Summary
Dierlijke modellen van cochleaire implantaten kunnen vooraf kennis van de technologische grondslagen voor de behandeling van permanente perceptief gehoorverlies met elektrische stimulatie. Deze studie geeft een chirurgische protocol voor acute oorverdovend en cochleaire implantatie van een elektrodenserie in muizen, alsmede de beoordeling van de functionele met auditieve brainstem response.
Abstract
Cochleair implantaten (CI's) zijn neuroprosthetic apparaten die dove mensen een gevoel van gehoord geven kunnen. Echter een CI niet het terugzetten van alle aspecten van de hoorzitting. Verbetering van de technologie van het implantaat is nodig als CI-gebruikers muziek waarnemen en in meer natuurlijke omgevingen, zoals een hoorzitting uit een stem met de concurrerende praters, reflecties en andere geluiden uitvoeren. Deze verbetering vereist proefdieren om de mechanismen van elektrische stimulatie in het slakkenhuis en de reacties in het hele auditieve systeem beter te begrijpen. De muis is een steeds aantrekkelijker model als gevolg van de vele genetische modellen beschikbaar. Het beperkte gebruik van deze soort als een CI-model is echter voornamelijk te wijten aan de moeilijkheid van het implanteren van kleine elektrode matrices. Meer informatie over de chirurgische ingreep zijn daarom van groot belang voor het uitbreiden van het gebruik van muizen in CI onderzoek.
In dit verslag beschrijven we in detail het protocol voor acute oorverdovend en cochleaire implantatie van een elektrodenserie in de stam van de muis C57BL/6. We tonen de functionele werkzaamheid van deze procedure met elektrisch opgeroepen auditieve brainstem response (eABR) en voorbeelden van stimulatie van de nervus facialis. Tot slot bespreken we ook het belang van waaronder een oorverdovende procedure bij het gebruik van een normaal horen dier. Dit muismodel biedt een krachtige mogelijkheid om te studeren van genetische en neurobiologische mechanismen dat zou van belang zijn voor CI-gebruikers.
Introduction
Cochleair implantaten (CI's) zijn elektronische apparaten die een gevoel van gehoord aan mensen met ernstig en diep gehoorverlies bieden kunnen. Elektroden chirurgisch geïmplanteerd in de cochlea van het binnenoor gebruikt om direct de gehoorzenuw stimuleren. Tot op heden, de CI is de meest succesvolle zintuiglijke prothese en meer dan 600.000 mensen wereldwijd1heeft geholpen. Het apparaat heeft echter tekortkomingen. Ten eerste, de verstrekkingen door het apparaat variëren sterk onder geadresseerden. Ten tweede, spraak in lawaaierige omgevingen en muziek worden nog steeds slecht waargenomen door de meeste gebruikers van de CI.
Voor vele jaren, hebben dierlijke modellen ingezet om deze kwesties in de CI onderzoek beter te begrijpen en continu te verbeteren veiligheid en werkzaamheid van de apparaten. De modellen hebben waardevolle inzicht in verschillende fenomenen, zoals plastic veranderingen in de hersenen plaatsvinden na CI implantatie2, het effect van de toepassing van gentherapie voor het behoud van de resterende hoorzitting3en biofysische eigenschappen van de elektrisch gestimuleerd gehoorzenuw4, onder vele andere voorbeelden.
Muizen zijn een krachtige model-organisme als gevolg van de grote beschikbaarheid van genetische modellen van doofheid. Andere voordelen zijn de mogelijkheid om het genoom van de muis manipuleren (b.v., via de CRISPR-Cas-systeem), de mogelijkheid te gebruiken geavanceerde beeldvormende technieken om te studeren mechanismen, met name in de hersenen, de hoge reproductie tarief, de snelle ontwikkeling en gemakkelijk fok- en behandeling. De belangrijkste technische uitdagingen bij het uitvoeren van operaties van de CI in muizen zijn de geringe omvang van het slakkenhuis en de aanwezigheid van een grote stapedial slagader (SA). De SA meestal verdwijnt tijdens de embryonale ontwikkeling bij de mens, maar blijft gedurende het hele leven in een aantal knaagdieren, zoals muizen, ratten en gerbils. De SA loopt onder het ronde venster niche, die toegang tot het slakkenhuis compliceert en verhoogt risico op chirurgische.
