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Imagem de Neuroinflammation usando [11C] DPA-713 em um modelo do rato de acidente vascular cerebral isquêmico do animal de estimação

Published: June 14, 2018 doi: 10.3791/57243
Automatic Translation
1, 1, 1, 1,2
1Department of Radiology, Stanford University, 2Department of Neurology and Neurological Sciences, Stanford University

Summary

Imagem de tomografia por emissão de pósitrons (PET) de translocator proteína 18 kDa (TSPO) fornece um meio não-invasivo para visualizar o papel dinâmico de neuroinflammation no desenvolvimento e progressão de doenças cerebrais. Este protocolo descreve autoradiografia TSPO-PET e ex vivo para detectar neuroinflammation em um modelo do rato de acidente vascular cerebral isquêmico.

Abstract

Neuroinflammation é central para a cascata patológica após acidente vascular cerebral isquêmico. Métodos não-invasivos de imagem moleculares têm o potencial de fornecer insights críticos sobre a dinâmica temporal e o papel de certas interações neuroimunológico em curso. Especificamente, imagem de tomografia por emissão de pósitrons (PET) de translocator proteína 18 kDa (TSPO), um marcador da micróglia ativada e células de linhagem mieloide periféricas, fornece um meio para detectar e rastrear neuroinflammation em vivo. Aqui, apresentamos um método para quantificar com precisão usando neuroinflammation [11C]N,N-Diethyl-2-[2-(4-methoxyphenyl)-5,7-dimethylpyrazolo[1,5-a]pyrimidin-3-yl]acetamide ([11C] DPA-713), uma promissora segunda geração TSPO-PET radiotracer, em oclusão de artéria cerebral média distal (dMCAO) em comparação com ratos de operação. MRI foi realizada 2 dias post-dMCAO cirurgia para confirmar o acidente vascular cerebral e definir o local do infarto e volume. Imagens de PET/Computed Tomography (CT) foi realizada em 6 dias post-dMCAO para capturar o pico de aumento dos níveis TSPO após acidente vascular cerebral. Quantificação das imagens de PET foi conduzida para avaliar a absorção de [11C] DPA-713 no cérebro e baço de camundongos dMCAO e sham para avaliar os níveis centrais e periféricos de inflamação. Na vivo [11-C] Captação de DPA-713 cérebro foi confirmada usando ex vivo autoradiografia.

Introduction

Acidente vascular cerebral é a quinta causa principal de morte e das principais causas de incapacidade no Estados Unidos1. Acidente vascular cerebral isquêmico representa a esmagadora maioria dos casos (~ 87%), ocorrem quando há uma ruptura localizada do fluxo sanguíneo para o cérebro (por exemplo, por um coágulo de sangue ou depósito de gorduroso). Suprimentos de oxigênio e nutrientes para as áreas afetadas são subsequentemente reduzidos e uma complexa cascata patológica é iniciada resultando em morte neuronal dentro do núcleo de acidente vascular cerebral (infarto) Além das áreas circundantes. Neuroinflammation é um componente crucial na via que conduz a este dano, com ambas as células imunes do cérebro residente (microglia) e infiltração de células periféricas do sistema imunológico (neutrófilos, células T, células B e monócitos/macrófagos) pensados para contribuir para este destrutivo cascata2,3. Macrófagos e micróglia ativada são centrais para esta resposta de MPTP, com relatos de efeitos deletérios e benéficos após acidente vascular cerebral isquêmico2. Assim, é imperativo para avaliar a contribuição na vivo destas células após apoplexia.

Animal de estimação é uma técnica de imagem molecular 3-dimensional poderosa que permite a visualização de biológico processa na vivo através do uso de moléculas específicas rotulados com positron (β +) emitindo radionuclídeos como 11C, 13N, 15O e a 18F. Este método não-invasivo tem muitas vantagens sobre os métodos ex vivo (por exemplo, imuno-histoquímica) que permite a aquisição de informação molecular em tempo real, em vida sujeitos intacta, e permite a investigação longitudinal. Imagem de animais de TSPO, um marcador da micróglia ativada e células de linhagem mieloide periféricas, fornece um meio para quantificar e controlar respostas de célula imune inata dentro do corpo e pode ser utilizada para avaliar a inflamação após acidente vascular cerebral e resposta à terapêutica intervenções. TSPO, anteriormente conhecido como o receptor benzodiazepínico periférico-tipo, é uma proteína de 18 kDa que acredita-se que desempenham um papel no transporte de colesterol e a síntese de neuroesteroides4. Além disso, a evidência sugere que o TSPO está envolvido na neuroinflammation e sobrevivência neuronal5,6, com relatos de expressão aumentada em muitas doenças neurológicas envolvendo inflamação, incluindo derrame7, demência8, doença de Parkinson9 e esclerose múltipla10. TSPO está localizado na membrana mitocondrial externa e é altamente expressa na periferia, particularmente nos tecidos associados esteroides (por exemplo, glândulas) e com níveis intermediários, vistos no coração, rins e pulmões10. No entanto no cérebro saudável, os níveis TSPO são baixos e restrita principalmente a glia6,11. Após lesão neuronal, como observado em curso, os níveis TSPO no sistema nervoso central (SNC) aumentam significativamente. Este upregulation observado de TSPO pode ser explorada a imagem neuroinflammation in vivo com níveis de expressão, fornecendo um indicador preciso da gravidade da inflamação. Portanto, o objetivo desse método é quantificar com precisão a contribuiçãona vivo de neuroinflammation em um modelo do rato de acidente vascular cerebral isquêmico usando TSPO-animal de estimação.

Vários marcadores TSPO foram desenvolvidos para a imagem latente de PET de neuroinflammation. Aqui, a imagem de TSPO-PET é descrita usando [11C] DPA-71312, uma promissora segunda geração tracer TSPO, que tem demonstrado maior sinal para ruído e menor ligação não específica do que o mais historicamente usado [11C] PK11195 13 . Como exemplo, o modelo do rato de dMCAO do curso foi escolhido para este método de14. Este modelo envolve craniotomia temporal e permanente ligadura da artéria cerebral média distal, resultando em isquemia focal do córtex somatossensorial. Isto é vantajoso em pesquisa pré-clínica do curso devido a grande reprodutibilidade de danos isquêmicos e baixa taxa de mortalidade associada com este modelo. Até à data, estudos de imagiologia TSPO-PET ainda tem que ser relatado no modelo dMCAO de roedores. No entanto, PET imagem estudos anteriores usando o modelo de oclusão (MCAO) da artéria cerebral média, um modelo de curso mais severo e variável, em camundongos e ratos, relataram expressão TSPO de aumentar de dia 3 e o pico em torno do dia 7 acidente vascular cerebral15, 16,17,18. Portanto, realizamos PET imagem 6 dias post-dMCAO para coincidir com elevada expressão de TSPO. [11-C] DPA-713 captação no cérebro foi avaliada em ipsilateral (enfartado) e hemisfério contralateral. TSPO-PET foi combinada com a ressonância magnética, permitindo a delimitação exacta de infarto e contralaterais regiões de interesse (ROIs). Aqui nós descrevemos uma baseados em atlas e uma abordagem orientada por MRI ROI para calcular a absorção de DPA-713 [11C]. Captação de radiotracer no baço também foi avaliada para investigar os níveis periféricos de inflamação entre grupos. Este método tem o potencial de fornecer insights críticos sobre a spatiotemporal dinâmica e o papel das interações específicas neuroimunológico em acidente vascular cerebral e outras doenças neurológicas.

