Summary
Cet article décrit l’utilisation de l’échographie haute résolution chez les souris génétiquement modifiées de cancer du pancréas. L’objectif principal est de fournir une instruction détaillée pour la détection et l’évaluation des tumeurs pancréatiques endogènes.
Abstract
Le LSL-Kras G12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX-1-Cre modèle murin (KPC) représente un modèle transgénique établi et fréquemment utilisé pour évaluer de nouveaux traitements dans le cancer pancréatique. Apparition de la tumeur est variable dans le modèle de la KPC âgés de 8 semaines à plusieurs mois. Par conséquent, les outils d’imagerie non invasive sont tenus d’écran pour l’apparition de la tumeur et du moniteur pour la réponse au traitement. Pour résoudre ce problème, différentes approches ont émergé ces dernières années. Échographie haute résolution dispose d’atouts majeurs tels que le caractère non invasif, temps de session rapide et une image haute résolution sans exposition aux radiations. Cependant, l’échographie chez la souris n’est pas trivial et suffisamment de connaissances anatomiques et compétences pratiques nécessaires pour son exécution avec succès l’échographie haute résolution dans des modèles précliniques de cancer du pancréas. Avec l’article suivant, un guide pratique détaillé pour une échographie abdominale dans les modèles murins en mettant l’accent sur des modèles de cancer pancréatique endogène est présenté. Par ailleurs, on trouvera un résumé des erreurs courantes et comment les éviter.
Introduction
Modèles de souris génétiquement modifiées ont acquis une importance croissante dans la recherche sur le cancer en raison de leur capacité à récapituler étroitement la nature complexe de la carcinogenèse humaine1,2,3. Un des plus fréquemment utilisé des modèles pour étudier le développement du cancer pancréatique, la progression et la réponse thérapeutique est caractérisée par une mutation activatrice de l’oncogène Kras, combinée à une inactivation de la tumeur suppresseur p534. Cette LSL-KrasG12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX-1-Cre modèle murin (KPC) imite la progression progressive des lésions pré-invasives intraépithéliales pancréatiques (Panine) au carcinome invasif. Phénotypiquement, presque toutes les souris développent ACPE dans les six premiers mois après la naissance. Toutefois, le modèle de CPK par rapport aux modèles transplantés, révèle un début de tumeur très variable de 8 semaines à plusieurs mois4. Une fois les tumeurs pancréatiques atteignent une certaine taille (5 à 9 mm de diamètre), la croissance tumorale accélère rapidement et souris devront être inscrits dans des essais précliniques5. La détection exacte de l’apparition de la tumeur et de la taille de la tumeur est donc une condition essentielle pour la logistique de l’étude préclinique et le suivi de la thérapie. En général, plusieurs approches comme l’imagerie par résonance magnétique (IRM)6, tomodensitométrie,7,8,9 ou échographie haute résolution de numérisation peut être utilisée pour effectuer le dépistage des tumeurs et 10de thérapie. Chaque technique a ses avantages et ses inconvénients. Bien que MRI- ou une tomodensitométrie (CT)-l’imagerie permet l’acquisition de données haute résolution ainsi que calcul de volume précis, temps d’examen prolongé sous sédation générale, et il faut un matériel très onéreux et ne permet pas fréquent numérisation sur une longue période de temps. En revanche, petit animal échographie est une méthode établie qui peut être employée pour dépister les pathologies abdominales en souris11. Avantages de cette méthode d’imagerie sont courtes numérisation fois, haute résolution, et la possibilité d’utiliser l’échographie doppler ou contraste amélioré par ultrasons (UFC) pour visualiser une perfusion des organes en parallèle. Toutefois, des connaissances anatomiques, l’imagination 3D et une formation pratique approfondie sont nécessaires pour l’interprétation de l’image correcte.
Dans l’article suivant, un protocole détaillé pour l’utilisation de l’échographie haute résolution dans le modèle de CPK est fourni. En outre, les images échographiques standard sont représentés et étiquetés avec des structures d’orgue pour faciliter l’orientation de l’enquêteur.
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Protocol
Ce protocole est en conformité avec les directives de protection des animaux à l’University Medical Centre Goettingen, Allemagne (33,9-42502-04-15/2056). Selon les besoins spécifiques de chaque animal review boards, parmi les mesures du protocole pourrait être modifiée en conséquence.