Eerdere studies hebben aangetoond de haalbaarheid van CI-implantatie in muizen5,6,7. Irving et al. aangetoond dat chronische intracochlear elektrische stimulatie voor maximaal één maand kan worden bereikt. Acute stimulatie was ook uitgevoerd, maar de opnames niet werden gepresenteerd. Ze toonde dat cauterizing van de stapedial slagader geen significant effect op de hoorzitting drempel of het aantal spiraalvormige ganglion neuronen hadden en dat actuele toepassing van de aminoglycoside neomycine, een ototoxisch drug, was een doeltreffende oorverdovende procedure in muizen5. Soken et al. beschreef een gemodificeerde dorsale benadering van het slakkenhuis muis via het ronde venster naar beter behouden hoorzitting status6. Na de invoeging van een draad van platina-iridium, werd substantiële resterende hoorzitting waargenomen met een verhoogde auditieve brainstem response (ABR) drempel van 28 dB. OTO emissies (OAE) gingen verloren in dieren met grote ABR drempel verschuivingen6. Mistry et al. de functionele en histopathologische effecten innesteling in de afwezigheid van elektrische stimulatie7beproefd. Hoewel de hoorzitting is bewaard gebleven in zowel de 3 en de 6 maanden oude geïmplanteerde muizen bij lage frequenties, resulteerde implantatie in fibrose-achtig weefsel rondom het implantaat en osteoneogenesis rond de bullostomy7.
Kortom, uit de drie studies over CIs in muizen toont de enige functionele opname van CI stimulatie. Irving en collega's uitgevoerd zowel acute en chronische eABR opnames maar alleen gegevens van chronische CI stimulatie5toonde. Het chronische model met een volledig implanteerbaar hulpmiddel ontwikkeld door Irving et al. is echter technisch uitdagende. Het is nog niet bekend als acute CI stimulatie, zowel minder uitdagend en sneller, vergelijkbare resultaten kan bereiken.
GOS worden gebruikt door mensen met ernstig en diep gehoorverlies die niet langer profiteren van gehoorapparaten. Dierlijke modellen voor CI gebruikers dient daarom een oorverdovende procedure bij het normaal horen van dieren worden gebruikt. Een andere reden om te verdoven van dieren van de hoorzitting is dat de elektrische stimulatie van een dove of hoorzitting slakkenhuis verschillende neurale reacties4,8,9,10,11, produceert 12. elektrische stimulatie van een dove slakkenhuis direct activeert de vezels van de gehoorzenuw en genereert een electroneural respons (α). Het wordt gekenmerkt door korte latentie en een kleine dynamisch bereik in de periferie8,10. Aan de andere kant, wekt elektrische stimulatie van een hoorzitting slakkenhuis ook de haarcellen in een electrophonic reactie (β) die wordt gekenmerkt door langere latencies en grotere dynamisch bereik4,11. De electrophonic-reactie wordt toegeschreven aan normale excitatie van zenuwvezels door de binnenste haarcellen, elektrisch geïnduceerde samentrekking van de buitenste haarcellen en generatie van een reizende Golf4. Electroneural en electrophonic reacties ook resulteren in twee verschillende activiteit patronen in het centrale zenuwstelsel9. SATO et al. opgenomen veroorzaakt neuronen van een cavia CI geïmplanteerd vóór en na het oorverdovend met Neomycine, die de bijdrage van de electrophonic elimineert. Zij toonden aan dat de helling van de tempo-functie steiler was en afvuren tarieven hoger in de deafened voorwaarde ten opzichte van de hoorzitting voorwaarde9. Afhankelijk van de onderzoeksvraag verklaard, daarom belangrijk om te overwegen oorverdovend aparte electrophonic en electroneural reacties op elektrische stimulatie van de gehoorzenuw.
