Summary

Double-stranded RNA Oral entrega métodos para inducir la interferencia de ARN en floema e insectos Hemipteran alimentación planta de sap

Published: May 04, 2018
doi:

Summary

Este artículo muestra nuevas técnicas desarrolladas para la entrega oral de ARN bicatenario (dsRNA) a través de los tejidos vasculares de las plantas para ARN de interferencia (ARNi) en la savia del floema insectos.

Abstract

Floema y planta sap alimentación insectos invaden la integridad de los cultivos y frutas para recuperar nutrientes, en el proceso de daños en los cultivos de alimentos. Hemipteran insectos representan un número de plagas económicamente importantes de plantas que causan daños a las cosechas al alimentarse de la savia del floema. El marrón apestosa chinche (BMSB), Halyomorpha halys (Heteroptera: Pentatomidae) y el psílido asiático de los cítricos (ACP), Diaphorina citri Kuwayama (Hemiptera: Liviidae) son insectos hemipteran introducidos en América del norte, donde se son una plaga invasiva agrícola de alto valor especiales, fila y cultivos básicos y cítricos, así como una plaga de molestia cuando agregan en el interior. Resistencia a los insecticidas en muchas especies ha llevado al desarrollo de métodos alternativos de estrategias de manejo de plagas. Double-stranded RNA (dsRNA)-mediada por ARN de interferencia (ARNi) es un mecanismo para estudios de genómica funcional que tiene aplicaciones potenciales como una herramienta para la gestión de plagas de insectos el silenciamiento del gen. DsRNA exógeno sintetizada o ARN interferente pequeño (siRNA) puede desencadenar silenciamiento altamente eficiente a través de la degradación de ARN endógeno, que es homólogo al que se presentó. Uso eficaz y ambiental de RNAi como molecular bioplaguicidas para control biológico de insectos hemipteran requiere la entrega en vivo de dsRNAs mediante la alimentación. Aquí demostramos métodos para entrega de dsRNA a insectos: carga de dsARN en judías verdes por inmersión y absorción de dsRNA gene-específico con administración oral a través de la ingestión. También hemos esbozado enfoques de entrega de planta no transgénica mediante aplicaciones foliares, alto flujo de raíz, las inyecciones de tronco, así como gránulos de arcilla, que puede ser esencial para la liberación sostenida de dsRNA. Entrega eficiente de dsARN oral injerida se confirmó como una dosis efectiva para inducir una disminución significativa en la expresión de genes específicos, como la hormona juvenil el ácido O-metiltransferasa (JHAMT) y vitelogenina (Vg). Estos métodos innovadores representan estrategias para la administración de dsRNA a utilizar en la protección de cultivos y superar retos ambientales para el manejo de plagas.

Introduction

Hemipteran insectos incluyen algunas de las plagas económicamente más importantes del agriculturebecause de su capacidad para lograr un crecimiento elevado de la población y enfermedades en plantas. BMSB, H. halys Stål, es una plaga invasora que accidentalmente se introdujo en el hemisferio occidental en Allentown, Pennsylvania de Asia (China, Taiwán, Corea y Japón) con el primer avistamiento reportado en 19961. Desde su introducción, BMSB se ha detectado en 43 Estados, con las poblaciones más altas en el mediados de-Atlántico (DE, MD, PA, NJ, Virginia y WV), así como en Canadá y Europa y representa una amenaza potencial para la agricultura2. Como una plaga polífaga, BMSB puede propiciar daños a aproximadamente 300 anfitriones de la planta identificada como cultivos de alto valor tales como manzanas, uvas, plantas ornamentales, cultivos de semillas, soja y maíz. Daño es causado principalmente por el modo de alimentación conocido como lacerar y al ras cuando el animal atraviesa el cultivo del anfitrión con su estilete de la aguja para acceder a los nutrientes de los tejidos vasculares de2,3. BMSB es también una plaga interior como puede encontrar la residencia en áreas de la vida tales como escuelas y casas durante otoño invierno2. Productos químicos y aeroalérgenos lanzados por BMSB reportaron reacción alérgica ilícita en trabajadores de cultivos de frutas. BMSB también pueden contribuir a enfermedad alérgica a dermatitis por contacto, conjuntivitis y rinitis en personas sensibles4,5. Otro insecto hemipteran, la ACP, D. citri Kuwayama (Hemiptera: Liviidae), es una grave plaga de cítricos y transmite la bacteria de la líber-limited (Candidatus Liberibacter asiaticus) causante de Huanglongbing (HLB), mejor conocido como el enverdecimiento de los cítricos la enfermedad6,7. HLB primero fue divulgado del sur de China y se ha extendido a 40 diferentes Asia, África, Oceanía, sur y América del norte países7. Enverdecimiento de los cítricos es un problema mundial con amenaza de pérdidas económicas y financieras debido a la pérdida de la fruta cítrica; por lo tanto, gestión de la ACP se considera de suma importancia para la prevención y control de HLB.

