects. J. Vis. Exp. (130), e56619, doi:10.3791/56619 (2017).More

    Lehnert, M. S., Reiter, K. E., Bennett, A., Gerard, P. D., Wei, Q. H., Byler, M., Yan, H., Lee, W. K. The Ingestion of Fluorescent, Magnetic Nanoparticles for Determining Fluid-uptake Abilities in Insects. J. Vis. Exp. (130), e56619, doi:10.3791/56619 (2017).

    Less
    Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
    View Video

    Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

    Waiting X
    simple hit counter