Summary
Questo articolo viene illustrato il metodo per l'inserimento chirurgico in topi di un catetere intraperitoneale collegata a una porta di accesso che è posizionata nella parte posteriore dell'animale. Inoltre, spiega la procedura per 5/6 di nefrectomia assomigliare lo stato uremico di pazienti del Palladio.
Abstract
La dialisi peritoneale (PD) è una terapia di sostituzione renale coerenza sulla gestione e recupero posteriore di un fluido iperosmotico nella cavità peritoneale per drenare acqua e tossici dei metaboliti che funzionalmente insufficienti reni non sono in grado di eliminare. Purtroppo, questa procedura si deteriora il peritoneo. Danno tissutale innesca l'inizio di infiammazione per guarire la ferita. Se la lesione persiste e l'infiammazione diventa cronica, può portare alla fibrosi, che è un evento comune in molte malattie. Nel PD, infiammazione cronica e fibrosi, insieme ad altri processi specifici relazionati a queste ultime, provocare un deterioramento capacità di ultrafiltrazione, che significa il fallimento e la conseguente cessazione della tecnica. Lavorare con campioni umani fornisce informazioni su questo deterioramento ma presenta limiti tecnici ed etici per ottenere biopsie. Modelli animali sono essenziali per studiare questo deterioramento in quanto essi superare queste carenze.
Un modello di infusione cronica del mouse è stato sviluppato nel 2008, che beneficia della vasta gamma di topi geneticamente modificati, aprendo la possibilità di studiare i meccanismi coinvolti. Questo modello si avvale di un dispositivo su misura progettato per topi, che consiste di un catetere collegato a una porta di accesso che viene inserita per via sottocutanea nella parte posteriore dell'animale. Questa procedura evita il continua puntura del peritoneum durante gli esperimenti a lungo termine, riducendo le infezioni e l'infiammazione a causa di iniezioni. Grazie a questo modello, il danno peritoneale indotto tramite l'esposizione cronica di fluido del PD è stato caratterizzato e modulato. Questa tecnica permette l'infusione di grandi volumi di fluidi e poteva essere utilizzata per lo studio di altre malattie in cui è necessario l'inoculazione di farmaci o altre sostanze per lunghi periodi di tempo.
Questo articolo viene illustrato il metodo per l'inserimento chirurgico del catetere in topi. Inoltre, spiega la procedura per 5/6 di nefrectomia simulare lo stato di insufficienza renale presente nei pazienti del Palladio.
Introduction
Funzione del rene e malattie renali
I reni sono organi essenziali coinvolti nell'omeostasi, filtrazione del sangue e la produzione dell'ormone. Ci sono diverse condizioni che portano ad insufficienza renale e alla successiva comparsa dell'uremia, che è stato definito come il gruppo di sintomi sistemici dovuti all'accumulo di rifiuti prodotti nel sangue conservato a causa di disordini del rene funzione1. Inoltre, poiché la capacità omeostatica viene influenzata anche quando c'è un'insufficienza renale, ipertensione a causa di sovraccarico di volume può verificarsi, che è anche pericoloso in quanto può portare a insufficienza cardiaca1. Quando la capacità funzionale dei reni è meno di 10% - 15%, il paziente deve sottoporsi ad una delle seguenti opzioni terapeutiche: emodialisi, dialisi peritoneale (PD) o trapianto renale.
PD è un'opzione interessante che permette ai pazienti di continuare il trattamento dalla comodità della propria casa o praticamente ovunque, evitando così la necessità per l'ospedale frequenti visite e soggiorni. La tecnica di PD Elimina piccole molecole tossiche e l'acqua in eccesso generato dal corpo2 attraverso l'instillazione di un liquido osmotico (dialisi peritoneale liquido, PDF) nella cavità peritoneale. Questo instillazione genera il gradiente osmotico necessario per lo scambio di soluti e acqua fra il capillare peritoneale e PDF, un processo noto come ultrafiltrazione (UF).