Hier beschrijven we de procedure voor acute oorverdovend en de cochleaire implantatie van een elektrodenserie in een muis en de functionele opname van intracochlear elektrische stimulatie met elektrisch opgeroepen auditieve brainstem response (eABR).
Protocol
Alle procedures werden uitgevoerd volgens de Universiteit van Bazel, Zwitserland, de verzorging van de dieren en de richtsnoeren. Ze werden in licentie gegeven door het Veterinair Bureau van de Zwitserse kanton Bazel.
Opmerking: C57BL/6 volwassen muizen, leeftijd van 8-12 weken (gewicht 20-30 g), werden in deze studie gebruikt.
De linker oor wordt gebruikt als de experimentele oor. De rechter oor fungeert als een intra dierlijke controle en niet operatief wordt gewijzigd.
1. preoperatieve Procedures
-
Anaesthetize de dierlijke 30 min. vóór de ingreep via intraperitoneale (i.p.) injectie van ketamine/xylazine (80 mg/kg ketamine 16 mg/kg xylazine, i.p., geïnjecteerd op 10 μL/g lichaamsgewicht volume).
- Aanvulling verdoving als dit nodig is, zoals beoordeeld door een positieve pedaal en de ooglidreflex (Teen-snuifje) reflex en de beweging van de snorharen, met een lagere dosis van ketamine (45 mg/kg, i.p., geïnjecteerd 10 μL/g lichaamsgewicht). Agenten en dosis regimes kunnen per institutionele richtsnoeren worden vervangen.
Opmerkingen: In het algemeen, het dier moet een injectie iedere 45 – 60 minuten met dit regime agent en dosis. De gemiddelde duur van de oorspronkelijke incisie tot sluiting rond de geïmplanteerde elektrodenserie is meestal 1 tot 1,5 uur.
- Aanvulling verdoving als dit nodig is, zoals beoordeeld door een positieve pedaal en de ooglidreflex (Teen-snuifje) reflex en de beweging van de snorharen, met een lagere dosis van ketamine (45 mg/kg, i.p., geïnjecteerd 10 μL/g lichaamsgewicht). Agenten en dosis regimes kunnen per institutionele richtsnoeren worden vervangen.
- Selectievakje voor volledige sedatie van het dier gekenmerkt door een regelmatige ademhalingstarief en een gebrek aan teen-snuifje reflexen. Dit peil van de verdoving.
- Handhaven van de lichaamstemperatuur van het dier bij 36.6 ° C met een kringloopsysteem verwarming pad. Toepassing oog zalf Voorkom uitdroging van het hoornvlies. Dit zal ook onderdrukken van het dier knipperen reflex, die ruis aan de hercodering kan toevoegen.
- Beheren van lokale pijnstillende via subcutane injectie (SC) van bupivacaine/lidocaïne (0,1 mg/mL bupivacaine en 0,4 mg/mL lidocaïne, 0,1 mL toegediend s.c.) langs de lijn van de beoogde incisie chirurgische ongemak te minimaliseren. Agenten en dosis regimes kunnen per institutionele richtsnoeren worden vervangen.
- Beheren van de muscarinerge antagonist-atropine (atropinesulfate amino, 0,1 mg/mL, 20 μL beheerd s.c., opgelost in PBS) in de nek te verminderen slijm afscheiding en ter vergemakkelijking van de ademhaling. Agenten en dosis regimes kunnen per institutionele richtsnoeren worden vervangen.
2. pre-oorverdovend akoestische auditieve Brainstem Response (aABR)
Opmerking: aABR wordt gebruikt voor het meten van de status van de hoorzitting vóór en na het oorverdovend. Testen wordt uitgevoerd op de linker oor en in een geluiddicht elektrisch afgeschermde cabine. Het is raadzaam om te testen en later implantaat de linker oor voor een rechtshandig persoon. Nadere gegevens over de ABR in muizen kunnen worden gevonden in13,14. Tucker Davis technologieën (TDT) hardware en software (BioSig) worden gebruikt voor het opnemen van ABR maar andere systemen kunnen worden gebruikt.