Protocol

Todos os estudos em animais foram realizados em conformidade com o painel administrativo no laboratório Animal conta (APLAC) na Universidade de Stanford, um programa credenciado pela Associação para a avaliação e acreditação do cuidado de Animal de laboratório. Antes deste procedimento, ratos fêmeas de três meses C57BL/6 foi submetido a cirurgia dMCAO, seguindo o procedimento padrão e condições estéreis14.

1. ressonância magnética (cirurgia de Post-dMCAO 2 dias)

  1. Abra o software operacional (ver Tabela de materiais) e set-up a aquisição através da criação de um novo exame. Selecione o localizador e turborare T2 sequências no Gerenciador de paleta e arraste para a janela do exame.
  2. Segura o respiratório e aqueça sondas para a cama de rato usando fita macia e coloque uma tira de protetor absorvente de preenchimento ao longo de ambos para criar um ambiente estéril.
  3. Anexar um aquecedor de ar à cama animal e ligue o ventilador para que o ar quente é sobre e mantendo o mouse aquecido. Usar um sistema automatizado de acompanhamento para assegurar a temperatura corporal e taxa de respiração são mantidos em níveis adequados para a duração da verificação.
  4. Anestesia o mouse em uma câmara de indução usando 3% de isoflurano inicialmente, então manter em 1-2% (2 L/min, 100% O2). Certifique-se de que uma almofada de calor está ligada com a câmara de indução para aquecer o mouse durante a indução. Uma vez anestesiado, aplica lubrificante do olho para o mouse para evitar a secagem e a formação de úlceras da córnea.
    1. Ligue o sistema de anestesia (1-2% de isoflurano, 2L/min 100% O2) conectado ao scanner MRI e transferir o animal para a cama de rato.
    2. Posição do rato cabeça-propenso a para a barra de mordida e a correção orelha barras no lugar, certificar-se de que eles não se projetam fora do diâmetro da cama.
    3. Deslize a bobina de RF na cabeça de rato e empurre a bobina e a cama na perfuração, colocá-lo especificamente para isocentro.
    4. Adquirir o localizador para ver a posição do mouse em todas as 3 dimensões e usar esta imagem para definir o volume de turborare T2 (TE: ms 33, TR: 2.500 ms 2 médias, 17 fatias, resolução 0.083 x 0,92 mm, altura total de 2 min e 40 seg) aquisição. dMCAO cirurgia resulta em um infarto no córtex somatossensorial14; Portanto, garantir que esta região é coberta na imagem ponderada em T2.
    5. Remover os ratos do scanner e recuperar os ratos em uma câmara aquecida.

2. PET/CT calibrações e configuração de fluxo de trabalho (6 dias Post-dMCAO cirurgia)

  1. Criar um fluxo de trabalho de imagens no software do scanner-operacional para incluir uma aquisição de atenuação do TC, 60 minutos C-11 dinâmico PET aquisição (350-650 keV nível discriminação, 3.438 ns coincidência janela), histograma (20 frames: 5 x 15 seg, 4 x 1 min, 11 x 5 min; com correção do tempo morto) e uma reconstrução 3DOSEM-OP (2 iterações, 18 subconjuntos) 128 x 128 x 159 de criar imagens com 0.776 x 0.776 x tamanho de voxel 0.96 mm.
  2. Execute a fonte de raios-x de condicionamento através do painel de calibração CT localizado no canto superior esquerdo da interface. Esta calibração deve ser efectuada semanalmente ou antes a verificação se o sistema não foi utilizado no passado 48 h.
  3. Execute o claro/escuro (D/L) e o deslocamento do centro (c/o) calibrações.
    1. Botão de calibração de imprensa do CT (X) na parte superior esquerda da interface.
    2. Selecione D/L e c/o para o arquivo de CT que você está executando, retire a cama o pórtico e executar a calibração de D/L.
    3. Inserir a cama de ferramenta de calibração de scanner e executar a calibração de c/s, certificando-se de mudar a seleção na interface para "ferramenta de calibração", em vez de "paleta de 70 milímetros".
  4. Remover a ferramenta de calibração e retornar a cama PET padrão, certificando-se de alterar a seleção na interface de volta para "paleta de 70 milímetros".
  5. Assegurar uma cama de imagem 4-mouse na plataforma de scanner usando fita e prenda o tubo de anestesia (Figura 1A). Certifique-se de que isoflurano está fluindo através dos tubos e que existem sem dobras.
  6. Empurre a cama para a frente assim que é no centro do campo de visão (FOV), feche a porta do CT e obter uma visão de escoteiro de CT para garantir que a cama está na posição correta.
  7. Execute uma "padrão" calibração do scanner PET/CT usando um fantasma fabricado internamente contendo uma dose conhecida da solução de C-11 como uma fonte de radiação.
    1. Prepare uma seringa de 20 mL enchida com a dose de rastreamento equivalente à que administrada a um rato (~ 250-350 µCi/9 - 13 MBq do tracer C-11 diluído em solução salina).
    2. Registrar a atividade no padrão usando um calibrador de dose e observe o tempo de medição.
    3. Realizar um exame de PET/CT da norma usando os mesmos parâmetros exatos que serão usado para ratos de imagem (como descrito acima). Fazer esta semana para criar um fator de correção para o scanner PET aplicar os dados de imagem.