Peritoneale lesione indotta da dialisi peritoneale
La cavità peritoneale è coperto da una membrana (PM) composta da un monostrato di cellule mesoteliali che riposa su una matrice, che ospita anche alcuni vasi sanguigni, fibroblasti, macrofagi e altre popolazioni cellulari. Purtroppo, la membrana peritoneale soffre sempre alcune alterazioni durante il trattamento di PD, quali apoptosi e perdita di cellule mesoteliali, transizione mesenchimale di mesothelial (MMT) e cellule endoteliali (fine-MT), reclutamento di cellule infiammatorie e fibrociti, alterazioni vascolari, angiogenesi, linfoangiogenesi e/o fibrosi3,4,5,6,7,8,9. Queste alterazioni sono responsabili dello sviluppo di un UF capacità guasto10, che preclude il proseguimento della terapia, che richiedono che il paziente deve ricevere un trattamento alternativo per sopravvivere (emodialisi o trapianto renale) . Pertanto, per questi pazienti, è essenziale per ritardare o controllare lo sviluppo di queste alterazioni peritoneale.
È stato ipotizzato che uremia da solo può causare infiammazione11, ma il fattore più importante locale è bioincompatibility PDF. Maggior parte dei file PDF utilizzare il glucosio come l'agente osmotico, che provoca l'infiammazione. A causa di tempi di conservazione PDF e sterilizzazione, glucosio subisce un processo di degradazione, e appaiono nuovi prodotti da questa reazione, generando più infiammazione, MMT e apoptosi12,13. Inoltre, c'è anche la possibilità di danni meccanici a causa del metodo di instillazione. Tutti questi fattori, che agiscono continuamente, possono generare uno stato infiammatorio persistente e ricorrente, che conducono all'infiammazione cronica, che spinge a deterioramento della membrana e, conclusivamente, UF fallimento. Come potrebbe essere ridotto o evitato questo danno è ancora una questione di studio.
Analizzando lo sviluppo delle lesioni: dai campioni umani ai modelli animali
Lavorare con biopsie umane è un fattore limitante per la difficoltà di ottenere campioni di tessuto. Questi esempi possono essere ottenuti soltanto da interventi chirurgici eseguiti a causa di malfunzionamento del catetere o trapianto, di solito dopo anni di trattamento di PD. Questo approccio è utile per l'analisi delle mutazioni patologiche ha sofferto da una membrana peritoneale esposta in PDF, ma non è sufficiente per studiare lo sviluppo del processo. Un'altra possibilità è quella di analizzare cellule drenate da un effluente di dialisi, ma questo ancora non riesce a fornire uno scenario completo. L'Unione di entrambe le tecniche è possibile solo con modelli animali. La struttura peritoneale è simile tra i mammiferi, e quindi ci sono modelli con diverse specie animali. Ci sono pochi studi basati sulle pecore (Rodela et al. 14 e Barrell et al. 15) e coniglio16,17 modelli; Tuttavia, gli animali più piccoli sono preferibili in quanto essi sono più facili da casa e mantenere e sono anche più economici. L'uso di ratti18,19,20,21,22,23,24 offre un tempo più breve di trattamento necessario per osservare alterazioni morfo-funzionali. Ha rappresentato un modello molto utile per esplorare diverse questioni quali l'effetto delle droghe anti-fibrotici come ad esempio BMP-7 (osso morfogenetico protein-7)25 e RAS (sistema renina-angiotensina) targeting26,27 , 28.
Tuttavia, il modello murino è emerso come un modello ideale con molti vantaggi rispetto ad altri. Il vantaggio più interessante è la possibilità di utilizzare geneticamente modificati topi per studiare le basi molecolari e cellulari di danno peritoneale. Infatti, i topi sono spesso impiegati per l'analisi di numerose malattie, come ci sono molti diversi ceppi con vari ambiti di provenienza genetici ben noti. Altri vantaggi includono lo spazio ridotto necessario per alloggiamento, ridotto costo di esperimenti (a causa di dimensioni ridotte degli animali), la maneggevolezza, la disponibilità dei reagenti e la crescente quantità di informazioni disponibili su diversi ceppi di topi dal momento che sono stati gli animali più comunemente usati nella ricerca.