1. abdominale Palpation des CPK souris
- Pour éviter les échographies inutiles, palper l’abdomen de la souris pour identifier des souris qui pourraient éventuellement porter une lésion intraabdominale et devraient subir par la suite une échographie abdominale.
- Effectuer une palpation abdominale hebdomadaire à partir de 8 semaines d’âge dans le modèle murin de la KPC. Échographie haute résolution peut également être appliqué dans les modèles de tumeurs transplantées (p. ex., orthotopics) ou d’autres modèles de souris génétiquement modifiées.
Remarque : Selon la tumeur cinétique et étude objectif (prevention study, étude d’intervention thérapeutique), détection de tumeurs de très petites taille (1 à 2 mm) est réalisable et l’apparition de tumeurs de moniteur avant que les tumeurs peuvent être palpés.
- Effectuer une palpation abdominale hebdomadaire à partir de 8 semaines d’âge dans le modèle murin de la KPC. Échographie haute résolution peut également être appliqué dans les modèles de tumeurs transplantées (p. ex., orthotopics) ou d’autres modèles de souris génétiquement modifiées.
- Placez votre souris sur la grille de la cage et doucement lever la souris par la queue et palper l’abdomen par doucement monter et descendre avec l’index et le pouce de la main de non-fixation (Figure 1).
- Si la souris tolère une palpation douce, aller de l’avant en augmentant lentement la pression. Une plus grande résistance peut facilement être détectée dans l’abdomen supérieur et inférieur. Parfois, les selles dures peuvent être interprétés à tort comme une tumeur de la masse.
2. préparation de l’espace de travail
- Fournir l’espace au moins trois unités de travail différents : zone pré-scan, numérisation cage de scène et de récupération. Matériel requis sont représentés dans la Figure 2.
- Nettoyer la plaque de travail principal (par exemple, avec 70 % éthanol) et de passer sur la plateforme de chauffage avant l’analyse (Figure 3). Assurez-vous que la température de consigne de 38-40 ° C est atteinte avant la première souris est transférée.
- Mettre l’appareil d’échographie et créez un nouveau dossier pour les données acquises (Figure 4). Le paramètre mode B s’applique pour l’imagerie abdominale. En outre, s’assurer que le transducteur abdominal est branché dans le port actif de la machine. Fixez la tête de capteur dans la partie supérieure de l’étape de travail en utilisant le transducteur système de montage.
- Préparer une cage de récupération sur une plaque chauffante ou mat thermique (ou lampe chauffante utilisation) afin d’assurer la thermorégulation post procédurale et prompt rétablissement des souris numérisées. Mettez une fine couche de tissu comme coussin au bas de cette cage pour éviter l’aspiration de literie avec les risques d’étouffement (Figure 5).
3. l’anesthésie par inhalation
- Aller de l’avant en mettant une souris dans la chambre de l’induction. Ouvrir la vanne de débit du gaz vecteur (1 L/min d’oxygène ou d’air) et la valeur de la concentration d’isoflurane à 4 %, ce qui permet une saturation plus lentement en plus de la chambre de l’induction. Assurez-vous qu’isoflurane bon nettoyage (filtrage passif ou actif) est en place. Après environ 2 à 4 min, la souris sera habituellement sous sédation profonde.
- Maintenir la sédation en administrant 2 % isoflurane à travers le cône de nez sur la scène de travail.
- Transvaser avec soin l’animal de la chambre d’induction à l’étape de travail. Vérifier la coiffe pour un débit de gaz constant. Mettre le museau de la souris dans la coiffe de la sortie de conduite de l’anesthésie. La poste régulier pour la numérisation initiale est le décubitus dorsal. La souris peut également être placée sur le côté droit ou gauche pour améliorer la visibilité de la tête du pancréas ou de la queue des tumeurs (Figure 6).
- Bien que l’échographie abdominale n’est pas douloureuse en soi, effectuer le test du pincement pied comme indicateur d’un État libre de la douleur et Etat profondeur anesthésique. Si la souris est toujours actif ou déplacer activement, retransfert l’animal de retour dans la chambre de l’induction pour l’induction répétée et prolongée.
- La pommade oculaire protection pour prévenir les blessures cornéens en raison de la perte de fluide.
