Summary
Abbiamo stabilito un protocollo chirurgico romanzo per l'imaging del due-fotone del fegato di topi dal vivo con l'invasione minima. Con questa tecnica, abbiamo identificato la struttura dettagliata del fegato durante il endotoxemia lipopolysaccharide indotta. Prevediamo che questo metodo può essere utilizzato per determinare l'efficacia del trattamento di reagenti vari per migrazione leucocitaria epatica.
Abstract
La sepsi è un tipo di infezione grave che può causare insufficienza d'organo e tessuto danni. Anche se i tassi di mortalità e morbilità associata a sepsi trattamento estremamente alto, nessun diretto o meccanismo di organo è stato esaminato in dettaglio in tempo reale. Il fegato è l'organo chiave che gestisce le tossine e le infezioni nel corpo umano. Nel presente documento, abbiamo mirato a eseguire imaging videomicroscopia del fegato del mouse dopo induzione di endotoxemia al fine di monitorare la motilità delle cellule immuni, quali neutrofili e macrofagi del fegato capsulari (LCMs). Di conseguenza, abbiamo progettato un nuovo metodo chirurgico per l'esposizione del fegato con la chirurgia mini-invasiva. Topi sono stati iniettati intraperitonealmente con il lipopolysaccharide (LPS), un comune dell'endotossina. Utilizzando il nostro nuovo approccio chirurgico per l'esposizione e l'imaging videomicroscopia del reclutamento del mouse del fegato, che abbiamo trovato che dei neutrofili in proteina fluorescente verde-LysM LPS-trattati (GFP) mouse del fegato è stato aumentato rispetto a quello in tampone fosfato fegato di salino-trattati. Dopo il trattamento LPS, il numero dei neutrofili è aumentato significativamente con tempo. Inoltre, con successo, utilizzando topi CX3Cr1-GFP, visualizzato macrofagi residenti del fegato chiamati LCMs. Pertanto, per studiare l'efficacia di nuovi reagenti per controllare la mobilità immuni in vivo, determinare la motilità e la morfologia dei neutrofili e LCMs nel fegato possono permetterci di identificare effetto terapeutico in organo fallimento e tessuto danni causati da attivazione di leucociti nella sepsi.
Introduction
Il fegato è l'organo metabolico principale nei mammiferi; Esso agisce come una torre di controllo per energia, ormoni e disintossicazione1. Grazie alla sua importanza, i ricercatori hanno condotto molti esperimenti in vitro e in vivo per delucidare i cambiamenti nel fegato durante l'infiammazione. La microscopia intravital è stata usata per catturare immagini in diretta dal fegato2 . Infatti, fegato vari metodi di formazione immagine sono stati introdotti2,3,4,5,6. Tuttavia, al fine di sviluppare un approccio chirurgico più semplificato e raggiungere la stabilizzazione dell'organo bersaglio e le cellule immunitarie, abbiamo progettato un semplice protocollo che possa guidare i ricercatori per ridurre al minimo il loro sforzo per videomicroscopia imaging.
In questo studio, abbiamo introdotto una camera di imaging stabile e romanzo e la tecnica chirurgica che possa essere utilizzata per ridurre al minimo il sanguinamento e possibili infezioni. Abbiamo confermato che il fegato è rimasta intatto per più di 2 h. Con questo metodo, abbiamo identificato correttamente morfologie di LCMs7 e neutrofili sotto condizione settica. Poiché questo metodo minimizza fisici e biologici fattori confondenti quali infiammazione tremante e imprevisto durante la procedura chirurgica, prevediamo che questo metodo potrebbe essere utilizzato per osservare le reazioni acute di cellule immunitarie nel fegato in risposta a i reagenti come LPS.