Un modello basato su topi che impiegano un dispositivo impiantato è stato il modello più recente affermato per PD29,30ed è stato indicato per imitare peritoneale deterioramento ha sofferto dai pazienti del Palladio a causa dell'esposizione ai file PDF. Questo modello ha collaborato per comprendere che i processi patologici implicati31,32,33. Inoltre, è stato utilizzato per convalidare potenziali vari trattamenti per il miglioramento di questo deterioramento utilizzando modulatori immuni e farmaci anti-infiammatori e altri anti-fibrotico e agenti anti-angiogenici, quali gli inibitori di COX-2 (ciclo-ossigenasi-2) 34, di agonisti PPAR-γ (peroxisome proliferator-attivato del ricevitore-γ)35, Tamoxifen36, Paricalcitol (un attivatore di recettore della vitamina D che modula la reazione immunitaria)37, rapamicina38 e Nebivolol 39.
Sviluppo del modello di Mouse con un catetere impiantato
L'obiettivo di questo modello è simile, per quanto possibile, la tecnica utilizzata nei pazienti affetti da PD, permettendo di eseguire trattamenti estesi di PD nei piccoli animali. Finora, sono state testate tre tecniche per instillazione di liquido di dialisi nel peritoneo nei topi. Quello primo, cieco puntura della parte anteriore della parete addominale, è controverso a causa dei rischi più che possono incorrere, quali danni peritoneali, sanguinamento e, come è puntura ciecamente svolte, viscerale. La seconda tecnica è il cosiddetto "open permanente system", in cui il dispositivo per l'iniezione di fluido è posizionato all'esterno del corpo. Questa procedura è più simile a quello effettuato in esseri umani. Tuttavia, esso non consente lo sviluppo di esperimenti a lungo termine, come si possono aumentare le probabilità di infezione e generalmente richiede l'uso di anestesia per instillare PDF, che possono interferire con i risultati. La terza tecnica è il "sistema chiuso". Con questo approccio, l'intero dispositivo utilizzato per instillazione fluido si trova all'interno del corpo dell'animale. Liquido viene iniettato con un ago attraverso una porta di accesso, che viene inserito per via sottocutanea. Questa procedura riduce il rischio di infezione peritoneale e sanguinamento, nonché la necessità di anestesia.
Per studiare l'effetto dell'uremia in PD, è stato anche un recente modello murino stituito40 sulla base del modello di infusione di PDF con catetere. Questo modello porta a una nuova tecnica per eseguire una nefrectomia nei topi, riducendo così la funzione renale. Nel presente articolo, è stata sviluppata una modifica del protocollo impiegato da Ferrantelli et nel 201540 . Questo nuovo protocollo permette l'impianto di catetere durante la nefrectomia, riduce la lunghezza della ferita inflitta durante la chirurgia e facilita l'accesso ai reni.
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Protocol
Tutti i metodi descritti qui sono stati approvati dal comitato di uso di biologia molecolare centro Severo Ochoa (Madrid, Spagna) e istituzionali Animal Care.
Nota: Sono stati utilizzati topi femminili C57BL/6J 12 a 14 settimane di età e peso di circa 20 grammi all'inizio dello studio. Tutti gli animali sono stati alloggiati in condizioni standard e ci hanno dato acqua e cibo ad libitum. Condizioni di salute sono state controllate tutti i giorni. Il materiale necessario, come guanti, drappeggio, catetere, sutura e aghi deve essere sterile.
1. Posizionare il catetere
Nota: Se i reni non vengono rimossi, essi rimangono completamente funzionale, quindi non considera l'effetto dell'uremia, permettendo così lo studio dell'esposizione PDF in isolamento. L'intervento consiste in introducendo solo all'estremo distale del catetere nella cavità peritoneale e posizionando la porta di accesso sul retro dell'animale, fornendo accesso ad esso. La procedura per inserire il catetere è come segue:
- Posizionare il mouse in un'aula di induzione e fornire l'anestesia usando 4% isoflurane e ossigeno con una portata di 0,4 L/min fino alla perdita del riflesso di raddrizzamento.