3. espaço de trabalho instalação para tratamento de imagens de PET/CT

  1. Criar um ambiente esterilizado usando um desinfetante com virucida (ver Tabela de materiais) e colocação de protecções absorvente em todas as superfícies.
  2. Certifique-se de tanques isoflurano e oxigênio são devidamente preenchidos.
  3. Prepare os cateteres de veia da cauda encher uma seringa de 1 mL (equipada com uma ponta de agulha de 27,5 G) com 0,9% de cloreto de sódio (solução salina estéril) e irrigando através uma 27,5 G, cateter de borboleta 24 cm. Cortou as asas do cateter antes de canulação para garantir que eles não bloquear a visão da veia da cauda e ajudar com facilidade de mover os ratos no scanner, sem deslocamento do cateter.
  4. Certifique-se de todos os equipamentos essenciais é colocado para fora na estação de trabalho incluindo reposição seringas "flush" (preenchidas com solução salina estéril), lubrificante de olho, amostras de etanol, lâmpadas de calor, preparado cateteres (previamente preenchidos com solução salina), cola de tecido, fita cirúrgica, seringas de dose de 0,5 mL, tesoura e um isqueiro para selar o cateter após a colocação bem sucedida na veia da cauda (Figura 1B).

4. animal preparação e canulação

  1. Pese de ratos para determinar o volume máximo permitido para ser injetado em cada rato (ou seja, o volume do tracer e qualquer obrigação administrada salina não exceder 10% do peso corporal).
  2. Ratos em uma câmara de indução usando 3% de anestesiar isoflurano e manter-se em 1-2% (2 L/min 100% O2).
  3. Aplique o lubrificante do olho para cada rato e confirmar anesthetization através do reflexo de pedal (pitada de dedo do pé). Ajuste os níveis de anestesia, se necessário.
  4. Coloque o mouse sobre uma cama aquecida equipada com um cone de nariz para entregar isoflurano em 1-2% (2 L/min 100% O2).
  5. Enquanto o mouse está anestesiado, realize a cateterização da veia cauda usando o seguinte protocolo:
    1. Posicione o mouse de lado para expor uma das veias laterais, enquanto permanece cabeça do cone de nariz.
    2. Aquecer a cauda usando uma lâmpada de calor, tomando cuidado para não superaquecer ou queimar a cauda e esfregue com uma compressa com álcool para dilatar a veia e esterilizar o local da injeção.
    3. Levante a agulha com o bisel e alinhá-lo com a veia em ângulo agudo.
    4. Levemente aplique pressão para perfurar a pele e nivele a agulha para que está de acordo com a veia.
    5. Empurre suavemente para a frente alguns milímetros passado bisel então a agulha entra na veia.
    6. Confirme que o cateter é através da administração de um flush de pequenas (10-20 µ l) de soro fisiológico. A solução salina deveria deixar a seringa sem problemas e a veia de esclarecer. Se for observado qualquer pressão de resistência ou de volta, é provável que o cateter não é na veia e re-tentando canulação é aconselhável. Se for observada a coagulação, use heparina (heparina 1.000 unidades por solução salina mL) para instalação de canulação e rubor.
      Nota: Nós avaliaram canulação com e sem heparina na cepa de rato de interesse, e desde que não há coagulação observou-se, solução salina sozinha foi usada para cânulas.
    7. Fixe o cateter com a cauda, utilizando uma pequena gota de cola de tecido, seguida de fita cirúrgica, para garantir que o cateter permanece imóvel ao transferir os ratos para o scanner.
    8. Remova a seringa nivelada da extremidade do cateter e sele a extremidade com o isqueiro, garantir o pesquisador não é perto de qualquer isoflurano ou etanol.
    9. Repita para 3 mouses adicionais para que todos os 4 mouses a serem analisadas são canulados e preparados.
  6. Ligue o fluxo de anestesia (2,5% de isoflurano, 2 L/minuto 100% O2), ligado ao PET/CT e cuidadosamente posição os ratos propensos do scanner, garantindo os cateteres permanecem no local e cabeça do cada rato é reto e seguro dentro do cone de nariz. Fita na cabeça e o corpo de cada rato para a cama com fita cirúrgica macia, garantindo a respiração não é restringido pela colocação da fita. Grave a posição de cada rato para permitir a correta localização e alocação de grupo para análise de imagem.
  7. Manter os ratos aquecidos durante todo o procedimento (por exemplo, usando uma lâmpada de calor ou sistema de bomba de ar quente para garantir que os ratos são mantidos quentes sem sobreaquecimento). Monitorar a frequência respiratória de todos os mouses, visualmente se usando um pórtico aberto ou através de um sistema de monitoramento remoto usando almofadas respiratórias e alterar os níveis de anestesia, se necessário.

5. CT aquisição

  1. Uma vez que os animais são seguros na cama e respiração é estável, ligue o laser Cruz cabelos e mover a verificação de uma cama para que fiquem alinhados com o cérebro de todos os quatro mouses. Entrem do scanner para a posição de aquisição (posição 3) com os cérebros dos ratos como perto do centro do FOV quanto possível.
  2. Adquira uma imagem de exibição do olheiro dos ratos para verificar sua posição (uso um FOV de 200 mm) e ajustar a posição arrastando a caixa FOV na interface se for necessário. Clique em "Iniciar fluxo de trabalho" no software do scanner para começar a varredura de CT, certificando-se de selecionar "exibir avisos de usuário interativo" para que o PET-CT pode ser iniciado manualmente antes da injeção do traçador.

6. [11C] Dose de DPA-713 preparação

  1. Sintetizar [11C] DPA-713 conforme descrito anteriormente,12, garantindo que você está usando o apropriado EPI (equipamentos de proteção individual) para a manipulação de radioatividade, incluindo um jaleco, luvas e dosímetros pessoais de dedo e corpo. Certifique-se você muda de luvas regularmente para evitar a contaminação radioativa e aumenta sua distância da fonte radioativa quando possível.
  2. Use fórceps para transferir cuidadosamente o frasco radiotracer atrás de um escudo de chumbo.
  3. Preparar as seringas de dose de 0,5 mL para cada rato contendo aproximadamente 250-350 µCi/9-13 MBq em volume de 100 a 200 µ l para garantir uma dose adequada para uma tomografia dinâmica de 60 minutos (dose administrada deve ser determinado considerando a meia-vida do isótopo e linha do tempo do estudo de design, com o volume, dependendo do peso do mouse).
  4. Medida a atividade usando um calibrador de dose definida como C-11, localizado em estreita proximidade com as cânulas e gravar os tempos de medição e injeção para ativar correção de decadência. Elaborar as doses antes das extremidades de CT para limitar a deterioração e assegurar o nível desejado de radioatividade serão injetadas em cada rato.
  5. Verifique se não há nenhuma bolha de ar na seringa dose antes de medir a atividade e injetar em cada rato.