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Protocol
Tutte le procedure sono state condotte secondo le linee guida istituzionali Animal Care e uso Comitato di Yonsei University College of Medicine, Corea. Proteina fluorescente LysM-verde (GFP; gfp / +) topi8 e CX3Cr1-GFP (gfp / +) topi9 a 8-12 settimane di età sono stati usati per l'imaging di videomicroscopia. Tutti gli strumenti chirurgici sono stati sterilizzati nell'autoclave e disinfettato con alcol al 70%.
1. custom-designed mouse fegato imaging camera con strumenti di supporto
- Fegato di topo imaging della camera di
- Fare un alloggiamento delle seguenti dimensioni per fegato di topo di immagine (Figura 1): camera interna (lunghezza × larghezza 160 mm × 30 mm altezza di 120mm), alloggiamento esterno (100 mm lunghezza × larghezza 100 mm × 24 mm altezza), bulloni (Ф 3 × 30 mm di altezza), noci (Ф 4 mm) e i dadi a forma di ala (Ф 4 mm).
- Misurare l'agente indurente ed elastomero base in rapporto 1:9 per fare un totale di 120 g di silicone.
- Mettere il composto di silicone liquido in una beuta da 250 mL e mescolare bene. Quindi mettere il pallone in un essiccatore e rimuovere le bolle d'aria per circa 1 h sotto vuoto attraverso la pompa.
- Versare la miscela di silicone liquido in una camera del mouse personalizzati alta come 10 mm di altezza e lasciarlo cura per un paio di giorni (Figura 1A).
- Preparazione dei vetrini di copertura ed il fegato fissaggio letto
- Sulla cornice metallica, fissare il vetro di copertura utilizzando colla siliconica. Lasciare asciugare per 1 giorno (Figura 1B).
- Al fine di tenere efficacemente l'acqua distillata per l'obiettivo d'immersione in acqua, una struttura di blocco acqua semipermanente è essenziale. Fare 1 mm colla siliconica di arrotondamento e si induriscono durante la notte.
- Mescolare l'agente indurente e l'elastomero base e poi versarlo in una piastra a 6 pozzetti ad un'altezza di circa 8-10 mm. eseguire il processo di indurimento come descritto in 1.1.2-1.1.4.
2. preparazione del LPS
- Preparare sterile 1 × tampone fosfato salino (PBS) per diluire la polvere di LPS da Salmonella enterica sierotipo enteritidis. (1 × PBS: 137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 10mm Na2HPO4, 1.8 mM KH2PO4).
- Pre-riscaldare PBS in bagnomaria a 37 ° C e aprire con cautela il flacone della polvere LPS (25 mg).
- Tramite un aiuto di dispensare, versare il PBS sterile (5 mL) nel flacone polvere LPS e mescolare delicatamente o sospendere la soluzione per preparare la soluzione di riserva.
Nota: Dopo polvere LPS è liquefatto, Vortex dure può causare bolle. Evitare di fare bolle per minimizzare la perdita quando si effettuano le aliquote in provette da 1,5 mL. - Conservare la soluzione stock di LPS a − 20 ° C e diluirla in una soluzione di LPS di 1 mg/mL per iniezione.
- Iniettare la soluzione di LPS di 1 mg/mL (20 mg/kg) nel peritoneo di un mouse non anestetizzato usando una siringa da 1 mL. Per l'animale di controllo, iniettare lo stesso volume di PBS.
- Attendere per 2 h per risposta infiammatoria sufficiente.
3. preparazione del dextrano del Texas-rosso a macchiare i vasi sanguigni
- Preparare due provette coniche da 15 mL e 10 mL di PBS sterile.
- Diluire la polvere rosso-Texas destrano (25 mg) in 3 mL di PBS e mescolare bene. Trasferire il composto in una provetta conica 15 mL vuota.
- Trasferire il restante PBS (7 mL) nella provetta conica 15 mL contenente la miscela di destrano (3 mL).
- Collegare un siringa filtro da 0,45 µm fino alla punta di una siringa da 10 mL. Il filtro siringa dovrebbe sostituire l'ago.