Medidas para el efectivo control de estas plagas de insectos requiere, generalmente, vivió de la aplicación de pesticidas químicos que son relativamente cortos. Estrategias de control insecticida químico a menudo carecen de estrategias de gestión ambiental segura o han disminuido la susceptibilidad debido a la resistencia a plaguicidas en las poblaciones de plagas8,9. Por lo tanto, el control biológico de plagas con bioplaguicidas molecular es una alternativa posible, pero su uso a nivel mundial sigue siendo modesto y varias especies de parasitoides (p. ej., Trisolcus japonicus) también pueden ser eficaces como natural biológica controles. RNAi es un potencial emergente tecnología para la gestión de plagas de insectos invasores con bioplaguicidas molecular10. RNAi es un mecanismo regulador del gen descrito bien que facilita el silenciamiento del gen postranscripcional eficaz de endógeno así como invadir dsRNAs de manera específica de secuencia, que finalmente lleva a la regulación de la expresión génica en el mRNA nivel11,12. Brevemente, cuando dsRNA exógeno es interiorizado en una celda que se procesa en siRNAs por un miembro de la superfamilia Rnasa III de nucleasa bidentados, llamada Dicer, que evolutivamente se conserva en gusanos, moscas, plantas, hongos y mamíferos13, 14 , 15. estos dúplex de 21-25 nucleótidos siRNA es desenrollado e integrado en el complejo de silenciamiento inducido por RNA (RISC) como guía RNAs. Este complejo RISC-RNA permite el emparejamiento de Watson-Crick base para el complementario objetivo mRNA; Esto conduce eventual a escote por el Argonaute proteína, un multi dominio que contiene un Rnasa H-como dominio, que degrada el ARNm correspondientes y reduce la traducción de la proteína, lo lleva a16 el silenciamiento postranscripcional del gen , 17 , 18.

ARNi para manejo de plagas requiere la introducción de dsARN en vivo para silenciar el gen de interés, activando la vía de siRNA. Diversos métodos que se han utilizado para la entrega de dsRNA a insectos y células de los insectos para inducir RNAi sistémica incluyen alimentación10,19, remojo de20,21, microinyección22, portadores tales como liposomas 23y otras técnicas24. RNAi era primer demostrado en Caenorhabditis elegans para silenciar la expresión del gen unc-22 por incendio y Mello25, seguido por la caída en la expresión de los genes encrespados en Drosophila melanogaster26. Estudios funcionales iniciales utilizan microinyección para ofrecer dsARN en insectos, como Apis mellifera22,27, Acyrthosiphon pisum28, Blattella germanica29, Halys H.30y los insectos lepidópteros (revisados por Terenius et al. 31). microinyección es ventajoso para entregar una dosis exacta y precisa en el sitio de interés en el insecto. Aunque tales pinchazos sépticos pueden provocar expresión de genes relacionados inmunes debido a trauma32, por lo tanto, descartando su practicidad en el desarrollo agrícola biopesticidas.