7. PET aquisição

  1. Uma vez que os ratos avançam automaticamente do CT para PET, defina até a parte traseira do scanner para injeção de DPA-713 [11C] (Figura 1C). Coloque protecções absorvente em uma borda e certifique-se de uma tesoura e isqueiro estão à sua disposição.
  2. Corte o tubo de cateter selado com uma tesoura, ver as linhas do cateter são claras de quaisquer bolhas, confirmam que a cânula está ainda dentro da veia, realizando uma salina 10-20 µ l. Carrega as seringas de dose medida da etapa 6.4 em cada um dos 4 cateteres, manter o controle de qual dose foi dada para cada rato.
  3. Clique em "Okey" quando a tomografia está pronta para começar enquanto simultaneamente começando um temporizador de 10 segundo. Tenho dois pesquisadores na parte de trás do scanner com as seringas de dose na mão, para injetar todos os 4 mouses simultaneamente sobre o timer chegar a zero. Irrigue cada cateter com 50-100 µ l de solução salina (dependendo do comprimento do tubo de cateter — ou seja, o volume morto) para certificar-se de que a dose total entra a veia da cauda e selar novamente o tubo mais uma vez, usando um isqueiro.
  4. Medir as seringas de dose usando um calibrador de dose para obter um valor de radioatividade residual (qualquer marcador deixada na seringa). Tome nota dos valores e o tempo que são registados.
  5. Uma vez que a varredura está completa, casa da cama de PET para a posição original usando o botão "home" horizontal dentro o movimento painel de controle. Remover os ratos do scanner e remova cuidadosamente o cateter. Aplica suavemente a pressão no local de canulação para impedir o sangramento excessivo.
  6. Medir a atividade residual no cateter utilizando um calibrador de dose conforme descrito anteriormente.
  7. Se os ratos estão a recuperar assegurar isto é feito num ambiente quente (por exemplo, em uma caixa com uma almofada aquecida por baixo ou contendo uma luva cheia de água quente) para facilitar a recuperação. Se pretende abater os ratos, coloque os ratos em uma câmara de indução contendo isoflurano para que eles permaneçam anestesiados antes da eutanásia através de perfusão.
  8. Para reconstruir os dados, abra o software de gestão de pós-processamento (veja a Tabela de materiais), que automaticamente irá reconstruir cada digitalização usando os dados de histograma que foi gerados a partir do arquivo lst.

8. cérebro autoradiografia

  1. Antes do experimento, apaga o filme digital autoradiografia, expondo para branco luz por 10-15 min e manter-se em uma área livre de radioatividade até o uso.
  2. Prepare as seringas de dose de 0,5 mL para cada rato contendo aproximadamente 1,0-1,5 mCi/37-56 MBq para garantir uma dose adequada por autoradiografia.
  3. Medir a radioatividade na seringa dose, usando um calibrador de dose, antes da injeção para obter uma leitura precisa da atividade.
  4. Canule como descrito anteriormente e injetar camundongos imediatamente em uma área adequada para a radioactividade.
  5. Remover o cateter após a injeção e medir a radioatividade residual.
  6. Deixe os ratos em uma câmara de aquecimento por indução para que eles permaneçam anestesiados antes da perfusão e da eutanásia.
  7. Realizar eutanásia enquanto ratos são profundamente anestesiados (inalação contínua de 4% isoflurano, 2L/min 100% O2) via perfusão de PBS e injeção de DPA-713 toracotomia bilateral 30 min pós-[11C].
    1. Abrir a cavidade abdominal e atravessou o diafragma para expor o coração.
    2. Insira uma agulha de infusão cateter borboleta no ventrículo esquerdo do coração, e cortar o átrio direito e veia cava inferior.
    3. Perfundir lentamente com PBS (~ 20-30 mL) utilizando uma seringa de 20 mL.
  8. Remova cuidadosamente o cérebro do crânio usando fórceps e a tesoura.
  9. O cérebro em um molde de congelação cheio de temperatura de corte ideal líquido (OCT), tornando a certeza de que o cérebro é o nível e centrado dentro do molde, com os bulbos olfatórios orientados para os entalhes no molde (para fornecer pontos de referência e orientação uma vez o cérebro é removido do molde).
  10. Molde de lugar em gelo seco para 10-15 min ou até a OCT se torna opaca.
  11. Coloque cada molde no conjunto de micrótomo criostato a-18 ° C, imediatamente e equilibrar por 10 min antes da montagem.
  12. Descascar o molde de congelação e montar o cérebro à plataforma do micrótomo, usando uma pequena quantidade de PTU fresco como a "cola".
  13. Deixe o cérebro montado em micrótomo para congelar por 2 min.
  14. Cortar o cérebro até o local do acidente vascular cerebral é exposto (ou seja, ROI). Use a imagem do senhor para localizar o infarto dentro do cérebro de cada animal. Para dMCAO, que esta deve ser consistentemente no córtex somatossensorial; no entanto, o comprimento do traço pode variar ligeiramente.
  15. Seção da região do cérebro abrangendo o infarto, colocação de 20 µm de espessura seções em corrediças do microscópio de vidro rotuladas com o número apropriado do mouse.
  16. Abra a gaveta de autoradiografia e forre o fundo da fita com uma folha de película aderente. Organize os slides seção para cima no topo o envoltório de saran na gaveta e tome nota da posição de cada slide. Opcionalmente, tire uma foto a colocação do slide para auxiliar com análise posterior.
  17. Delicadamente, coloque outra camada de película aderente na parte superior (depois de esperar ~ 2 min após a colheita da última seção do cérebro - permitindo que ele seque e aderir ao slide) e coloque cuidadosamente o filme digital autoradiografia (lado branco virado para baixo) em cima dos slides.
  18. Fechar a gaveta e deixar no congelador-20 ° C, permitindo que as seções se decompor no filme para um tempo de exposição adequado (~ 5-10 meias-vidas).
  19. Digitalizar o filme após o tempo de exposição, usando um gerador de imagens de fósforo para gerar uma imagem digital para posterior análise.