- Filtrare la miscela di destrano (10 mL). Premere in modo uniforme la siringa al fine di evitare di versare.
- Dispensare 500 µ l di soluzione del dextrano 2,5 mg/mL nel tubo di 1,5 mL di luce-bloccata e conservarlo a − 20 ° C. Una volta scongelato, conservarlo a 4° C.
4. processo chirurgico
- Disinfettare la tabella di chirurgia e tutti gli strumenti usando alcool al 70% prima della chirurgia. Impostare gli strumenti per la chirurgia del fegato, quindi regolare la piastra riscaldante a 37 ° C (Figura 2A, B).
- Per l'anestesia, intraperitonealmente iniettare i topi con 30 mg/kg di tiletamina/zolazepam e 10 mg/kg di xilazina. Queste soluzioni possono essere mescolate e diluite in PBS per iniezione simultanea. Confermare amputate premendo delicatamente la punta del mouse. Procedere passo successivo quando non c'è nessun riflesso.
- Applicare piccole quantità di unguento oculare per prevenire la secchezza della retina di topo.
- Rimuovere i peli del corpo intorno alla zona di addome usando crema depilatoria (Figura 2).
- Iniettare 200 µ l di soluzione di Texas-Red del dextrano (concentrazione di 2,5 mg/mL) tramite la vena caudale o retro-orbitale iniezione utilizzando una siringa da insulina (Figura 2D).
- Delimitare la zona di destra sottocostale con un pennarello. La linea dovrebbe essere disegnata dal processo xifoideo fino alla fine della nervatura. Tagliare l'epidermide con pinze e le forbici (Figura 2E, F).
- Aprire la cavità addominale con delle micro-forbici, pinze ed esporre il fegato con attenzione. Lobo laterale sinistra dovrebbe essere implementato utilizzando tamponi di cotone (Figura 2, H).
- Versare 500 µ l di PBS sterile sulla cavità addominale per prevenire la secchezza del fegato.
- Posizionare il mouse nella posizione destra-decubitus in una camera di misura e applicare una piccola quantità di colla del tessuto per il letto di silicio. Quindi, fissare con attenzione il fegato utilizzando tamponi di cotone (Figura 2I).
Nota: Poiché il tessuto del fegato è estremamente friabile, non meccanicamente estrarre il fegato. Delicatamente stenderla con tamponi di cotone. - Pochi secondi dopo, bagnare il fegato nuovo con 500 µ l di PBS sterile per evitare l'essiccamento fuori del fegato. Posizionare il telaio in metallo sul fegato e fissarlo saldamente con i dadi (Figura 2J).
5. videomicroscopia imaging del fegato con microscopia del due-fotone
- Eseguire software ZEN (Carl Zeiss) per accendere il laser, impostare la lunghezza d'onda 880 nm, e set verde e canali rossi. Regolare la potenza del laser secondo l'intensità di fluorescenza (Figura 3A). Informazioni sul filtro di emissione è come segue: verde/Alexa488, 500-550 nm e rosso/Alexa 555, 575-610 nm.
- Posizionare la camera sul palco imaging e posizionare il 20X obiettivo per l'immersione in acqua, vicino al vetro di copertura.
- Fissare il riscaldatore della gomma di silicone sotto il corpo del mouse di mantenere la temperatura del corpo (Figura 3B).
- Goccia di 500 µ l di acqua distillata sul telaio metallico e poi tirare la lente dell'obiettivo vicino al fegato (Figura 3).
- Regolare la messa a fuoco e determinare la profondità e l'ora dell'area di imaging.
- Formazione immagine di condotta.
- Per l'imaging a lungo termine, iniettare mezza dose della miscela tiletamina/zolazepam e xilazina ogni ora durante la formazione immagine. Durante questa fase è essenziale mantenere la temperatura corporea dei topi a 37 ° C. Sempre tenere d'occhio per il mouse, poiché tempo amputate differisce da ogni mouse.