Otro método de entrega de dsARN en vivo es por inmersión, que consiste en la ingestión o absorción de dsARN por suspensión de células o animales generalmente en el medio extracelular que contiene dsARN. Remojo se ha utilizado eficientemente inducir RNAi en células de cultivo de tejidos de Drosophila S2 para inhibir Downstream de Raf1 (DSOR1) mitógeno-activada proteína kinasa kinasa (MAPKK)20, así como en C. elegans para silenciar a la POS-1 gen33. Sin embargo, es menos eficiente para inducir RNAi en comparación con microinyección20dsARN entregado mediante remojo. RNAi mediado silenciar en un insecto masticación era primer demostrado en el rootworm occidental del maíz (WCR) (Diabrotica virgifera virgifera) por infundir el dsRNA en un agar artificial dieta10. Informes anteriores han resumido métodos para entregar dsARN infundido en dietas naturales específicas de artrópodos34. Estos métodos de entrega fueron determinados más eficaz comparable a medios artificiales de la entrega; como en el caso de la mosca tsetsé (Glossina morsitans morsitans), donde observó caída igual de un gen relacionado con inmune cuando dsARN fue entregado a través de la harina de sangre o microinyectados35. Del mismo modo, entrega de dsRNA a través de gotitas de luz marrón manzana polilla (postvittana de Epiphyas)36, larvas de polilla del diamondback (xylostella de Plutella)37, así como las abejas de miel38,39 inducida por ARNi eficiente. Más eficaces experimentos de RNAi en hemipteran han utilizado la inyección de dsRNA40 porque entrega oral de dsARN en insectos hemipteran es ardua ya que deben ser entregado a través de los tejidos vasculares de la planta huésped. Arni eficaz también fue observado en ACP y saltahojas de la Chicharrita de alas cristalinas (GWSS), Homalodisca vitripennis: dsARN fue entregado a través de cítricos y vides que habían absorbido dsARN en los tejidos vasculares a través de la raíz para lavar los ojos, foliar aerosoles, las inyecciones de tronco o absorción por cortes41,42,43,44,45,46. Esto también dio lugar a la primera patente de dsRNA contra el ACP (2016, nos 20170211082 A1). Entrega de siRNA y dsRNA utilizando portadores tales como nanopartículas y liposomas imparte estabilidad y aumentos en la eficacia de dsARN entregados están surgiendo rápidamente23,47,48,49 ,50. Una nueva clase de vehículos de entrega basados en nanopartículas para los ácidos nucleicos para in vitro y en vivo que fue específicamente para aplicaciones terapéuticas pueden impartir inmenso potencial como vectores de entrega adecuado51. Nanopartículas como un vehículo de entrega para el dsRNA pueden tener desventajas incluyendo solubilidad, hidrofobicidad o bioacumulación limitada52, pero una entrega ayudar a polímero adecuado puede compensar estas desventajas. Desarrollo y uso de la entrega de nucleótidos están surgiendo también llamados ‘oligonucleótidos antisentidos’, que son solo trenzados RNA/DNA dúplex46.

Vitelogénesis en los artrópodos es un proceso de control de reproducción y regulada por la hormona juvenil (JH) o ecdisona, que son los principales inductores de Vg síntesis de la grasa corporal; el Vg se toma finalmente por el ovocito en desarrollo via Vg de endocitosis mediada por receptores53. VG es un grupo de polipéptidos sintetizados extraovarially, que es esencial para el desarrollo de la proteína de yema de huevo grandes, vitelino54,55, y por lo tanto, es importante en la reproducción y envejecimiento56. VG ha sido silenciado con éxito en nematodos57 , así como en miel de abeja (Apis mellifera) donde RNAi mediado agotamiento de Vg se observa en adultos y huevos22. Arni silenciamiento génico postranscripcional mediada del Vg fue probado porque se pensaba que su disminución provocaría un efecto fenotípico observable tales como reduce la fertilidad y la fecundidad, para potencialmente ayudar en el control de BMSB. El gen JHAMT que codifica la S-adenosil-L-metionina (SAM)-dependiente JH ácido O-metiltransferasa, cataliza el paso final de la JH biosíntesis camino58. En esta vía farnesil pirofosfato (FPP) se transforma secuencialmente de farnesol, farnesoic ácido seguido por la conversión de farnesoate metílico a JH por JHAMT. Esta vía se conserva en insectos y artrópodos específicamente para metamorfosis, un proceso de desarrollo está regulado por hormonas59,60,61. De B. mori, expresión de genes JHAMT y la actividad biosintética de JH en la Corpora allata sugieren que la supresión transcripcional del gen JHAMT es crucial para la terminación de JH biosíntesis58. Por lo tanto, los genes JHAMT y Vg se seleccionaron para agotamiento objetivo utilizando RNAi. RNAi también se probó en cítricos para el control de la ACP y GWSS. Árboles de cítricos fueron tratados con el dsRNA mediante aspersión de raíz, tallo tap (las inyecciones de tronco), así como aplicaciones foliares con dsRNAs contra insectos específicos arginina quinasa (AK) transcripciones42,44. La aplicación tópica de dsARN se detectó en las copas de los árboles, indicando una entrega eficiente a través de los tejidos vasculares de las plantas y resultó en aumento de la mortalidad en el ACP y GWSS41,42, 45.