- Blokkeren de contralaterale (rechteroor) met akoestisch schuim te isoleren van de ABR-reactie van de ipsilaterale (linkeroor). Zet het schuim in een spuit van 1 mL en het injecteren van de juiste gehoorgang van de muis ter dekking van de hele gehoorgang met schuim (0,1-0,2 mL van schuim). Zorg ervoor dat de zegels spuit nauw aan het oor zodat het schuim helemaal in de gehoorgang krijgt.
- Plaats de spreker 10 cm vanaf de linker oor.
Opmerking: De spreker voor deze setup was gekalibreerd met behulp van een microfoon PCB zoals beschreven in de refefence15. - Reinig de ABR-elektroden met 70% ethanol oplossing. Plaatsen van de elektroden onder de huid: actieve (Ch1) op het hoekpunt, verwijzing (-) onder de pinna van de ipsilaterale oor, en grond in de achterpoot (Figuur 1).
- Sluit de hoofd-fase en voorversterker aan de auditieve processor via de optische vezel-poort.
-
Controleer de impedantie van de actieve en referentie-elektrode.
- Als de impedantie meer dan 3 Ohm is, opnieuw rangschikken en de meting te hernemen. De beste opnames worden verkregen wanneer de elektroden de dezelfde impedantie hebben. Sluit de geluidsdicht stand.
- Klik op stimulatie te presenteren en opnemen van ABR in de voorwaarde van een vrije-veld met een complexe auditieve processor en software. Standaardiseren van de prikkel van de Klik in de software: 0.1 ms eenkanalig monofasische klikken worden gepresenteerd bij 21 Hz; Klik op niveau daalt van 90 dB SPL tot 10 dB SPL in stappen van 10 dB; 10 ms venster opnemen. Gemiddelde totaal 512 reacties op elk niveau van de dB.
- Toepassing een 2.000 Hz lowpass filter en een 300 Hz hoge frequentie doorlaten filter off line ter vermindering van lawaai in de opname met behulp van een op maat gemaakte Matlab-script.
- Bepaal de ABR drempel als het laagste niveau van de dB met een herkenbare ABR Golf reactie (Figuur 2en Figuur 3).
3. operatie
Opmerking: Typische instrumenten gebruikt omvatten een schaar, een scalpel, een paar metalen pincet met rechte of gebogen tips, een hulpprogramma voor het oprolmechanisme van weefsel, verschillende zuig wiggen en absorbeerbare papier punten. De operatie wordt uitgevoerd op de linker oor.
- Zet de muis aan de rechterkant. Vermijd onnodige torsional stress op de nekwervels. Zorg ervoor dat recht te houden het lichaam om de luchtwegen open te houden.
- De vacht achter het linker oor met een schaar te knippen (of het scheren met een scheerapparaat) om de huid bloot te stellen. Het steriliseren van de huid met 70% ethanol oplossing en betadine (Povidon/jodium).
- Controleer onder microscopische vergroting (16 x), een post auricular incisie van 1 – 1,5 cm met de scalpel.
- Overschakelen naar hogere microscopische vergroting (25 x).
- Uitvoeren van botte dissectie via de subcutane vetlaag, die met variabele dikte worden kan, met een tang.
Opmerking: Wees voorzichtig met het ontleden van zoals de externe halsslagader dit gebied doorloopt. Schade aan deze structuur kan leiden tot overmatig bloeden. - De musculus sternocleidomastoideus te onthullen het tympanic bulla beenvlies intrekken. Gebruiken de nervus facialis als een belangrijke anatomische mijlpaal om hulp van de identificatie van de auditieve bulla. De nervus facialis wikkelt rond de posterior/dorsale rand van de musculus sternocleidomastoideus en rostrally loopt langs de gehoorgang naar de pinna. Voorzichtig plaatst u het zelf behoud oprolmechanisme gereedschap in de snede te vergemakkelijken van de toegang tot de bulla (Figuur 4).
- Verwijder het overliggende de medio-ruggedeelte van de ' bulla ' dat duidelijk visualisatie van de bergkam tussen de ' bulla ' en de mastoideus weefsel.