Nota: Questo metodo non è adatto per il recupero dopo chirurgia e imaging. Sacrifichiamo eticamente il mouse immediatamente dopo la chirurgia. - Controllare i pedali riflessi per ogni 30 min per stabile amputate.
6. analisi dei dati
- Aprire il software di analisi di dati Volocity e quindi importare i dati grezzi in biblioteca nel software.
- Rimuovere il rumore dall'immagine per adattarsi alla situazione e uno snapshot.
Nota: Per ottenere immagini fluide, utilizzare il filtro di 'Bene' o 'Mediana'. Inoltre, è possibile utilizzare la funzionalità di 'Aumento di contrasto' per rendere le immagini sfocate o scure più chiare. - Montare gli elementi modificati al 100% e l'esportazione come file JPEG o TIFF per immagini istantanee e file AVI per i filmati.
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Representative Results
Una camera semplice e molto stabile di imaging è stata ideata. Il fondo della camera era ricoperta di silicone, che ha impedito lo scivolamento del mouse corpo e organi. Inoltre, perché il silicio ha la giusta quantità di elasticità, potrebbe impedire danni attesi indotto dalla pressione della diapositiva coperchio (Figura 1A, C). Secondo, tessuto-cassaforte collante (Vet bond) è stato applicato al fine di risolvere il fegato estratto sul letto in silicone a forma di cerchio. Questo metodo permette di evitare tremore causato da battito cardiaco o movimento respirational. Infine, una diapositiva coperchio metallico era posizionata e fissata da bulloni e dadi basati sulla dimensione corporea dei topi e la posizione del fegato sporgente (Figura 1B–D). Quando l'anestesia è stata eseguita correttamente, è possibile che queste impostazioni imaging potrebbero durare più di 6 h.
Prima di iniziare l'intervento chirurgico, la temperatura corporea dei topi è stata controllata mettendo l'animale in una camera di riscaldamento che è stato pre-impostata a 37 ° C (Figura 2A). Successivamente, per prevenire l'infezione secondaria, tutti gli strumenti necessari per chirurgia del mouse e l'imaging sono stati sterilizzati con alcool al 70% e/o sterilizzato nell'autoclave per prevenire l'infezione secondaria (Figura 2B). Quindi, capelli del corpo del mouse è stato rimosso, in particolare dalla zona addominale, con una crema di rimozione dei capelli (Figura 2). Prima di effettuare l'incisione, la pelle è stata sterilizzata con povidone iodio. Il flusso di sangue era etichettato con destrano Texas-Red via l'iniezione della vena (Figura 2D). È stata tracciata una linea che ha cominciato il processo xifoideo e terminava alle costole destra. Questa linea di incisione sottocostale destra ha aiutato a ridurre al minimo il sanguinamento. Con un bisturi o un micro-forbici, la dissezione è stata avviata; l'addome non è stato aperto troppo per evitare l'espulsione degli intestini dalla cavità addominale (Figura 2E, F). Strati di tessuto grasso e sono stati rimossi con pinze e le forbici micro-dissezione e l'area di incisione era pulita con tamponi di cotone e PBS sterilizzati (Figura 2). Lobo laterale di sinistra, il più grande dei quattro lobi del fegato, è stato tolto con tamponi di cotone e poi attaccato al letto di silicio mediante un legame di tessuto (legame del veterinario). Come il tessuto del fegato era estremamente friabile, il fegato è stato spostato utilizzando tamponi di cotone (Figura 2 H, I). Dopo l'applicazione del metallo vetro di copertura, il fegato è stato sottoposto a imaging. Per prevenire la secchezza, PBS sterile è stato applicato allo spazio tra il fegato e il vetro di copertura (Figura 2J). L'altezza del vetro di copertura è stata regolata con dadi quando necessario.