En el estudio actual, hemos identificado un método de entrega de dieta natural para tratamientos como el dsRNA. Esta técnica recién desarrollada fue utilizada posteriormente para silenciar la JHAMT y Vg mRNA usando dsARNs específicos gene en ninfas BMSB como demostrado anterior62. Estos nuevos protocolos de entrega demostrados aquí reemplazan RNA entrega los sistemas convencionales que utilizan aerosoles tópicos o microinyecciones. Verduras y frutas, madre grifo, tierra mojada y absorbentes de la arcilla en pueden utilizarse para la administración de dsRNA, que es fundamental para el desarrollo de la gestión de plagas y patógenos de bioplaguicida.

Protocol

1. BMSB de cría Trasero BMSB insectos según descrita63y la práctica de laboratorio estándar. Criar insectos ACP (D. citri) sobre Citrus macrophylla en un invernadero (22 ° C) y luz natural. Uso adulto ACP, en aproximadamente 5-7 días post eclosión. 2. selección de las regiones de genes y síntesis In Vitro de dsRNA Seleccionar genes específicos para BMSB de transcriptoma previamente publicado perfil…

Representative Results

Entrega de verduras dsARN mediada a través de la alimentación en ninfas de instar BMSB 4th fue probada para el desarrollo de bioplaguicidas molecular utilizando RNAi para plagas invasoras. Alimentación de BMSBs con sus estiletes de aguja por un mecanismo conocido como lacerar y enjuague, que causa daños considerables a los cultivos. Ejotes orgánicos delgados, p. vulgaris L., se utilizaron para probar si nutrientes o dsRNA podría ser entregado en vivo en …

Discussion

Arni ha demostrado para ser una herramienta importante para explorar la función biológica de genes y regulación, con gran potencial para ser utilizados para el manejo de plagas19,68,69,70, 71. el diseño y selección de un apropiado genes para silenciamiento de una determinada especie de insecto y el método de la entrega de la correspondiente dsRNA(s) al …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores reconocen agradecidos Donald Weber y Megan Herlihy (USDA, ARS Beltsville, MD) para proporcionar BMSB y HB para la experimentación y el mantenimiento de las colonias; y Maria T. Gonzalez, Salvador P. López, (USDA, ARS, Fort Pierce, FL) y Jackie L. Metz (Universidad de Florida, Fort Pierce, FL) para el mantenimiento de la Colonia, preparación de muestras y análisis.

Materials

BMSB (H. halys) insects  USDA
ACP (D. citri) insects  USDA
organic green beans N/A
Citrus plants USDA
sodium hypochlorite solution J.T. Baker
green food coloring  McCormick & Co., Inc
Thermo Forma chambers  Thermo Fisher Scientific
Magenta vessel (Culture) Sigma
Primers  IDT DNA
SensiMix SYBR Bioline
qPCR ABI 7500 Applied Biosystems 
Spray bottle N/A
Parafilm American Can Company
TaKaRa Ex Taq Clontech
QIAquick Qiagen