9. análise de imagem dinâmica de PET

  1. Abra o software de análise de imagem (consulte a Tabela de materiais) e clique no ícone "abrir dados" para carregar a imagem de CT (como a fonte) e o ícone "acrescentar dados" para carregar o PET dinâmico (como referência).
  2. Realizar um controle visual da qualidade dos dados através do operador de séries temporais no menu drop-down: selecione referência ("ref") e "global" e aplique um apropriado min e max para a escala de cores. Visualizar os dados de PET dinâmicos quadro a quadro, verificar a absorção de radioatividade e verificação de qualquer movimento confunde dentro o scan.
  3. Crie uma imagem de PET média usando o operador"aritmético".
    1. Escolha "média selecionada", desmarcar "ref" e garantir a entrada 1 ("Inp1"), entrada 2 ("Inp2") e estrela de entrada ("Inp *"-inclui o resto dos quadros da PET na varredura) são selecionados para criar uma média de todos os quadros de PET.
    2. Vá para a aba "data manager" (DM) e arraste a imagem média até a posição "input1" para fins de visualização. Redistribua a escala de cores clicando sobre o cálculo automático na ferramenta "min-max".
  4. Registre o CT ao arquivo PET médio usando a função "automática 3D" no menu suspenso "re-orientation/registo".
    1. Selecione "ref" e "Inp1" e escolha "rígido", "rápido", registo "Inp1 para Ref". Verifique visualmente o registro em todas as 3 dimensões e ajustar manualmente se necessário na aba "manual 3D" usando as funções de "tradução" e "rotação".
    2. Quando estiver satisfeito com o registro, selecione "Inp2" e "Inp *" e se aplicam a todos os quadros de PET clicando na marca de verificação. Clique com o botão direito sobre os arquivos CT e PET em DM e salve como cru.
  5. Cortar o cérebro de um rato em um momento para análise do cérebro usando o CT como um guia: selecione "corte" do menu drop-down e arrastar os limites de imagem para cortar a cabeça do rato abaixo do tronco cerebral. Reorientar as imagens de PET e CT, usando a função "manual 3D reorientação" conforme descrito acima, para que o crânio é em linha reta em todas as dimensões.
  6. Carregar na imagem do senhor para esse rato (no formato DICOM) usando o botão "acrescentar dados" na parte superior esquerda da interface. Mova o senhor usando a "reorientação 3D manual" e se encaixa no crânio dentro da imagem do CT (certifique-se de todas as modalidades estão na mesma orientação).
  7. Desenhe o traço ROI na imagem senhor usando a ferramenta ROI"3D".
    1. Desativar a visualização de PET desmarcá-lo na guia visual controlador (VC) e usar apenas o senhor e o CT para desenhar o ROI.
    2. Clique no botão para criar um novo ROI e o nome "infarto" no "Adicionar ROI". Selecione a ferramenta"spline", botão esquerdo para desenhar a borda ROI e clique com o botão direito para fechá-lo.
    3. Repita a todas as fatias, englobando o stroke, certificando-se de não capturar qualquer do crânio no ROI, com melhores práticas, sendo que deixa uma lacuna de voxel entre a fronteira de crânio e derrame ROI.
  8. Gera um ROI contralateral utilizando o volume de infarto.
    1. Criar um novo ROI e rotulá-la "contralateral". Clique com o botão direito sobre o ROI Infarct e selecione "exportar". Arraste o ROI para a posição 2 ("Inp1").
    2. Com apenas "Inp1" selecionada, aplique um flip direito esquerdo usando a função de "operador" dentro do menu "reorientação/registo". Marque a caixa "ROI", escolha "ver somente" e mover manualmente o ROI de novo à região idêntica no lado contralateral. Selecione o operador a "aritmética" e aplicar uma multiplicação escalar de 2 para o ROI de novo, permitindo a quantificação independente de ROIs.
    3. Retornar para a ferramenta de ROI do 3D. Vá para a aba "perito e experimental" e clique no botão "importar ROI". Selecione Inp1 na caixa de diálogo para carregar o novo volume como o ROI contralateral.
  9. Clique com o botão direito na imagem média PET e descarregá-lo e volte a ligar o PET. Gere os resultados de captação quantitativa usando o ícone "exportar resultados" dentro da ferramenta ROI a 3D.
  10. Realizar análise de cérebro dividido adicionais se desejar (ou seja, automatizado de ROI geração de direito contra regiões de hemisfério esquerdo do cérebro usando um módulo de plugin de atlas de cérebro de rato 3D para Vivoquant software).
    1. Re-carrega as imagens de PET/CT registradas.
    2. Importe o atlas do cérebro de rato, clicando no menu "módulos avançados" e selecionando a ferramenta de atlas 3D do cérebro. Selecione "todas as regiões esquerda/direita" em "configurações avançadas" e clique em "executar" para importar o atlas 3D.
    3. Ajuste manualmente o atlas dentro do cérebro usando o crânio como uma fronteira.
    4. Execute novamente o atlas certificando-se que "importar ROI 3D" é verificado para gerar uma planilha de resultados para todos os 14 ROIs do hemisfério esquerdo e direito (medula, cerebelo, mesencéfalo, ponte, córtex, hipocampo, tálamo, hipotálamo, corpo estriado, pallidum, bulbos olfatórios, corpo caloso e substância branca).
  11. Quantificar a captação do traçador no baço usando o scanner software operacional (ver tabela de materiais).
    1. Carrega arquivos de imagem de PET e CT realçá-los no banco de dados e clicando em "análise geral".
    2. Clique na guia registro e co registrar imagens de PET e CT clicando no ícone "matrícula rígida".
    3. Clique na guia de quantificação de ROI, clique no ícone "criar ROI" e nomeie-o baço.
    4. Escolha a ferramenta "esfera" desenhar baço ROIs usando o arquivo de CT para referência, garantindo que não há nenhuma sobreposição com captação renal (usando a imagem do animal de estimação e um sinal para evitar repercussões dos rins).
    5. Edite o ROIs para manter volumes ROI consistentes entre animais.
  12. Calcule um valor padrão de correção para normalização da captação.
    1. Carregar os dados de PET/CT do exame padrão e criar um cilindro ROI englobando a seringa de 20 mL, usando a ferramenta "manual 3D ROI".
    2. Obter o nível de radioatividade contido dentro do padrão usando o ícone de planilha.
    3. Use este resultado nCi/cc e a radioactividade original gravada para o padrão (ou seja, a medição do calibrador de dose do padrão da nCi/cc) para criar um fator de correção para valores de absorção de PET. Ou seja, divida a radioatividade da norma gravada pelo calibrador de dose por radioatividade calculada a partir da imagem de PET da norma.
  13. Use as atividades de dose e tempo de medições a decomposição correta para o momento da aquisição de PET para todos os mouses (i. e calcular a actividade de dose no início da tomografia).
  14. Repita para os valores residuais e subtrair a dose corrigida de decaimento para calcular a atividade exata de cada animal recebida.
  15. Depois de aplicar esta correção de decadência, aplicam-se também a correção padrão para certificar-se de que os dados estão no nível de atividade certa. Assegurar que estas correcções são aplicadas aos resultados ROI desenhados manualmente e regiões cerebrais atlas ROI dados relevantes do cérebro para localização de dMCAO (ou seja, o córtex, hipocampo e corpo estriado).
  16. Calcular o %ID/g para todos os ROIs utilizando a seguinte equação: %ID/g = (radioactividade ROI na nCi/cc / decadência corrigido dose recebida no nCi/cc) x 100. Lote %ID/g em função do tempo usando o software gráfico para gerar curvas de atividade de tempo para cada ROI.
  17. Use o software do scanner para geração de figura e visualização de imagem final. Normalizar as imagens de acordo com a dose corrigida de decaimento recebido por cada rato no momento da digitalização, garantindo todas as imagens estão na mesma escala %ID/g.
    Nota: é necessário para permitir a comparação precisa de imagens de diferentes ratos e/ou imagens a partir de estudos realizados em dias diferentes