- Durant l’anesthésie, utiliser un système de surveillance. Cependant, ECG et la température rectale n'est pas régulièrement utilisée pour la numérisation de l’échographie abdominale. Ce qui est important, les souris perdent la capacité de thermorégulation sous anesthésie. Par conséquent, observez bien des signes cliniques pour hypothermie ou détresse respiratoire comme haletant ou d’apnée du sommeil. Si n’importe quel symptôme est immédiatement évident arrêt isoflurane et place la souris dans la cage de récupération.
4. échographie paramètres
- Allumez le système à ultrasons tel que décrit par les instructions du fabricant. Assurez-vous que le paramètre primaire est mis sur l’imagerie générale avec le package abdominal activé. B-Mode-imagerie est généralement utilisée pour l’acquisition de données en tant que norme.
- Obtenir une qualité d’image optimisée avec les paramètres suivants : fréquence image de 40 MHz, 2D-gain de 25-30 dB, profondeur 10 mm, largeur 10 mm, 3 zones focales avec centre entre 3 à 6 mm.
5. souris préparation
- Fixer l’extrémité supérieure et inférieure avec du ruban adhésif. Être aussi prudents que possible afin d’éviter tout préjudice à l’animal en raison de la fixation (Figure 7).
- Supprimer toutes les fourrures abdominale à l’aide de tondeuses pour animaux de compagnie électroniques. En raison de la texture de fourrure, démarrer à partir du bas de l’abdomen jusqu'à la cage thoracique. Faites attention à la xiphoideus de processus afin d’éviter des lésions de la peau dans ce domaine.
Remarque : La souris fourrure reflète les ondes ultrasoniques et diminue la visibilité. - Crème dépilatoire permet d’effectuer une préparation cutanée optimisé et l’élimination complète de la fourrure. Administrer une fine couche de crème sur l’abdomen rasé à l’aide de bouts de coton (Figure 8). Retirez la crème (après 30 s ou plus tard selon la crème utilisée) avec les tissus secs, suivies de beaucoup d’eau afin d’éliminer complètement tous les restes (Figure 9, Figure 10, Figure 11). Restes de crème pourraient causer des irritations de la peau et les muqueuses après l’échographie et peuvent donc nuire à la santé.
- Afin d’assurer la numérisation adéquates conditions s’appliquent à beaucoup de gel d’échographie sur l’abdomen (Figure 12). Habituellement, le gel ultrasonique chaud est utilisé afin de minimiser l’hypothermie pour la souris.
- Appliquez manuellement une fine couche de gel ultrasonique sur la tête du capteur. Effectuer un test en appuyant sur l’extrémité du capteur avec l’encoche. À l’écran, un signal sur le côté supérieur gauche sont visibles si le capteur est correctement positionné.
6. abdominale échographie
- Ajuster le capteur sur l’abdomen à l’aide d’une pression ferme. Forte compression de l’abdomen de la souris peut entraîner une déficience respiratoire ou circulatoire et devrait être évitée.
- Balayage de haut en bas. Ajustez le cadre de la plate-forme de travail et les roues pour les axes x et y.
- La première étape, identifier les deux reins. Habituellement, ils apparaissent comme des structures hyperéchogènes homogènes dans le bas-ventre. Les connectés vena renalis peuvent être facilement trouvés plus loin ce qui conduit à veine cave inférieure (Figure 13).
- Utiliser la veine lienalis sert comme navire de point de repère pour le pancréas. Tentative de distinguer entre vena renalis et veine lienalis. En cas de détection de la veine lienalis du pancréas peut être localisé exactement. Le pancréas normal est plutôt une membrane se propager par le biais de la cavité abdominale qu’une structure solide (Figure 14 et Figure 15).
7. pancréatique tumeur détection et évaluation Volume
- Identifier les lésions pancréatiques de toutes les structures environnantes. Généralement, ils apparaissent comme des masses de tissu hétérogène de rondes ou allongées hypoéchogènes (Figure 16). La tumeur est généralement ferme et ne peut être compressée par la tête de balayage. Remarque, de temps en temps qu'il pourrait être difficile de distinguer clairement entre une tumeur et une boucle de l’intestin grêle. Faites attention au péristaltisme de l’intestin qui ne doit pas être observé dans les tumeurs du pancréas.