References

  1. Hoebeke, E. R., Carter, M. E. . Halyomorpha halys (Stǻl)(Heteroptera: Pentatomidae): a polyphagous plant pest from Asia newly detected in North America. , (2003).
  2. Leskey, T. C., Hamilton, G. C., et al. Pest Status of the Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha Halys in the USA. Outlooks on Pest Management. 23 (5), 218-226 (2012).
  3. Peiffer, M., Felton, G. W. Insights into the Saliva of the Brown Marmorated Stink Bug Halyomorpha halys (Hemiptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (2), e88483 (2014).
  4. Anderson, B. E., Miller, J. J., Adams, D. R. Irritant contact dermatitis to the brown marmorated stink bug, Halyomorpha halys. Dermatitis : contact, atopic, occupational, drug. 23 (4), 170-172 (2012).
  5. Mertz, T. L., Jacobs, S. B., Craig, T. J., Ishmael, F. T. The brown marmorated stinkbug as a new aeroallergen. The Journal of allergy and clinical immunology. 130 (4), 999-1001 (2012).
  6. McClean, A. P. D., Schwarz, R. E. Greening or blotchy-mottle disease of citrus. Phytophylactica. 2 (3), 177-194 (2012).
  7. Bové, J. M. Huanglongbing: a destructive, newly-emerging, century-old disease of citrus. Journal of Plant Pathology. 88 (1), 7-37 (2006).
  8. Kuhar, T., Morrison, R., Leskey, T., Aigner, J. . Integrated pest management for brown marmorated stink bug in vegetables. , (2016).
  9. Tiwari, S., Mann, R. S., Rogers, M. E., Stelinski, L. L. Insecticide resistance in field populations of Asian citrus psyllid in Florida. Pest management science. 67 (10), 1258-1268 (2011).
  10. Baum, J. A., Bogaert, T., et al. Control of coleopteran insect pests through RNA interference. Nature Biotechnology. 25 (11), 1322-1326 (2007).
  11. Hannon, G. J. RNA interference. Nature. 418 (6894), 244-251 (2002).
  12. Mello, C. C., Conte, D. Revealing the world of RNA interference. Nature. 431 (7006), 338-342 (2004).
  13. Macrae, I. J., Zhou, K., et al. Structural basis for double-stranded RNA processing by Dicer. Science(New York, N.Y.). 311 (5758), 195-198 (2006).
  14. Bernstein, E., Caudy, A. A., Hammond, S. M., Hannon, G. J. Role for a bidentate ribonuclease in the initiation step of RNA interference. Nature. 409 (6818), 363-366 (2001).
  15. Ketting, R. F., Fischer, S. E., Bernstein, E., Sijen, T., Hannon, G. J., Plasterk, R. H. Dicer functions in RNA interference and in synthesis of small RNA involved in developmental timing in C. elegans. Genes & development. 15 (20), 2654-2659 (2001).
  16. Agrawal, N., Dasaradhi, P. V. N., Mohmmed, A., Malhotra, P., Bhatnagar, R. K., Mukherjee, S. K. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiology and molecular biology reviews : MMBR. 67 (4), 657-685 (2003).
  17. Martinez, J., Patkaniowska, A., Urlaub, H., Lührmann, R., Tuschl, T. Single-stranded antisense siRNAs guide target RNA cleavage in RNAi. Cell. 110 (5), 563-574 (2002).
  18. Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116 (2), 281-297 (2004).
  19. Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395 (6705), 854 (1998).
  20. Clemens, J. C., Worby, C. A., et al. Use of double-stranded RNA interference in Drosophila cell lines to dissect signal transduction pathways. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (12), 6499-6503 (2000).
  21. Saleh, M. C., van Rij, R. P., et al. The endocytic pathway mediates cell entry of dsRNA to induce RNAi silencing. Nature cell biology. 8 (8), 793-802 (2006).
  22. Amdam, G. V., Simões, Z. L. P., Guidugli, K. R., Norberg, K., Omholt, S. W. Disruption of vitellogenin gene function in adult honeybees by intra-abdominal injection of double-stranded RNA. BMC biotechnology. 3, 1 (2003).
  23. Whyard, S., Singh, A. D., Wong, S. Ingested double-stranded RNAs can act as species-specific insecticides. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (11), 824-832 (2009).
  24. Huvenne, H., Smagghe, G. Mechanisms of dsRNA uptake in insects and potential of RNAi for pest control: a review. Journal of Insect Physiology. 56 (3), 227-235 (2010).