Microscopia del due-fotone era equipaggiata con X, Y, e Z assi controller di micrometro e schermato con tenda nera (Figura 3A). Il laser è stato stabilmente bloccato in modalità sul software Zen. Per acquisire la formazione immagine stabile, alla deriva di organo bersaglio dovrebbe essere evitata. Pertanto, oltre alla camera di imaging e metodo chirurgico, i fili del pad riscaldamento elettronico erano protetto lontano dal palco imaging e ben organizzata dai nastri appiccicosi (Figura 3B). Infine, una quantità sufficiente di acqua distillata è stato aggiunto alla parte superiore di vetro di copertura per l'obiettivo d'immersione in acqua (Figura 3).
Il flusso di sangue è stato chiaramente indicato sullo schermo dopo l'iniezione endovenosa del dextrano del Texas-Red. Al fine di catturare contemporaneamente sia rosso e verde, abbiamo effettuato la formazione immagine con una lunghezza d'onda di 880 nm. Secondo l'analisi di imaging videomicroscopia, un congruo numero di neutrofili stava circolando sempre il sangue in condizione di PBS. Considerando che, il numero dei neutrofili in LPS topi trattati è stato aumentato significativamente. Si noti che un sacco di neutrofili circolavano all'interno del flusso sanguigno ma non migrano all'esterno della nave in condizioni infiammatorie. (Figura 4A, film supplementare 1). Neutrofili nei topi LPS-trattati sono stati rispettati più saldamente alla superficie luminal della nave, che ha reso più frequenti rilevazione dei neutrofili nel vaso (Figura 4A, complementare Movie 1). A parte la motilità dei neutrofili, LCMs in topi CX3Cr1-GFP sono stati osservati sulla superficie del tessuto del fegato piuttosto che profondo all'interno del tessuto (Figura 4B). LCMs ha mostrato poco movimento o attivazione nel fegato anche in topi LPS-trattati.
Figura 1 . Design dell'alloggiamento del fegato e strumenti sussidiari. (A) versare la miscela di silicone nella camera del mouse personalizzati. (B) dimensioni della diapositiva coperchio metallico (1 pollice = 25,4 mm, Ф = diametro). (C) l'immagine mostra la plastica personalizzati del fegato camera riempita con elastomero di silicone. (D) le altre parti sono stati usati per assemblare la camera del fegato. I dadi e i bulloni di fissaggio sono state fatte di ferro. Le frecce indicate, bulloni e dadi, rispettivamente, in (C) e (D). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2 . Procedura chirurgica per la chirurgia del fegato. (A) metallo e gomma riscaldamento piastre a 37° C e regolatore di temperatura DC prima della chirurgia. (B) generale chirurgia e strumenti di supporto per la chirurgia del fegato (a. cotone tampone e contenitore, b. alcool al 70%, c. carta velina, d. rasoio, crema depilatoria e., f. camera di misura, nastro chirurgico g., piedistallo del fegato fatto in casa di h., i. dadi ad alette e noci, coperchio metallico j. diapositiva, k. micro-dissezione Forbici, pinze l., m. forbici, n. 3-mL siringa, marcatore o., siringa da insulina 0,3 mL p., siringa 1 mL d.). Procedura per la chirurgia del fegato (C-J). (C) applicare crema depilatoria al sito addominale. (D) retro-orbitale iniezione dei topi con destrano Texas-Red. (E) marcatura dell'incisione con un pennarello. (F) l'epidermide con pinze e le forbici da taglio. (G) facendo un'incisione nella cavità addominale. (H) tirando delicatamente il lobo laterale sinistro. (I) allegando il lobo al piedistallo del fegato usando bond vet. (J) immagine della configurazione finale. I dadi sono stati fissati alla diapositiva coperchio metallico, e quindi il vetrino di copertura è stato fissato con dadi ad alette. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3 . Impostazioni per microscopia del due-fotone e fase imaging. (A) vista del due-fotone microscopia (LSM 7 MP) e la fase di formazione immagine, che può muoversi in x e y le direzioni. (B) una camera di imaging del fegato con un rilievo di riscaldamento di gomma è stata fissata con del nastro per coprire il mouse. (C) cadere acqua distillata acqua con una pipetta tra l'obiettivo e copertura in vetro. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4 . Visualizzazione dei neutrofili e macrofagi del fegato capsulari nel fegato di topi live. (A) esteso snapshot di messa a fuoco dei neutrofili nel fegato di topi LysM-GFP. L'immagine di controllo era da topi trattati con PBS. L'immagine di LPS era dai topi LPS-trattati. Immagini sono state acquisite utilizzando un 20x / lente 1,0 NA-immersione in acqua (campo visivo [FOV] = 424.3 µm × 424,3 µm, profondità = 40 µm, fetta intervallo = 1 µm, intervallo di tempo = 60 s, ciclo = 31). Barra della scala = 50 µm. (B) interno e superficie istantanea di zona di LCMs nel fegato di topi CX3Cr1-GFP. Immagini sono state acquisite utilizzando una lente di immersione in acqua di 20 × / 1.0 NA (FOV = 424.3 µm × 424,3 µm, profondità = 40 µm (interno) / 10 µm (superficie), fetta intervallo = 1 µm, intervallo di tempo = 60 s (interno) / 20 (superficie), ciclo s = 31). Barra della scala = 50 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Film supplementare 1. Confronto di PBS trattati fegato contro fegato LPS trattati. Chiara differenza in due condizioni diverse è ben osservato. In LPS trattati del fegato, del numero di neutrofili è aumentato significativamente e la motilità è in diminuzione. La stabilità del film in entrambe le condizioni sono osservate. Il flusso sanguigno è etichettato con destrano Texas Red. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Il fegato è stato studiato attivamente da molti gruppi3,10, a causa dell'importanza della sua funzione. Per esempio, Heymann et al ha suggerito un metodo delicato utilizzando dell'agarosi. Anche se questo metodo è stato trovato per essere altamente precisi, l'impostazione di agarosio richiede tempo. Tuttavia, con la nostra metodologia, tutte le procedure possono essere effettuate entro 30 min, minimizzando altri fattori di confusione. In secondo luogo, il fegato di stabilizzazione è estremamente importante perché il battito cardiaco può disturbare il video. Per eliminare questo fenomeno, abbiamo riposizionato i topi nella posizione di decubito destro.
Un altro passo fondamentale in questo protocollo è stata produzione del telaio di copertura in metallo e la sua posizione sulla barra di metallo. L'ostacolo più importante che abbiamo affrontato era di determinare come superare la friabilità del fegato in conformità con la fissazione del fegato usando una quantità appropriata di pressione. Inizialmente, quando solo i dadi ad alette sono stati applicati per contenere il vetrino di copertura, è stata ostacolata la circolazione del sangue e il fegato era incapace di sopportare il peso della diapositiva coperchio. Invece, abbiamo messo a punto un metodo per rotolare giù i bulloni prima di mettere il vetrino di copertura lungo la barra. Poiché il vetrino di copertura è stato supportato da bulloni, ha dato un po' di spazio per lo spessore del fegato e con la presente, non premere giù duro nel fegato ed ancora mantenuto l'equilibrio e la fissazione. Usando LysM-GFP topi6, abbiamo confermato che questo disegno potrebbe consentire la visualizzazione dei neutrofili in sinusoidi e le vene centrali. Topi CX3Cr1-GFP,5 sono stati utilizzati anche in questo modello al fine di osservare LCMs. LCMs sono stati trovati frequentemente sulla superficie del fegato.