- Sur l’écran détection de tumeur up et down pour avoir une idée de la taille totale et mesurer le plus grand diamètre à l’aide de la pince à ultrasons. Une fois trouvée une image convenable, geler l’écran et utilisez l’outil de mesure pour déterminer précisément la taille de la tumeur. Noter que pour une utilisation ultérieure, qu'il sera important de différencier si une tumeur est localisée dans la queue, le corps ou la tête du pancréas.
- Avant de changer de retour pour le mode live, assurez-vous d’enregistrer des images pour enregistrer le travail. Notez que tout gel de l’image, qu'il peut arriver que la molette de réglage est libérée, et la sonde d’échographie est encore plus enfoncée dans l’abdomen de la souris. Par conséquent, fixer le réglage de la compression avant de changer le mode de geler.
- Après avoir terminé la mesure du premier plan soit tourner la tête de balayage de 90° en position longitudinale (Figure 17), soit tourner la souris à son côté, pour détecter la dilatation longitudinale des tumeurs. Certaines tumeurs peuvent impliquer le changement de la position de la souris par une visibilité adéquate. Pour les tumeurs de la queue du pancréas, la souris peut être placée sur son côté droit (Figure 10 et Figure 19), pour des tumeurs du pancréas tête sur le côté gauche (Figure 11 et Figure 20).
8. quantification du Volume de la tumeur
Note : Un des objectifs principaux de tous les efforts sont la détermination correcte du volume de la tumeur. Bien qu’il existe plusieurs techniques, une méthode de calcul, y compris la formule d’un ellipsoïde est préférée à l’University Medical Center Goettingen.
- Équipé de tous les diamètres précédemment obtenus trois, calculer le volume approximatif de la tumeur correspondante (Figure 21).
- Également utiliser un système de moteur de la tête de balayage pour exécuter une analyse automatisée de la région de la tumeur avec calcul de volume ultérieur et 3-D-reconstruction.
9. le recouvrement
- Après la numérisation, retirez soigneusement tout le ruban adhésif et retirer soigneusement tous les gel ultrasonique avec tissu sec.
- Transvaser avec soin la souris dans la cage de récupération ( Figure 21). Évitez n’importe quel tissu de revêtement sur la face mouse´s qui pourrait provoquer des troubles respiratoires. Une position latérale pour la récupération doit être préférée.
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Representative Results
L’échographie est une technique polyvalente et non invasif qui est utilisée pour traiter plusieurs questions dans des modèles murins de maladies humaines. Par rapport à tous les autres avantages majeurs des approches d’imagerie sont efficacité haut débit, coût, temps d’acquisition court et imagerie en temps réel. Toutefois, cet outil a besoin d’expertise pour générer des images précises et de haute qualité. Particulièrement dans le cas d’objets non désirés au moins une certaine expérience avec l’imagerie par ultrasons en général est très utile. En ce qui concerne le cancer du pancréas, cet outil permet de déterminer la réponse au traitement, la progression et l’apparition de la tumeur. En outre, par mesure de diamètres différents, il permet une quantification exacte du volume tumoral au fil du temps. Cette étude illustre et décrit en détail l’utilisation de l’échographie haute résolution comme outil de dépistage du cancer du pancréas dans les modèles de souris génétiquement modifiées.