  25. Fire, A., Xu, S., Montgomery, M. K., Kostas, S. A., Driver, S. E., Mello, C. C. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  26. Kennerdell, J. R., Carthew, R. W. Use of dsRNA-mediated genetic interference to demonstrate that frizzled and frizzled 2 act in the wingless pathway. Cell. 95 (7), 1017-1026 (1998).
  27. Gatehouse, H. S., Gatehouse, L. N., Malone, L. A. Amylase activity in honey bee hypopharyngeal glands reduced by RNA interference. Journal of Apicultural. , (2004).
  28. Jaubert-Possamai, S., Le Trionnaire, G., Bonhomme, J., Christophides, G. K., Rispe, C., Tagu, D. Gene knockdown by RNAi in the pea aphid Acyrthosiphon pisum. BMC biotechnology. 7, 63 (2007).
  29. Martín, D., Maestro, O., Cruz, J., Mané-Padrós, D., Bellés, X. RNAi studies reveal a conserved role for RXR in molting in the cockroach Blattella germanica. Journal of Insect Physiology. 52 (4), 410-416 (2006).
  30. Bansal, R., Mittapelly, P., Chen, Y., Mamidala, P., Zhao, C., Michel, A. Quantitative RT-PCR Gene Evaluation and RNA Interference in the Brown Marmorated Stink Bug. PloS one. 11 (5), e0152730 (2016).
  31. Terenius, O., Papanicolaou, A., et al. RNA interference in Lepidoptera: an overview of successful and unsuccessful studies and implications for experimental design. Journal of Insect Physiology. 57 (2), 231-245 (2011).
  32. Sparks, M. E., Shelby, K. S., Kuhar, D., Gundersen-Rindal, D. E. Transcriptome of the Invasive Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha halys (Stål) (Heteroptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (11), e111646 (2014).
  33. Tabara, H., Grishok, A., Mello, C. C. RNAi in C. elegans: soaking in the genome sequence. Science (New York, N.Y.). 282 (5388), 430-431 (1998).
  34. Baum, J. A., Roberts, J. K. Chapter Five – Progress Towards RNAi-Mediated Insect Pest Management. Insect Midgut and Insecticidal Proteins. 47, 249-295 (2014).
  35. Walshe, D. P., Lehane, S. M., Lehane, M. J., Haines, L. R. Prolonged gene knockdown in the tsetse fly Glossina by feeding double stranded RNA. Insect Molecular Biology. 18 (1), 11-19 (2009).
  36. Turner, C. T., Davy, M. W., MacDiarmid, R. M., Plummer, K. M., Birch, N. P., Newcomb, R. D. RNA interference in the light brown apple moth, Epiphyas postvittana (Walker) induced by double-stranded RNA feeding. Insect Molecular Biology. 15 (3), 383-391 (2006).
  37. Bautista, M. A. M., Miyata, T., Miura, K., Tanaka, T. RNA interference-mediated knockdown of a cytochrome P450, CYP6BG1, from the diamondback moth, Plutella xylostella, reduces larval resistance to permethrin. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (1), 38-46 (2009).
  38. Maori, E., Paldi, N., et al. IAPV, a bee-affecting virus associated with Colony Collapse Disorder can be silenced by dsRNA ingestion. Insect Molecular Biology. 18 (1), 55-60 (2009).
  39. Hunter, W., Ellis, J., Hayes, J., Westervelt, D., Glick, E. Large-scale field application of RNAi technology reducing Israeli acute paralysis virus disease in honey bees (Apis mellifera, Hymenoptera: Apidae). PLoS Pathogens. 6 (12), e1001160 (2010).
  40. Christiaens, O., Smagghe, G. The challenge of RNAi-mediated control of hemipterans. Current Opinion in Insect Science. 6, 15-21 (2014).
  41. Hunter, W. B., Hail, D., Tipping, C., Paldi, N. RNA interference to reduce sharpshooters, the glassy-winged sharpshooter, and the Asian citrus psyllid. Symposium. , 24-27 (2010).
  42. Hunter, W. B., Glick, E., Paldi, N., Bextine, B. R. Advances in RNA interference: dsRNA treatment in trees and grapevines for insect pest suppression. Southwestern Entomologist. , (2012).
  43. Hail, D. A., Dowd, S., Hunter, W. H., Bextine, B. R. Investigating the transcriptome of the potato psyllid (Bactericera cockerelli): toward an RNAi based management strategy. , 183-186 (2010).