- Mantenere l'animale con isoflurano 2% in ossigeno 100% con un flusso di 0,3 L/min per mezzo di un tubo di musetto collegato all'apparato di anestesia. Confermare la corretta amputate valutando il tono muscolare e la risposta alla stimolazione.
- Controllare la velocità e la profondità di respirazione durante tutto il processo. Usare pomata veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. È preferibile se le procedure sono eseguite in un flusso di gabinetto per garantire il mantenimento di condizioni di sterilità durante interventi chirurgici.
- Radere il fianco destro e la parte posteriore degli animali al fine di eseguire l'intervento chirurgico e successivamente iniettare il fluido alla porta di accesso in una zona pulita. Metti l'animale in posizione laterale che riposa sul fianco sinistro della tabella chirurgica, con un impianto termico per garantire che la sua temperatura non cadrà.
- Disinfettare la zona con una soluzione di 1% clorexidina gluconato. Fare un piccolo taglio (0,5 cm) con le forbici smussate della pelle sul fianco destro del corpo e separare attentamente con l'aiuto delle forbici dallo strato di muscolo adiacente, così che tutta la zona della parte posteriore dell'animale è ben separata per poi essere in grado di introdurre la porta di accesso con facilità. Si prega fare riferimento Figura 1 per visualizzare i materiali necessari per seguire la procedura.
- Praticare una piccola incisione di circa 1 mm di diametro attraverso lo strato muscolare e inserire la punta del catetere e il primo anello di plastica. I danni peritoneali sono minimo.
- Suturare la parete peritoneale strettamente intorno al catetere, con una sutura non assorbibile 5.0 o 6.0. Un anello di plastica quindi si trova all'interno della cavità peritoneale e l'altra tra il muscolo e la pelle. Il catetere è quindi fissato per impedire la colatura nello spazio sottocutaneo di fluido.
- Inserire la porta di accesso nello spazio sottocutaneo verso la coda del mouse, senza fissandola ad una posizione di correzione per la pelle, come potrebbe prudere e gli animali e si possono graffiare la pelle un po'.
- Chiudere la ferita della pelle con una sutura non assorbibile 5.0 o 6.0. Rimuovere l'anestesia per inalazione e permettere all'animale di recuperare la coscienza. Non lasciare incustodito il mouse fino a quando ha riacquistato coscienza sufficiente per mantenere decubito sternale. Quando completamente recuperato, mouse possa essere restituito alla compagnia di altri animali.
Nota: Gli esperimenti possono iniziare dopo 4-7 giorni di recupero postoperatorio. - Fornire l'analgesia sciogliendo 3ml di ibuprofene (20 mg/mL) in 250 mL di acqua potabile per il giorno dell'intervento chirurgico.
- Durante il periodo post-chirurgico, controllare lo stato di salute dell'animale al giorno, controllando che non esistono aree arrossata sulla pelle, capelli ispidi o ferite.
- Iniettare il fluido tenendo l'animale (senza anestetizzante esso) per la coda e afferrando la porta di accesso con una sola mano e l'ago con l'altro. Disinfettare la zona con soluzione di 1% clorexidina gluconato prima dell'iniezione. È interessante utilizzare aghi speciali (aghi di Huber), che sono smussati per parte invece di pierce il setto in silicone della porta di accesso (Figura 1A). Due iniezioni al giorno durante i 40 giorni sono sufficienti per osservare alterazioni peritoneale (Figura 3).
- Al termine dell'esperimento, eutanasia il mouse di anidride carbonica asfissia o dislocazione cervicale.
2. esecuzione di un 5/6 di nefrectomia e posizionando il catetere
Nota: È possibile eseguire un 5/6 di nefrectomia, consentendo solo una funzione renale residua per assomigliare meglio la situazione nei pazienti del Palladio. In questo caso, i campioni di siero dovrebbero adottare per analizzare urea livelli estraendo 250 μL di sangue tramite vena facciale puntura, almeno un giorno prima di iniziare gli interventi chirurgici, al centro del trattamento e quando sacrificare gli animali. È preferibile se le procedure sono eseguite in un flusso di gabinetto per garantire il mantenimento di condizioni di sterilità durante interventi chirurgici.