10. autoradiografia análise de imagem

  1. Abra a imagem digital (arquivo .gel) no software ImageJ. Ajustar o brilho e o contraste para visualmente limiar a imagem e aplicar uma cor apropriada "tabela de pesquisa".
    Nota: Royal com mais precisão assemelha-se a escala de cores usada em PET.
  2. Use o Gerenciador de ROI para desenhar manualmente ROIs em torno de infarto e regiões contralaterais correspondentes.
  3. Use a função de medida para quantificar a intensidade do pixel média de cada ROI e exportar os resultados. Plotar utilizando o software estatístico.

Representative Results

Os ratos foram submetidos a ressonância para verificar o golpe bem sucedido e [11C] DPA-713 PET foi realizado pela verificação de 4 ratos simultaneamente. PET, CT e o senhor imagens foram co registrado antes manualmente desenho cérebro ROIs e realizar a análise de atlas de cérebro dividido semi-automático, para investigar a captação do traçador em regiões ipsilaterais e contralaterais (Figura 2).

Imagens de PET/CT e curvas de tempo atividade (atividade de TAC-radiotracer como uma função do tempo) exibem aumento [11C] DPA-713 captação no ipsilateral versus contralaterais hemisférios(Figura 3). Quantificação de imagens dinâmicas de cérebro de PET, usando resumiu dados de 50-60 min, revelaram um aumento significativo no marcador captação (% ID/g) no ipsilateral (enfartado) em comparação com o hemisfério contralateral em dMCAO, mas não em ratos de Souza usando o desenhada manualmente Abordagem ROI (Figura 3B). Também observou-se aumento da absorção do hemisfério ipsilateral entre ratos dMCAO e sham. Não há diferenças significativas entre os hemisférios ipsilaterais e contralaterais foram observadas usando a abordagem de atlas, provavelmente devido o atlas ROIs sendo maiores que o tamanho do infarto (geralmente restringido ao córtex somatossensorial), portanto, diluir a sinal. No entanto, aumento da absorção total em dMCAO comparado a farsa foi observado para todos os ROIs, que alinha com relatórios anteriores usando ratos do modelo MCAO, demonstrando aumento da expressão TSPO em regiões fora do infarto19. Ipsilateral/contralateral rácios foram aumentados na dMCAO contra ratos Souza usando ambas as abordagens; no entanto, essa diferença só foi significativa no córtex, usando a abordagem de atlas do cérebro devido à maior variação na abordagem de ROI. Isto pode ser superado pelo aumento do número de ratos em cada grupo. Quantificação da captação de DPA-713 [11C] no baço mostrou que não houve diferença significativa entre os grupos (Figura 4).

Cérebro dMCAO rato PET imagem resultados foram confirmados por ex vivo de alta resolução digital autoradiografia (Figura 5). Captação de DPA-713 aumento [11C] foi observada em tecido enfartado com sinal negligenciável no tecido cerebral saudável. Quantificação dessas imagens revelou ipsilateral rácios contralateral, variando de 1,4 a 2.09 em ratos dMCAO.

Figure 1
Figura 1: PET Scanner e set-up de trabalho. Todos os espaços de trabalho estavam cobertos de protecções absorvente para criar um ambiente estéril. (A) depois de calibrações, uma cama de rato 3D-impresso, equipada para 4 ratos de imagem simultaneamente foi assegurada no scanner e cones de nariz para todos os 4 mouses anexados à anestesia. (B) equipamento necessário para a imagem latente de PET foram preparados com antecedência, incluindo cateteres de 27,5 G de solução salina-cheia, lubrificante de olho, cotonetes de etanol, lâmpadas de calor, fita cirúrgica, cola de tecido, seringas de dose de 0,5 mL, tesoura e um isqueiro. (C) para injeção radiotracer, coloque soro fisiológico-flush seringas e uma tesoura na parte de trás do scanner. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: ROI ipsilateral/Contralateral e direita/esquerda-Split hemisfério do cérebro processo de análise de imagem PET Atlas. Análise de imagem software foi usado para determinar a absorção de traçador ipsilateral e contralateral regiões de interesse (ROIs) usando manualmente desenhadas ROIs e uma abordagem semi-automática atlas 3D de inconsistência. Registro automático de PET/CT 3D foi realizado seguido de registro manual do cérebro MRI dentro do crânio de rato correspondente definido na imagem do CT. A ferramenta ROI 3D foi usada para desenhar manualmente ipsilateral (vermelho) e contralaterais ROIs (verdes) usando o infarto na RM como uma referência. Para a abordagem de cérebro dividida, o atlas do cérebro de rato esquerda/direita-split 3D foi carregado e instalado dentro do crânio, conforme definido pela imagem CT. ROIs cérebro usados para quantificação neste Atlas do cérebro de rato 3D incluíam córtex esquerdo (cinza escuro), hipocampo esquerdo (centáurea azul), esquerda Striatum (fundo rosa), córtex direito (vermelho tomate), hipocampo direito (verde) e direito Striatium (ciano). A absorção de [11C] DPA-713 em cada região foi obtido no nCi/cc e foi posteriormente convertido ao %ID/g por normalização para a dose de correção de decaimento no tempo de varredura para cada rato. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3 : Representante na Vivo [11C] DPA-713 cérebro captação em DMCAO e ratos Sham. (A) imagens de PET/CT dinâmico e TAC demonstrar aumento [11C] DPA-713 captação no córtex ipsilateral de ratos que foram submetidos a DMCAO (n = 3) e um ligeiro aumento para sham (n = 3) operado ratos, com ratos DMCAO demonstrando significativamente maior contraste em dose injetada percentagem entre o infarto e o lado contralateral do cérebro (%ID/g). (B) quantificação de PET (50-60 min resumida) revelou significativamente aumento da absorção no ROI ipsilateral usando a abordagem ROI e no córtex (Ctx) usando a abordagem de inconsistência atlas. Não há diferenças significativas foram encontradas no hipocampo (HC) ou striatum (Str). Aumento ipsilateral ao contralateral rácios foram vistos usando ambos análise aproxima-se, mas só foi estatisticamente significativa em Ctx usando a abordagem de atlas do cérebro. * (p < 0,05), * * * (p < 0,001) clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: Representante In Vivo [11C] DPA-713 baço captação em dMCAO e ratos Sham. (A) [11C] DPA-713 PET/CT imagens dinâmicas mostrando baço ROIs em dMCAO (n = 3) e sham (n = 3) ratos. (B) resultados quantitativos demonstram sem resultados significativos na captação de baço entre ratos dMCAO e sham. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5 : Representante autoradiografia resultados. Imagens de digital autoradiografia demonstram aumento [11C] DPA-713 captação no ipsilateral comparado ao hemisfério contralateral. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