  44. de Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNA Interference-Natural Gene-Based Technology for Highly Specific Pest Control (HiSPeC). RNA INTERFERENCE. , (2016).
  45. Taning, C. N. T., Andrade, E. C., Hunter, W. B., Christiaens, O., Smagghe, G. Asian Citrus Psyllid RNAi Pathway – RNAi evidence. Scientific reports. 6, 38082 (2016).
  46. Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNAi feeding bioassay: development of a non-transgenic approach to control Asian citrus psyllid and other hemipterans. Entomologia Experimentalis et Applicata. 162 (3), 389-396 (2017).
  47. Joga, M. R., Zotti, M. J., Smagghe, G., Christiaens, O. RNAi Efficiency, Systemic Properties, and Novel Delivery Methods for Pest Insect Control: What We Know So Far. Frontiers in physiology. 7, 553 (2016).
  48. Zhang, X., Zhang, J., Zhu, K. Y. Chitosan/double-stranded RNA nanoparticle-mediated RNA interference to silence chitin synthase genes through larval feeding in the African malaria mosquito (Anopheles gambiae). Insect Molecular Biology. 19 (5), 683-693 (2010).
  49. Li-Byarlay, H., Li, Y., et al. RNA interference knockdown of DNA methyl-transferase 3 affects gene alternative splicing in the honey bee. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 12750-12755 (2013).
  50. Das, S., Debnath, N., Cui, Y., Unrine, J., Palli, S. R. Chitosan, Carbon Quantum Dot, and Silica Nanoparticle Mediated dsRNA Delivery for Gene Silencing in Aedes aegypti: A Comparative Analysis. ACS applied materials & interfaces. 7 (35), 19530-19535 (2015).
  51. Nimesh, S. Recent patents in siRNA delivery employing nanoparticles as delivery vectors. Recent patents on DNA & gene sequences. 6 (2), 91-97 (2012).
  52. Draz, M. S., Fang, B. A., et al. Nanoparticle-mediated systemic delivery of siRNA for treatment of cancers and viral infections. Theranostics. 4 (9), 872-892 (2014).
  53. Swevers, L., Raikhel, A. S., Sappington, T. W. Vitellogenesis and post-vitellogenic maturation of the insect ovarian follicle. Comprehensive. , (2005).
  54. Tufail, M., Takeda, M. Molecular characteristics of insect vitellogenins. Journal of Insect Physiology. 54 (12), 1447-1458 (2008).
  55. Hagedorn, H. H., Kunkel, J. G. Vitellogenin and vitellin in insects. Annual review of entomology. , (1979).
  56. Brandt, B. W., Zwaan, B. J., Beekman, M. Shuttling between species for pathways of lifespan regulation: a central role for the vitellogenin gene family?. Bioessays. , (2005).
  57. Murphy, C. T., McCarroll, S. A., et al. Genes that act downstream of DAF-16 to influence the lifespan of Caenorhabditis elegans. Nature. 424 (6946), 277-283 (2003).
  58. Shinoda, T., Itoyama, K. Juvenile hormone acid methyltransferase: a key regulatory enzyme for insect metamorphosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (21), 11986-11991 (2003).
  59. Bellés, X. Beyond Drosophila: RNAi in vivo and functional genomics in insects. Annual review of entomology. 55, 111-128 (2010).
  60. Nouzova, M., Edwards, M. J., Mayoral, J. G., Noriega, F. G. A coordinated expression of biosynthetic enzymes controls the flux of juvenile hormone precursors in the corpora allata of mosquitoes. Insect biochemistry and molecular biology. 41 (9), 660-669 (2011).
  61. Huang, J., Marchal, E., Hult, E. F., Tobe, S. S. Characterization of the juvenile hormone pathway in the viviparous cockroach, Diploptera punctata. PloS one. 10 (2), e0117291 (2015).
  62. Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA delivery system for plant-sap-feeding insects. PloS one. 12 (2), e0171861 (2017).
  63. Khrimian, A., Zhang, A., et al. Discovery of the aggregation pheromone of the brown marmorated stink bug (Halyomorpha halys) through the creation of stereoisomeric libraries of 1-bisabolen-3-ols. Journal of natural products. 77 (7), 1708-1717 (2014).
  64. Hall, D. G., Richardson, M. L., El-Desouky, A., Halbert, S. E. Asian citrus psyllid, Diaphorina citri, vector of citrus huanglongbing disease. Entomologia Experimentalis et Applicata. 146 (2), 207-223 (2012).