- Anestetizzare i topi utilizzando isoflurano come nel passaggio 1.1.
- Fornire l'analgesia con 0,1 mg/kg di buprenorfina, iniettato per via sottocutanea al collo dell'animale e sciogliendo 3ml di ibuprofene (20mg/ml) in 250 ml di acqua potabile per il giorno prima e il giorno dell'intervento chirurgico.
- Radere i laterali e la parte posteriore degli animali al fine di eseguire gli interventi chirurgici e poi iniettare il fluido alla porta di accesso in una zona pulita.
- Eseguire un'incisione di circa 0,5 cm nella pelle, sul lato sinistro, vicino le costole, di avere accesso diretto al rene di sinistra.
- Aprire una piccola incisione nel muscolo di prendere il rene di sinistra fuori il peritoneo, rimuovendo la capsula e la ghiandola surrenale. Per rimuovere la capsula è necessario tenere meglio il rene di fuori della cavità peritoneale.
- Masterizzare e tagliare gli estremi del rene con un cauterizzatore (vedere la Figura 1 per i materiali necessari).
- Reintrodurre il rene nella cavità peritoneale e suturare le ferite presso il muscolo e la pelle con sutura insolubile 5.0 o 6.0.
- Il giorno dopo, completamente rimuovere il rene di destra e inserire il catetere utilizzando la stessa incisione per rimuovere il rene. Ancora una volta, anestetizzare il mouse con isoflurano e iniettare per via sottocutanea 0,1 mg/kg di buprenorfina appena prima della procedura chirurgica. Anche sciogliere 3 ml di ibuprofene (20mg/ml) in 250 ml di acqua potabile il giorno prima e il giorno dell'intervento chirurgico.
- Fare un'incisione nella pelle di circa 0,5 cm e, con l'aiuto delle forbici, separare la pelle nella parte posteriore dell'animale dal muscolo di aprire lo spazio dove sarà situata la porta di accesso.
- Eseguire un taglio nel muscolo (circa 0.3-0.4 cm) di prendere il rene di destra fuori della cavità peritoneale.
- Rimuovere la capsula e la ghiandola surrenale per avere un migliore accesso al rene. Legare della vena renale, arteria e uretere con sutura non assorbibile 5.0 o 6.0 e rimuovere completamente il rene.
- Suturare la ferita al muscolo peritoneale, introdurre l'estremità del catetere in modo che il muscolo deve rimanere tra i due anelli di plastica, come spiegato in precedenza (punto 1.5).
- Introdurre la porta di accesso nello spazio sottocutaneo e suturare la pelle come spiegato nella procedura 1.6 e 1.7.
Nota: Topi devono riposare per almeno 10 giorni da questi interventi affinché le ferite al muscolo peritoneale sono completamente guarite e non ci sarà nessuna perdita nello spazio sottocutaneo durante l'iniezione del liquido. Iniettare il fluido come al punto 1.10. - Al termine dell'esperimento, eutanasia degli animali di anidride carbonica asfissia o dislocazione cervicale.
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Representative Results
La figura 1 Mostra tutti i materiali necessari per seguire le procedure descritte nella sezione protocollo. In questo esempio, topi sottoposti o non a nefrectomia (8 animali per gruppo) (Figura 2) sono stati esposti durante 40 giorni (due iniezioni al giorno, in attesa di almeno 2 ore tra i due) ad una miscela di due diversi file PDF, comunemente usati nella pratica clinica: Extraneal (PDF basati su icodestrina) e Dianeal (PDF basati su glucosio). Un gruppo con soluzione salina è stato stituito come controllo (n = 6).
Topi parietale peritoneale tessuti sono stati ottenuti dalla zona più lontana del catetere. I campioni sono stati analizzati al fine di confrontare l'ispessimento della membrana, nonché presenza di cella e conservazione mesothelial strato (Figura 3). A questo proposito, lo spessore e la presenza di cellule sono aumentati durante la dialisi e aggravate nel gruppo nephrectomized. Le cellule mesoteliali mostrano anche un'alterata morfologia poiché unioni intercellulari soffrono durante il PD.