- Zachtjes draaien een 30 G naald om te doorboren de ' bulla ' en maak een gat (bullostomy) aan de kant van de posterior-superior van de ridge (het bot is dunner aan deze kant). Alternatief, gebruik een tandheelkundige chirurgische boor.
Opmerking: Dit en de volgende stappen kunnen worden gedaan, met nog hogere microscopische vergroting (40 x) als de voorkeur. Ook de positie van de Microscoop te wijzigen indien nodig. Het is belangrijk om te maximaliseren van de chirurgische weergave van de ruimte van het middenoor. -
De bullostomy uit te breiden door kleine bot stukken met behulp van fijn omver te werpen pincet bloot van de holte van het middenoor te knijpen. De bullostomy dorsally richting de mastoideus uitbreiden totdat de ronde venster niche duidelijk is van de bovenliggende bone. De stapedial slagader, een tak van de interne halsslagader, loopt ventrale naar het ronde venster niche.
- Wees voorzichtig niet te beschadigen het vaartuig als excessief bloeden kan fataal zijn. Kleine bloedingen kunnen worden gestopt door te drukken op een klein stukje van de spongostan in de holte van het binnenoor.
- Uitbreiden van de bullostomy naar de richting van de voorste-superior te visualiseren de stijgbeugel, het middenoor bot verbonden met het ovale venster.
- Verwijder de stijgbeugel met pincet om het ovale venster bloot te stellen.
4. ronde venster toepassing van ototoxische Agent
- Zachtjes perforate het ronde venster en Ovaal venster membranen met behulp van een afgestompte 30 G naald. Controleer opraakt dat perilymph.
- Langzaam perfuse 0,05% gewicht/volume neomycine opgelost in PBS (aangepast op een pH van 7,4) via het ovale venster. Vloeistof moet spoelen uit het ronde venster. Herhaal dezelfde procedure op het ronde venster. Wees voorzichtig niet te beschadigen de beenstructuren venster met de naald gebruikt om te perfuse.
- Plaats een kleine hoeveelheid (1 mm2) spongostan gedrenkt in neomycine binnen het ronde venster en Ovaal venster niche.
- Het hulpmiddel van het oprolmechanisme verwijderen, sluit de insnijding en 30 min wachten.
5. post oorverdovende akoestische ABR
- AABR vastleggen op een vergelijkbare manier als voor het oorverdovend (stappen 2.2 tot en met 2.8) (Figuur 2b, Figuur 3).
6. opneming van CI elektrodenserie
Opmerking: De intracochlear elektrodenserie bestaat uit vier platina bands (Ø0.2 mm) met platina/iridum parylene geïsoleerd draad afgeschermd in een Siliconen slang (Figuur 5).
- Hiermee plaatst u het oprolmechanisme gereedschap in de incisie opnieuw toegang tot de ' bulla '.
- De elektrodenserie invoegen in het ronde venster (scala pauken) op een diepte waar de 4th platina ring zich net binnen het ronde venster bevindt. Dit geeft een invoeging diepte van ~ 2 mm, overeenkomt met de positie van een intracochlear op ~ 30 kHz16.
- Spoel de leidende draad in de ' bulla ' en lijm de draad aan het weefsel boven de ' bulla '. De draad coiling helpt om te houden van de array in plaats gedurende het gehele experiment.
- Zorgvuldig verwijderen van het oprolmechanisme en sluit de invoeging met weefsel lijm.
- Maak een kleine incisie (0.5 mm) in de hals loodrecht op de lijn tussen waar de actieve en referentie ABR-elektroden zal worden met behulp van een weefsel schaar. Plaats van het platina grond bal in de subcutane zak en sluit de kleine incisie met weefsel lijm (Figuur 6).
- De elektrode matrix bord verbinden met het dier Stimulator Platform.
7. elektrische auditieve Brainstem Response (eABR)
Opmerking: Een dier Stimulator Platform (ASP) wordt gebruikt om elektrisch stimuleren de elektrodenserie. Andere huidige bronnen en softwaresystemen kunnen worden gebruikt.