O protocolo apresentado descreve um método para a quantificação de neuroinflammation em camundongos dMCAO e sham usando [11C] DPA-713-animal de estimação. TSPO-animal de estimação é a mais amplamente investigada biomarcador de imagens para visualização e medição neuroinflammation na vivo até à data. TSPO expressão é upregulated na glia no cérebro durante a inflamação, permitindo a detecção não-invasiva e quantificação de neuroinflammation. Além disso, é uma técnica altamente traduzível, tornando-se uma ferramenta valiosa na investigação clínica e pré-clínica. Este protocolo e resultados representativos destacam a adequação do uso [11C] DPA-713 PET para detectar e monitorar alterações MPTP em acidente vascular cerebral e outros distúrbios neurológicos na vivo.

Neste estudo, dMCAO cirurgia foi executada utilizando ratos fêmeas de C57BL/6 de 3 meses de idade. Este modelo foi escolhido como dá origem a um infarto altamente reprodutível restringido ao córtex somatossensorial, fornecendo um modelo de isquemia focal permanente com baixa variabilidade em relação aos outros modelos de acidente vascular cerebral (por exemplo, média cerebral arterial método de oclusão (MCAO) filamento)14. Imagem latente do animal de estimação de modelos stroke tem a vantagem de que contém uma região de referência interna no cérebro para cada animal usando ROIs dentro do hemisfério contralateral. Já que haverá alguma inflamação que os resultados da cirurgia sozinha, é importante incluir os ratos que se submeteram à cirurgia de Souza no projeto de estudo, segundo o qual a craniotomia e manipulação das meninges sem oclusão da artéria foi realizada. Craniotomia sozinha pode resultar em perturbações ao tecido neuronal subjacente e introdução de patógenos, levando a respostas imunes independentes de curso20. Alguma inflamação após a cirurgia de Souza, portanto, é esperada e deve ser avaliada em paralelo com dMCAO para excluir a possibilidade de sinal devido a cirurgia sozinha. Para evitar incluindo inflamação resultantes da cirurgia sem traço na análise de coorte de dMCAO, o Sr. imagem latente deve ser realizado para confirmar o desenvolvimento de acidente vascular cerebral bem sucedida cirurgia e infarto. MRI também fornece um quadro de referência estrutural, que é essencial para desenhar com precisão o infarto e ROIs contralaterais. Além disso, o processamento de imagem exata, incluindo registro de imagem e definição do ROI são necessárias para assegurar a quantificação confiável.

Limitações adicionais devem ser mantidas em mente ao trabalhar com C-11 rotulado radiotracers para estudos de PET e autoradiografia. É imperativo considerar a meia-vida curta (20,33 min) de C-11, com seu uso geralmente restringido para institutos com acesso ciclotron no local. Rota de transporte apropriado de radioactividade, administração de dose e tempo-pontos de aquisição devem ser determinados antecipadamente com um plano detalhado pré-preparados de fluxo de trabalho do experimento para que a equipe possa trabalhar rapidamente e eficientemente. O projeto e a configuração deste estudo tem sido descrita para acomodar a imagem latente de 4 ratos simultaneamente para aumentar a saída de dados obtidos ao usar um rastreador de C-11. Se possível, é aconselhável ter todos os mouses canulados e no meio da sua tomografia computadorizada no momento o tracer C-11 chega na instalação de imagens para assegurar o decaimento mínimo radiotracer antes da injeção. Este protocolo passo a passo também melhor é realizado por uma equipe contendo pelo menos 3 pesquisadores para permitir a rápida canulação, medição de dose, injeção do traçador, varredura do animal de estimação e cérebro seccionamento antes significativa de decaimento radioativo. Requer duas pessoas realizar a iniciação da tomografia e injeção de todos os 4 mouses simultaneamente. A razão para a aquisição de PET apenas antes da injeção do começo é garantir que a farmacocinética e dinâmica de distribuição do traçador no sangue e regiões de interesse com precisão e completamente capturados. Muitas etapas podem exigir treinamento vigoroso e prática para garantir o bom funcionamento do experimento. Em particular, este protocolo é dependente de cateterização da veia sucesso cauda de camundongos C57BL/6, que pode ser difícil devido ao cabelo escuro presente em suas caudas e pode tornar-se mais desafiador após acidente vascular cerebral ocorreu ou se o mesmos ratos de imagem em vários pontos de tempo .

Outra consideração para a imagem latente de PET inclui gravação cuidadosa das medições de atividade dose e residual radiotracer, incluindo o tempo exato de medição. Isto é essencial para a correção de decaimento exata da dose injetada no momento da verificação e é usado para obter uma medição precisa da captação do traçador (i.e., % ID/g) para cada ROI. É imperativo saber a quantidade exata de radioatividade que estava presente em cada rato no momento da verificação para garantir a análise de imagem exata. Portanto, é aconselhável para sincronizar os relógios no scanner e calibrador de dose para evitar o erro quando utilizando isótopos de curta duração, tais como C-11.

Quantificação de imagem exata PET também pode ser limitada pela precisão do scanner e set-up. Portanto, para garantir a exata quantificação das imagens de PET/CT, é importante realizar verificações de controle de qualidade para o CT e PET componentes do scanner. Verificações de controle de qualidade do CT incluem condicionado fonte de raio-x, claro/escuro e centro do conjunto das calibrações. Estas calibrações medem e correto para o ruído do sistema e deve ser realizado antes da aquisição, conforme recomendado pelo fabricante do scanner. Calibrações também devem ser executadas para o scanner PET. Isso normalmente envolve a digitalização um scan "fantasma padrão / animal de estimação", que contém uma concentração conhecida de radioactividade. Ao preparar o padrão, é melhor usar o mesmo radioisótopo utilizado no estudo, uma dose comparável àquela administrados a um único rato em um volume semelhante ao corpo de um rato e a mesma aquisição parâmetros como animal de imagem. Uma seringa de 20 mL, cheia de radiotracer diluído em água é usada para o padrão no presente protocolo, com os resultados de imagem PET subsequentes usados para calcular um fator de correção baseado sobre a dose real medida pelo detector de calibração. A relação de correção pode ser aplicada a dados adquiridos na experiência para garantir a exata quantificação da captação do traçador em regiões de interesse em imagens de PET. Isto esclarece a gama de positron o radionuclídeo, além de considerar qualquer atividade de fundo presente no dia da verificação. Como o calibrador de dose é parte integrante da geração deste fator de correção, é imperativo que este equipamento também é calibrado regularmente de acordo com as orientações do fabricante.