Campioni di siero sono stati ottenuti da topi nephrectomized per analizzare i livelli di urea estraendo 250-400 µ l di sangue tramite puntura della vena facciale, in tre diversi momenti: un giorno prima di interventi chirurgici, centrali del trattamento e punto finale. Nel caso di nessun topo nephrectomized, campioni di siero sono stati ottenuti soltanto al punto finale (Figura 4). Sono state effettuate utilizzando un sistema integrato di chimica (Vedi Tabella materiali). I risultati indicano che 5/6 di nefrectomia ha indotto uno stato uremico, aumento dei livelli di azoto ureico nel corso dell'esperimento paragonando lo stato iniziale. Inoltre, quando i reni sono completamente funzionali, livelli di azoto ureico rimangono simili allo stato basale, anche nei topi esposti a PDF (Figura 4).
Figura 1 . Materiale necessario per gli interventi chirurgici del nefrectomie e l'impianto di catetere. (A) catetere con sutura non assorbibile ago (B) 6.0, in acciaio inox punta smussata pinzette, bloccaggio pinza pinze (per tenere l'ago) e smussare i tamponi di cotone, cauterizzatore e forbici. Materiali devono essere sterilizzati prima di interventi chirurgici. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2 . Immagini della legatura del rene destro e rene sinistro estremi rimozione bruciando con il cauterizzatore. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3 . Colorazione tricromica di Masson. Immagini rappresentative (400 X) delle membrane peritoneali topi esposti a PDF + 5/6 nefrectomia, file PDF (senza nefrectomia) e soluzione salina (senza nefrectomia). Le frecce mostrano aumento della cellularità e perdita di integrità di mesothelial strato. Linee nere indicano lo spessore della membrana peritoneale, dove la colorazione blu corrisponde alla matrice extracellulare. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4 . Livelli di azoto ureico del siero (mg/dL) di topi esposti a soluzioni PDF, inviati o non la procedura di nefrectomia e topi trattati con soluzione salina da sola. I dati sono rappresentati come media e deviazione standard. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
I primi dati pubblicati analizzando le alterazioni PD utilizzando una tecnica di "chiudere il sistema" è stati effettuati nel 200929 . Questo sistema vicino significa che l'intero dispositivo è situato all'interno del corpo e liquido viene iniettato con un ago attraverso una porta di accesso. Il problema tecnico più importante nei modelli animali a lungo termine dell'infusione di fluidi attraverso un catetere è l'avvenimento dell'ostruzione. Le opzioni disponibili sono per eseguire omentectomia o aggiungere eparina ai file PDF per ridurre le aderenze peritoneali. Tuttavia, l'omento agisce come un organo di difesa ed eparina, oltre ai suoi effetti dell'anticoagulante, modula i processi quali attività di cellule infiammatorie, l'angiogenesi, la sintesi della matrice extracellulare e la proliferazione delle cellule. Il design del dispositivo originale pubblicato nel 2009 più successivamente è stato migliorato per superare questi problemi, riducendo le dimensioni della porta di accesso e regolare il diametro del catetere per facilitare l'uscita del fluido.
Modelli animali sono essenziali per analizzare l'evoluzione di numerose malattie, così come l'efficacia di fattibilità e potenziale di azioni eseguite sui pathways coinvolti nelle malattie. Modello del topo di infusione fluido peritoneale può essere utile per studiare una vasta gamma di patologie, nonché per lo sviluppo di terapie farmacologiche. Questo modello fornisce un ottimo strumento per instillazione a lungo termine di farmaci; Pertanto, ci aspettiamo che esso può contribuire a migliorare la qualità della vita dei pazienti affetti da varie malattie.