- Plaats de elektroden van de ABR als vóór (stappen 2.3 tot en met 2.5) (Figuur 6).
- Open de ASP-software en definiëren van de elektrische puls stimulatie paradigma. We gebruiken een lading-evenwichtig tweefase pulsen met 50 µs/fase en 10 µS interfase kloof gepresenteerd op 23.3 pulsen per seconde (pps). De elektrische stimulatie wordt geleverd in monopolaire elektrode configuratie met de huidige toenemende. Een totaal van 400 reacties zijn gemiddeld elke huidige niveau.
- Aanwezig van de elektrische puls treinen en neem de evoked eABR reactie voortdurend via de TDT-headstage, een voorversterker en auditieve processor.
- Uitzetten en analyseren van de gegevens van de eABR via een script van op maat gemaakte matlab (Figuur 7). Een voorbeeld van een opname en het script vindt u in de aanvullende.
8. einde van het Experiment
- Aan het einde van het experiment, euthanaseren het dier volgens de richtlijnen van de institutionele.
- Voorzichtig open de incisie en verwijderen van het implantaat.
- Ultra-Bewerk ultrasone trillingen ten de elektrodenserie in gedestilleerd water gedurende 10 minuten voor het verwijderen van weefsel puin.
Opmerking: Het implantaat kan meerdere malen worden hergebruikt als de elektroden intact en goed uitvoeren zijn. Controleer dit, meten van de impedantie van de elektroden met een multimeter tijdens de array droog is. - De elektrodenserie op een droge plaats bewaren.
Representative Results
Het doel van deze studie was om te beschrijven van een betrouwbaar model voor acute CI stimulatie in de deafened muis. Pre-en post chirurgische hoorzitting drempels diende als een functionele uitlezing van de oorverdovende procedure. Actuele toepassing van 0,05% neomycine in het ovale en ronde venster klik-opgeroepen hoorzitting drempelwaarden aanzienlijk verhoogd door 46 dB ± 6 (pre vs na neomycine: 30.0 dB ± 3,8 vs 75.7 dB ± 3.7, p = 0.0003, gepaarde t-test, n = 7) (Figuur 3). De muis en middelgrote elektrodenserie was hierna ingevoegd in het ronde venster (Figuur 4, Figuur 5). Elektrische simulatie van een intracochlear-elektrode kan betrouwbaar eABR activiteit genereren. (Figuur 7). In sommige gevallen, CI stimulatie de nervus facialis geactiveerd en een hoge amplitude golf geproduceerd met korte of lange latentie (figuur 8A en 8B van de figuur, respectievelijk). De korte latency reactie werd gekenmerkt door een snelle versterking van Golf IV rond 3 ms en dreigt te worden van een directe reactie van de nervus facialis. De lange latency reactie verscheen ongeveer 5-6 ms en is waarschijnlijk een reactie van de niet-auditieve spier (myogenic) die niet indirect door de nervus facialis opgeroepen. Nervus facialis antwoorden zijn zelden gerapporteerd in dierlijke studies in de literatuur, maar is een bekende complicatie in menselijke CI gebruikers17,18,19. In Figuur 8, stimulatie van de nervus facialis verscheen op relatief gemiddelde huidige niveaus (150 tot 200 μA) en in twee verschillende dieren. In andere gevallen beide reacties kunnen worden weergegeven in hetzelfde dier op zeer hoge huidige niveaus (niet afgebeeld). Het is raadzaam het huidige niveau tot een niveau beneden de verschijning van stimulatie van de nervus facialis te beperken.