Figure 1 : Palpation abdominale. Fixation main doucement tire vers le haut la queue tandis que non-fixation main commence la procédure en déplaçant doucement verticalement. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Balayage préalable zone vue d’ensemble de tous les éléments nécessaires. la peau désinfection (1), éponges (2) de la gaze, isopropanol 70 % (3), gel ultrasonique avec verre de l’intestin (4), pommade ophtalmique (5), lingettes tissu (6), sparadrap (7), réservoir d’eau (8), tondeuses pour animaux de compagnie (9) dépilatoire crème avec petit récipient (10), bouts de coton à appliquer pommade ou ultrasons gel ophtalmique (11). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Balayage de zone avec vaporisateur Isoflurane. Phase de travail avec porte-sonde réglable (1), chambre de l’induction (2) y compris vaporisateur isoflurane (3). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Appareil à ultrasons. L’échographe est équipé de trois sondes d’échographie et de ports correspondants. Clavier et souris d’ordinateur sont incluses dans le système. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Cage de récupération. Le fond de la cage est préparé avec tissu mince et préchauffé pour permettre un chauffage suffisant après la procédure de numérisation. La température est indiquée en degrés Celsius (° C). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Souris fixe sur scène travail. La souris est placée dans une position couchée sur le stade de travail. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Souris rasée après l’utilisation de tondeuses pour animaux de compagnie. La fourrure abdominale est coupée, mais plus petites parties de cheveux persistent qui provoquent régulièrement des objets. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : Utilisation de crème dépilatoire. Administrer une fine couche de crème dépilatoire sur la région rasée de l’abdomen. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : Abdomen complètement rasé d’une souris. Beaucoup d’eau est utilisé pour rincer tous les restes de crème, seul un retrait complet de fourrure permet une procédure de numérisation optimale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 10 : Côté droit de la souris. Orientation optimale pour la numérisation des tumeurs de la queue du pancréas. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 11 : Côté gauche de la souris. Orientation optimale pour la numérisation des tumeurs pancréatiques de tête. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 12 : Sonde d’échographie sur le ventre de la souris. Pour éviter toute blessure à la souris ne pas utiliser trop de pression. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 13 : Image ultrasonore de la partie abdominale droite. Vaisseau principal des structures telles que l’aorte abdominale et la veine cave inférieure sont situés à proximité de reins et du foie. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 14 : Image ultrasonore de la partie abdominale gauche Entre le rein gauche et de la rate, la structure membraneuse du pancréas se trouve, comme un point de repère, la veine lienalis s’exécute par le biais de l’orgue (flèche jaune) et peut être utilisé comme une structure de directeur. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 15 : Frontière du pancréas. L’estomac (avec contenu) marque la bordure gauche du pancréas (flèche jaune). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 16 : Identification de tumeur pancréatique. Décubitus dorsal avec un hypodense apparaissant tour tumeur pancréatique, la flèche indique la frontière entre les tissus normaux environnants. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 17 : Position longitudinale. Détermination de la longueur de la tumeur du pancréas. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 18 : Analyse longitudinale de la tumeur pancréatique. Brouillage causé par l’air rempli du duodénum. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 19 : Côté droit de la souris : tumeur de la queue du pancréas s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 20 : Côté gauche de la souris : tumeur tête pancréatique s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 21 : Quantification du volume tumoral. Après l’acquisition de toutes les trois diamètres dans les deux positions de balayage indiquées précédemment, un calcul de volume est effectué. Par conséquent, on utilise la formule d’un ellipsoïde : 4/3 π a/2 * b/2 * c/2. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 22 : Récupération. Après que analyse de l’animal est transférée à une plaque chauffante jusqu'à ce que complètement rétablis, notez l’onguent blanc sur l’oeil de la souris. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Avec ce protocole, une description détaillée pour quantifier les tumeurs du pancréas, à l’aide de l’échographie abdominale haute résolution dans des modèles murins transgéniques est fournie. Récemment, Sastra et coll. publié une description détaillée comment quantifier les tumeurs pancréatiques dans les modèles murins, mais aucune instruction visualisées sur la préparation et la manipulation comme condition sine qua non pour toutes les autres étapes ont été indiqué11. L’objectif global de ce manuscrit est de fournir un guide visuel complet pour l’échographie haute résolution chez les souris.
Bien que nous nous concentrons notre description sur les tumeurs pancréatiques endogènes chez des souris génétiquement modifiées, cette méthode peut aussi servir pour les modèles de transplantation orthotopique. Pour les modèles orthotopique, même très petites tumeurs pouvant atteindre 1 à 2 mm peut être détectée réaliserons pour enquêter sur l’apparition de taux et de tumeur de prendre. Palpation abdominale peut être subjectives et difficilement reproductibles, échographie aussi peut être appliqué que sans préalable palpation dans le modèle de la KPC pour détecter l’apparition de très petites tumeurs pancréatiques. En outre, abdominales structures telles que des boucles de l’intestin grêle, remplis d’air peuvent être superposées. À cet égard, il pourrait être utile modifier la position de l’animal sur l’étape de travail. La plupart des tumeurs peuvent être visualisées en position couchée ; Toutefois, certaines tumeurs seulement peuvent être détectés lorsque la souris est placée sur son côté gauche (tumeurs du pancréas tête) ou droite (tumeurs de la queue du pancréas). Ainsi, il est essentiel d’accroître la visibilité efficace d’un positionnement adéquat de la souris.