  65. Murphy, K. A., Tabuloc, C. A., Cervantes, K. R., Chiu, J. C. Ingestion of genetically modified yeast symbiont reduces fitness of an insect pest via RNA interference. Scientific reports. 6, 22587 (2016).
  66. San Miguel, ., K, J. G., Scott, The next generation of insecticides: dsRNA is stable as a foliar-applied insecticide. Pest management science. 72 (4), 801-809 (2016).
  67. Li, H., Guan, R., Guo, H., Miao, X. New insights into an RNAi approach for plant defence against piercing-sucking and stem-borer insect pests. Plant, cell & environment. 38 (11), 2277-2285 (2015).
  68. Hull, D., Timmons, L. Methods for delivery of double-stranded RNA into Caenorhabditis elegans. Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). 265, 23-58 (2004).
  69. Timmons, L., Court, D. L., Fire, A. Ingestion of bacterially expressed dsRNAs can produce specific and potent genetic interference in Caenorhabditis elegans. Gene. 263 (1-2), 103-112 (2001).
  70. Burand, J. P., Hunter, W. B. RNAi: future in insect management. Journal of Invertebrate Pathology. 112 Suppl, S68-S74 (2013).
  71. Rodrigues, T. B., Figueira, A. . Management of Insect Pest by RNAi-A New Tool for Crop Protection. , (2016).
  72. Baumann, A. M. T., Bakkers, M. J. G., et al. 9-O-Acetylation of sialic acids is catalysed by CASD1 via a covalent acetyl-enzyme intermediate. Nature communications. 6, 7673 (2015).
  73. Araujo, R. N., Santos, A., Pinto, F. S., Gontijo, N. F., Lehane, M. J., Pereira, M. H. RNA interference of the salivary gland nitrophorin 2 in the triatomine bug Rhodnius prolixus (Hemiptera: Reduviidae) by dsRNA ingestion or injection. Insect biochemistry and molecular biology. 36 (9), 683-693 (2006).
  74. Wuriyanghan, H., Rosa, C., Falk, B. W. Oral Delivery of Double-Stranded RNAs and siRNAs Induces RNAi Effects in the Potato/Tomato Psyllid, Bactericerca cockerelli. PloS one. 6 (11), e27736 (2011).
  75. Kamath, R. S., Ahringer, J. Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. Methods (San Diego, Calif). 30 (4), 313-321 (2003).
  76. Yu, N., Christiaens, O., et al. Delivery of dsRNA for RNAi in insects: an overview and future directions). Insect Science. , (2012).
  77. Allen, M. L., Walker, W. B. Saliva of Lygus lineolaris digests double stranded ribonucleic acids. Journal of Insect Physiology. 58 (3), 391-396 (2012).
  78. Wynant, N., Santos, D., Verdonck, R., Spit, J., Van Wielendaele, P., Vanden Broeck, J. Identification, functional characterization and phylogenetic analysis of double stranded RNA degrading enzymes present in the gut of the desert locust, Schistocerca gregaria. Insect biochemistry and molecular biology. 46, 1-8 (2014).
  79. Ghosh, S. K. B., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA-mediated RNA interference through feeding in larval gypsy moth, Lymantria dispar (Lepidoptera: Erebidae). European Journal of Entomology. 114, 170-178 (2017).
  80. Baigude, H., Rana, T. M. Delivery of therapeutic RNAi by nanovehicles. Chembiochem : a European journal of chemical biology. 10 (15), 2449-2454 (2009).
  81. Mitter, N., Worrall, E. A., et al. Clay nanosheets for topical delivery of RNAi for sustained protection against plant viruses. Nature plants. 3, 16207 (2017).
  82. Dubelman, S., Fischer, J., et al. Environmental fate of double-stranded RNA in agricultural soils. PloS one. 9 (3), e93155 (2014).
  83. Kola, V. S. R., Renuka, P., Madhav, M. S., Mangrauthia, S. K. Key enzymes and proteins of crop insects as candidate for RNAi based gene silencing. Frontiers in physiology. 6, 119 (2015).

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Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double-stranded RNA Oral Delivery Methods to Induce RNA Interference in Phloem and Plant-sap-feeding Hemipteran Insects. J. Vis. Exp. (135), e57390, doi:10.3791/57390 (2018).

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