Figuur 1: installatie van de auditieve Brainstem Response (ABR). Onderhuidse elektroden worden geplaatst op het hoekpunt (actief/kanaal 1 [Ch1]), achter het ipsilaterale oor (referentie [Ref]) en op de achterpoot (grond [Gnd]) van de narcose muis. Elektrode signalen zijn versterkt en vervolgens opgeslagen door een TDT-systeem. Akoestische en elektrische stimulatie worden gepresenteerd via een microfoon en een dier Stimulator Platform, respectievelijk. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2: vertegenwoordiger aABR golven Klik op stimulatie van een wild-type muis vóór en na het oorverdovend met 0,05% neomycine. (A) de normale-hoorzitting aABR patroon wordt gekenmerkt door golven geëtiketteerd I-V en een lage hoorzitting drempel, hier 30 dB SPL (pijl). (B) de deafened aABR patroon toont een verhoogde hoorzitting drempel, hier 70 dB SPL (pijl). De golven hebben een langere latentie en meer temporele jitter. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3: aABR drempel voor en na het oorverdovend. Toepassing van neomycine aanzienlijk gestegen aABR drempels 46 dB ± 6. Pre vs na neomycine: 30.0 dB ± 3,8 vs 75.7 dB ± 3.7, p = 0.0003, gepaarde t-test, n = 7. Fouten zijn de standaardfout van de middelen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 4: de chirurgie. (A) blootstelling aan de auditieve bulla. De bullostomy is uitgevoerd (witte gestippelde cirkel) langs de bergkam op de tympanic ' bulla ' (zwarte gestippelde lijn). (B) de bullostomy kunt visualisatie van het ronde venster, stapedial slagader en Ovaal venster. Neomycine is zachtjes gespoeld door eerste het ovale venster, dan het ronde venster. (C) de elektrode matrix wordt ingevoegd totdat de 4th -elektrode net binnen de niche van het ronde venster ligt. De draad van de elektrode is spiraalsnoer binnen de ' bulla ' de array in plaats te houden voordat de incisie wordt gesloten. VII CN = hersenzenuw VII (nervus facialis), OW = ovaal venster, RW = ronde venster, SA = stapedial slagader, SCM = sternocleidomastoideus spier, TB = tympanic bulla. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 5: de muis cochleair implantaat. (A) de intracochlear elektrodenserie bestaat uit vier platina bands verdeeld met een interval van 0.4 mm met een diameter d: 0 [tip] (d = 0.21), 1 (d = 0.23), 2 (d = 0,25), 3 (d = 0.27). De breedte van elke elektrode is 0,2 mm. De vier platinum/iridium (90/10) parylene geïsoleerde draden zijn afgeschermd in een Siliconen slang. (B) vergroting van de elektrode matrix tip (rode gestippelde plein). De elektrodenserie en een platina referentie bal zijn aangesloten op een print moederbord. Schaal bar = 1 mm. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 6: installatie van elektrisch opgeroepen ABR (eABR). De CI platina grond bal (Gnd, rode) wordt geplaatst in een subcutane zak in de nek van de muis. De lijn tussen actieve (Ch1(+) op het hoekpunt) en referentie (Ref (-) het ipsilaterale oor) ABR-elektroden is loodrecht op de lijn tussen de elektrodenserie en de grond om te verkrijgen van de beste eABR reactie. De eABR grond elektrode (Gnd, zwart) wordt geplaatst in de achterpoot. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 7: vertegenwoordiger eABR golven op CI stimulatie in een deafened muis. Een tweefase pulse trein wordt uitgereikt aan elektrode #1 in monopolaire configuratie op 23.3 pulsen per seconde (pps) met 400 herhalingen. Prikkels niveau 0-175 μA wordt weergegeven in 25 μA stappen (Zie stimulatie details in stap 7.2). Romeinse cijfers duiden eABR wave nummer. De amplitudes van de Golf en de latentie verhogen en verlagen, respectievelijk met het huidige niveau te verhogen. In dit voorbeeld Golf II verscheen ongeveer 1 ms, Golf III ongeveer 2 ms, Golf IV rond 3 ms, Golf V ongeveer 4 ms. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 8: voorbeeld van stimulatie van de nervus facialis. In sommige gevallen, kan de CI stimulatie activeren de nervus facialis en roepen een directe reactie met korte latentie (A) (pijl) of indirecte reactie met langere latentie (B) (pijl). De getoonde voorbeelden zijn van twee CI-geïmplanteerde dieren gestimuleerd met een tweefase pulse trein met behulp van 0-300 μA in 50 μA stappen (Zie stimulatie details in stap 7.2). Romeinse cijfers duiden eABR wave nummers. * duidt knippen van de Golf van eABR als gevolg van de verzadiging van de versterker. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Discussion
Dit manuscript beschrijft de chirurgische aanpak voor acute oorverdovend en cochleaire implantatie in de muis, evenals de functionele beoordeling van CI stimulatie met auditieve brainstem response. Hoewel de muis slakkenhuis klein is en de uitdagende operatie, de muismodel CI is haalbaar en fungeert als een waardevol instrument in auditieve onderzoek.