Ci sono due questioni che dovrebbero essere presi in considerazione per questi esperimenti. Il primo è il fatto che il fluido è somministrato nell'addome ma non rimossi, come nei pazienti del Palladio. Prima di tutto, è importante notare che questi sono modelli di PD-esposizione, dove l'obiettivo è quello di studiare gli effetti del liquido sopra il peritoneo, non per rimuovere acqua e metaboliti. Tuttavia, per gli studi di PD in topi non c'è alcuna necessità di rimozione fluida ogni volta, dal momento che può essere eliminato con l'urina. Infatti, abbiamo osservato che topi nephrectomized 5/6 non diventano edematosi perché la frazione di rene che rimane è ancora funzionante e il tempo che lasciamo tra le iniezioni quotidiane è abbastanza per urinare il volume somministrato. Inoltre, l'estrazione del fluido comporterebbe anestetizzare l'animale ogni giorno e l'apertura della cavità peritoneale per drenare, con danno tissutale conseguente. Un'altra opzione potrebbe essere quella di estrarre il liquido attraverso il catetere, ma essa sarebbe crollato perché sarà succhiare gli organi. Una terza opzione è stato recentemente pubblicato41, ma non è adatto a lunghi trattamenti.
Il secondo problema è che i cateteri indwelling può causare una reazione dell'ente straniero che poteva interferire con i risultati42,43. Di conseguenza, questo effetto è stato studiato nella membrana dei topi esposti solo alla presenza del catetere peritoneale. I risultati hanno mostrato che c'è un ispessimento del peritoneum e accumulo di nuove cellule al sito di inserimento. Tuttavia, questa reazione diminuisce progressivamente nelle aree che sono distanti dal punto di inserimento del catetere. La membrana peritoneale dal lato del peritoneo di fronte il catetere ha lo stesso aspetto come la membrana di un mouse di controllo ingenuo (dati non mostrati). Per questo motivo, è importante analizzare il lato sinistro della parete peritoneale quando alla ricerca di alterazioni morfologiche, evitando anche il linea alba.
L'uso di un catetere indwelling evita la necessità di punture ripetute nel peritoneo sopra la durata del trattamento, riducendo così il rischio di infezione, emoperitoneo e la possibilità di danneggiare un organo. Inoltre, questa tecnica ricorda più strettamente la procedura di instillazione di PDF in pazienti umani. Quando il fluido deve essere iniettato, l'animale rimane completamente sveglio. L'area selezionata della pelle è pulita e si tiene solo la porta di accesso. È quindi necessario tenere l'animale, che può causare lo sforzo eccessivo ed evita la necessità per l'anestesia, che può interferire con i risultati.
Il protocollo per la nefrectomie in primo luogo pubblicato da Ferrantelli et at. nel 201540 è stato modificato per ridurre l'area della ferita per la chirurgia e approfittando dell'incisione necessaria per l'estrazione del rene di destra di introdurre il catetere.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Autori ringraziano Ferrantelli E. e G. Liappas per il loro supporto impostazione del protocollo di 5/6 di nefrectomia, R. Sánchez-Díaz e P. Martín per l'assistenza con valutazioni di azoto ureico e Hevia E. e F. Núñez per l'assistenza con cura di topi. Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni SAF2016-80648R dal "Ministerio de Economía y Competitividad" / Fondo Europeo de Desarrollo Regional (MINECO/FEDER) di Manuel López-Cabrera e PI 15/00598 da Fondo de Investigaciones Sanitarias (FIS)-fondi FEDER, a Abelardo Aguilera.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holes | Access technologies | MMP-4S-061108A | |
| Posi-Grip Huber point needles 25 ga. X 1/2´´ | Access technologies | PG25-500 | |
| High Temperature Cautery Kit | Bovie | 18010-00 | |
| Forane | abbVie | 880393.4 HO | |
| non absorbable suture 6/0 | Laboratorio Agaró | 6121 | |
| Scissors | Fine Science Tools | 14079-10 | |
| forceps | Fine Science Tools | 11002-12 | |
| clamp | Fine Science Tools | 13002-10 | |
| Buprenorphine 0,3 mg/ml | pharmaceutical product | ||
| cotton swabs | pharmaceutical product | ||
| Dalsy (Ibuprofen) 20mg/mL oral suspension | AbbVie S.R.L. | pharmaceutical product |
References
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