L'altezza del piedistallo del fegato o il letto di silicio, era inoltre essenziale. Se fosse troppo alta, avrebbe interrotto la circolazione del sangue nel fegato. Quando l'altezza del piedistallo del fegato era troppo basso, era difficile mantenere la fissazione stabile del fegato. Perché tutti i topi avevano dimensioni corporee differenti, abbiamo prodotto letti di silicio che aveva diverse altezze utilizzando una piastra a 6 pozzetti, simile a quello utilizzato per la coltura cellulare. In questo modo, siamo stati in grado di personalizzare la camera secondo le dimensioni di ogni mouse. In sintesi, abbiamo progettato un romanzo e un semplice protocollo per videomicroscopia imaging del fegato di topo per studiare la morfologia e la motilità delle cellule immunitarie nel fegato in condizioni infiammatorie.
Questo nuovo protocollo potrebbe essere molto utile ai ricercatori in questo campo che vogliono osservare la risposta immunitaria acuta del fegato. Tuttavia, con questo metodo, i ricercatori non possono condurre a lungo termine imaging per più di 6 h a causa di fissazione del fegato con la colla del tessuto. Questo protocollo è un metodo unico una tantum, e di conseguenza, topi dovrebbero essere sacrificati immediatamente dopo formazione immagine. Quando il fegato è staccato dal letto silicio, il fegato sarà alla fine essere spogliato dal letto, con conseguente sanguinamento eccessivo. Pertanto, il reinserimento e la sutura della zona addominale è impossibile per l'osservazione futura.
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Disclosures
Gli autori non dichiarano concorrenti interessi finanziari.
Acknowledgments
Questo studio è stato sostenuto da una sovvenzione dalla nazionale Ricerca Fondazione della Corea (NRF) finanziata dal governo della Corea (MSIP; grant n. 2016R1A2B4008199 a Y-M. H.) e il Ministero della salute & benessere, Repubblica di Corea (concessione numero: HI14C1324).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Custom designed chamber | Live Cell Instruments | Custom-designed size | |
| Metal cover slide | Live Cell Instruments | Custom-designed size | |
| Cover glass | Electron Microscopy Sciences | #72204-03 | |
| Sylgard 184 Silicone elastomer kit | Dow Corning | ||
| Erlenmeyer flask | DURAN | 21 216 36 | |
| Cell culture plate (Flat type) | HYUNDAI Micro Co. | H31006 | |
| Desiccator | ADARSH | 55204 | |
| High Q BOND SE 5 mL | BJM LAB | To make semi-permanent dam | |
| Flexible Silicone Rubber Heaters | Omega | SRFR/SRFG SERIES, M1250/0800 | |
| DC power supply | Toyotech | DP30-03A | |
| Phosphate-buffered saline | Home-made | ||
| Lipopolysaccharides (LPS) from Salmonella enteria serotype enteritidis | Sigma-Aldrich | L6011 | |
| Texas Red Dextran | Thermo Fisher Scientific | D1830 | |
| 15 mL High-clarity polypropylene conical tube |
FALCON | 14-959-49B | |
| 0.45 μm filter (Minisart Syringe Filter) | Sartorius | 16555k | |
| 1.5ml Micro Tube, Amber | Axygen | MCT-150-X | For light-blocking |
| 1 mL syringe | Korea Vaccine | KV-S01 | |
| 3 mL syringe | Korea Vaccine | KV-S03 | |
| 10 mL syringe | Korea Vaccine | KV-S10 | |
| 0.3 mL insulin syringe | Becton Dickinson | 324900 | |
| Hair removal cream 100 mL | Body natur | ||
| Cotton swab | ABDI | ||
| Zoletil 50 5 mL | Virbac | ||
| Rompun 10 mL | Bayer | ||
| Heating plate | Live Cell Instruments | PH-S-10 | Custom-designed size |
| DC controller | Live Cell Instruments | CU-301 | |
| Microdessection Scissors | Harvard Apparatus | 72-5418 | |
| Scissors | Roboz | RS-5882 | |
| Forceps | Roboz | RS-5137 | |
| Vet bond | 3M | 1469SB | |
| ZEN software (Black Edition) | Carl Zeiss | Program for LSM 7 MP | |
| LSM 7 MP | Carl Zeiss | ||
| Volocity | PerkinElmer | Analysis program |
References
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