Visibilité insuffisante des organes abdominaux ou de la variabilité anatomique peut se produire. Pour augmenter la visibilité et la résolution de l’images échographiques, les paramètres de luminosité et de contraste ainsi que l’accent devrait être modifiée en conséquence. Les objets image peut-être dû à la sonde défectueux/faux, l’élimination incomplète des fourrures de souris, des quantités insuffisantes de gel ultrasonique ou pression insuffisante de contact de la sonde avec l’abdomen de la souris. En outre, inclinant légèrement la sonde peut considérablement améliorer la visibilité.
Par ailleurs, la cinétique de croissance tumorale peut être surveillée longitudinalement par petits animaux ultrasons. Principaux avantages de la technique sont faibles coûts (compte tenus de la disponibilité d’une machine à ultrasons), aucune exposition aux rayonnements, courte durée de l’analyse et donc peu souche de souris. Surtout à la lumière des études longitudinales, balayage répétées est facile à réaliser et met peu de pression sur les animaux sans avoir besoin de longues périodes de sédation ou anesthésie qui est nécessaire pour les petits animaux ou IRM scans.
Étant donné les progrès techniques avec des systèmes plus puissants d’échographie sont en cours d’élaboration avec une résolution améliorée et des outils d’optimisation des images de plus en plus automatisés, petit animal, échographie haute résolution sera utilisé plus souvent dans divers préclinique disciplines à l’avenir. Étapes critiques au sein du protocole comprennent la préparation correcte de souris et positionnement, ainsi que corriger l’identification des organes abdominaux et les vaisseaux.
Haute résolution, l’échographie est un outil précieux pour la détection et la quantification des tumeurs pancréatiques dans génétiquement et modèles murins orthotopique. Par rapport aux autres techniques établies d’imaginer cette méthode axée sur les ultrasons combine fois session rapide et rapport coût-efficacité. Étant donné que l’acquisition correcte et l’interprétation des images échographiques requiert expérience et une formation pratique appropriée ce protocole vidéo sert de lignes directrices détaillées pour tous les aspects dans des modèles de cancer du pancréas.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Cette recherche a été financée par la Deutsche Krebshilfe (groupe Eder Max pour AN : 110972), une bourse de thèse de doctorat d’impliquant (pour PME/PMI) et une bourse de la Fondation Else-Kröner-Fresenius (à RGG) à l’University Medical Center Goettingen. Nous remercions Jutta Blumberg et Ulrike Wegner d’assistance technique d’experts. Nous remercions également tous les techniciens animales à l’animalerie de l’University Medical Center Goettingen pour garder la souris. Toutes les expériences ont été effectuées conformément à la réglementation allemande de bien-être animal.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Visual Sonics Vevo2100 High Resolution Ultrasound System, including imaging stage and anesthesia line | FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada | VS-11945 | |
| Vevo 2100 MicroScan Transducer MS-550-D (22-55MHz) | FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada | VS-11874 | |
| Vevo Anesthesia System (anesthesia induction chamber with fresh and waste gas inlet) | FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada | SA-12055 | |
| Vevo Imaging Station (working stage with nose cone for anesthesia supply) | FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada | SA-11982 | |
| electronic pet clippers | Panasonic Marketing Europe, Germany | 5025232484324 | Panasonic ER-PA10-s |
| Labotect Hot plate | Labor tech Göttingen, Germany | 13854 | |
| eye cream (ophthalmic ointment) | Schülke&Mayr, Germany | 9080249 | |
| veterinary isoflurane | Abbvie, Germany | 4831867 | |
| depilatory cream | RB healthcare UK, United Kingdom | 8218535 | |
| 70% ethanol (v/v) in distilled water | TH. Geyer, Germany | 22941000 | |
| ultrasound gel | Asmuth, Germany | 13477 | |
| tissue wipes | Kimberly-Clark Germany, Germany | 7558 | |
| cotton tips | Meditrade, Germany | 75481116 | |
| glass bowl for ultrasound gel | ARC France, France | H1149 | |
| water bowl | W & P Trading Co., USA | B00K2P6PLQ | |
| gauze sponges | Fuhrmann, Germany | 960504 |
References
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