Quando conduzindo ex vivo autoradiografia é importante escolher um ponto de tempo ideal para eutanásia após a injeção, para garantir o sinal-para-fundo elevado numa região ou regiões de interesse. Injeção de pós trinta minutos foi escolhido por autoradiografia de DPA-713 [11C] usando dados adquiridos durante a dinâmica imagem latente PET -ou seja, o na vivo TAC dinâmico como um guia, enquanto também considerando a curta meia-vida de C-11 e o tempo envolveu a seção e expor o tecido cerebral após a extração. Considerando isso, autoradiografia de DPA-713 [11C] deve ser realizada em uma coorte separada de ratos para permitir a injeção de uma dose maior de DPA-713 [11C] e a 30 minutos tempo-ponto para perfusão e eutanásia sob anestesia. Executar um pequeno na vivo estudo piloto PET com um 3-4 ratos antes da realização de ex vivo autoradiografia vai ser útil para determinar o ponto de tempo ideal para autoradiografia. Uma consideração adicional para ex vivo autoradiografia é se recuperar os ratos após a injeção ou mantê-los anestesiada até eutanásia. Mantendo-os anestesiados imita as condições da digitalização e garante a cinética de distribuição ou excreção radiotracer não sejam alteradas pela recuperação. Além disso, isso impede que um estresse adicional nos ratos, evitando a recuperação e posterior indução. Finalmente, uma adição útil para o protocolo ex vivo seria para avaliar os danos regionais nas fatias de cérebro usado por autoradiografia através de imuno-histoquímica coloração (após decaimento radioativo) para gerar uma imagem de alta resolução da localização do infarto e volume.

Como existem limitações com a utilização de um marcador de C-11 com base, este protocolo pode ser facilmente modificado para uso com um F-18 (Half-Life de min 109,77) baseado TSPO tracer, que pode ser mais aplicável aos locais sem um ciclotron no local. Além disso, este protocolo descreve o uso de uma configuração de imagem de 4-mouse. Embora este método de alta taxa de transferência é ideal ao usar um rastreador de C-11, esse protocolo também pode ser modificado para aqueles que utilizam o único rato camas de imagem. Um planejamento cuidadoso e consistente formação nas técnicas descritas neste protocolo vai levar para a geração de uma riqueza de dados usando [11C] DPA-713, que pode ser facilmente aplicado para sondar o papel de neuroinflammation na manifestação da doença e progressão em outros roedores modelos de doenças neurológicas. Além disso, esta técnica pode ser usada para avaliar a resposta na vivo à terapêutica immunomodulatory direcionada a microglia/macrófagos.

Disclosures

Os autores declaram não há conflitos de interesses.

Acknowledgments

Os autores gostaria de agradecer o laboratório Buckwalter (especialmente Dr. Todd Peterson) para fornecer o modelo do rato e realizar as cirurgias dMCAO e sham. Além disso, gostaríamos de agradecer a Thomas Liguori de Invicro por sua assistência técnica com software de análise de imagem de VivoQuant, Dr. Tim Doyle, Dr. Laura Pisani, Dr. Frezghi Habte do animal pequeno SCi3 facilidade em Stanford para seus conselhos de imagem e assistência no desenvolvimento deste protocolo de imagem e a facilidade de radioquímica (especialmente Dr. Jun Park) por sua ajuda com a síntese de [11C] DPA-713.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Inveon PET/CT scanner Siemens Version 4.2
MRI scanner Varian 7 Telsa
ParaVision software Bruker Version 6.0.1 MRI operating software
VivoQuant software InVicro Version 2.5 Image analysis software
Inveon Research Workspace software Siemens Version 4.2 Scanner operating software. Includes microQView, the post-processing managing software
Dose calibrator Capintech CRC-15 PET
Typhoon phosphor imager 9410 GE Healthcare 8149-30-9410
Butterfly catheters SAI Infusion Technologies BFL-24 27.5 G needle
1 mL syringes BD
Insulin syringes BD 329461 0.5 mL insulin syringes with needle
20 mL syringe  VWR BD302831 BD Syringe Slip Tip Graduated
Tissue glue Santa Cruz Animal Health sc-361931 3 mL
Heat lamp Fluker 27002 5.5" reptile heat lamp with clamp and switch
0.9% sterile saline Pfizer 00409-4888-10 0.9% sodium chloride for injection, 10 mL
Eye lubricant Watson Rugby PV926977 Artificial Tears Lubricant Eye Ointment, 1/8 oz
Chux absorbent sheets ThermoFisher Scientific 1420662 Disposable absorbent padding
Iris scissors World Precision Instruments 503708-12 11.5 cm, Straight, 12-pack
Surgical tape 3M Durapore 1538-0 1/2" x 10 yard roll, silk, hypoallergenic
Mouse PET bed In house 4 mouse PET bed
Lighter Bic UDP2WMDC
Isoflurane Henry Schein NDC 11695-6776-2 Isothesia, inhalation anesthetic, 250 mL
Oxygen Praxiar UN1072 Compressed gas
Autoradiography cassette Cole Palmer EW-21700-34 Aluminum, 8" x 10"
Autoradiography film GE Life Sciences 28-9564-78 Storage Phosphor Screen BAS-IP SR 2025 E Super Resolution, 20 × 25 cm, screen only
Microtome blades ThermoFisher Scientific 30-508-35 MB35 Premier Disposable, 34° cutting angle
Microtome Microm HM 550
Microscope slides Fisher Scientific 12-550-15 Superfrost™ Plus Microscope Slides
OCT liquid VWR 25608-930 Formulation of water-soluble glycols and resins for cryostat sectioning at temperatures of -10°C (14°F) and below
Freezing molds Poly sciences 18646A-1 Disposable paraffin molds
Saran wrap Saran 25700001300
Disinfectant Virkon S

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Chaney, A. M., Johnson, E. M., Cropper, H. C., James, M. L. PET Imaging of Neuroinflammation Using [11C]DPA-713 in a Mouse Model of Ischemic Stroke. J. Vis. Exp. (136), e57243, doi:10.3791/57243 (2018).

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