De stapedial slagader is aanwezig in het middenoor van de muis. De slagader treedt de ' bulla ' posterior-mediaal en ondeugdelijkheid loopt naar het ronde venster niche en dan superiorly tot de ovaal venster niche. In de initiële ontwikkeling van het muismodel ervaren we fatale intraoperatieve bloeden volgende trauma aan de stapedial slagader, voornamelijk terwijl het toegang tot van de ' bulla '. Dientengevolge, wij een beperktere benadering aangepast en accessed de ' bulla ' in kleinere, verfijnde dissectie stappen. Geen verdere complicaties als gevolg van bloedingen werden daarna waargenomen. Ondanks het feit dat stapedial slagader cauterisatie heeft geen significante invloed op hoorzitting drempel of aantal spiraalvormige ganglion neuronen in muizen5, volgens ons, is het onnodig, zolang grote zorg en aandacht zijn genomen tijdens de operatie. Wij stellen voor het nemen van de tijd die nodig is fijn psychomotorische vaardigheden te ontwikkelen en technische vaardigheid bereiken. De gemiddelde duur van de oorspronkelijke incisie tot sluiting rond de geïmplanteerde elektrodenserie is meestal 1-1,5 h.
De beschreven acute chirurgie van de CI in muizen is vergelijkbaar met de "ventral" procedure en ronde venster invoeging gebruikt in andere knaagdieren, zoals ratten en gerbils20,21,22. Andere knaagdieren studies hebben de "dorsale aanpak" met een cochleostomy van de basale beurt in plaats van een ronde venster inbrengen, volledig vermijden van de SA en het invoegen van de array meer diep6,23,24gebruikt. De inplanting van een chronische stimulering vergadering in muizen volgt dezelfde stappen uit zoals beschreven in dit protocol met de toevoeging van een Dacron Maas het implantaat en de postoperatieve zorg5vast te stellen.
De belangrijkste technische uitdagingen bij het uitvoeren van operaties van de CI in muizen zijn de geringe omvang van het slakkenhuis in vergelijking met het slakkenhuis van ratten en gerbils, en de aanwezigheid van een grote SA. De SA is ook aanwezig in ratten maar niet in gerbils. Bovendien, aangezien muizen kleiner dan ratten en gerbils zijn, zijn ze kwetsbaarder voor chirurgische ingrepen.
Op te heffen electrophonic reacties in eABR opnamen en om na te bootsen Haarcel verlies gevonden in de meeste CI-gebruikers, deafened we de dieren voor de CI insertdatum. Muizen zijn moeilijk te verdoven van ototoxically in vivo25 , omdat de systemische concentraties van aminoglycosiden moeten veroorzaken ototoxiciteit heeft een smalle dosis venster: lagere doses gegeven over verschillende dagen resultaten in geen verlies haarcel, overwegende dat een enkele injectie van een hogere dosis kunnen dodelijke26. Gevoeligheid voor aminoglycosiden is ook afhankelijk van de stam26. Het heeft echter aangetoond dat een enkelvoudige dosis van aminoglycosiden in combinatie met een diureticum lus buitensporige buitenste Haarcel verlies in CBA/CaJ Muizen zonder fatale gevolgen27 produceren kan. Vertraagde binnenste Haarcel dood werd gemeld in de helft van alle cochleae onderzocht27.
In dit manuscript gebruikten we actuele toepassing van de aminoglycosiden neomycine geïnspireerd door het protocol onlangs vastgesteld voor C57BL/6 muizen5. De klik-opgeroepen hoorzitting drempel verhoogd acute toepassing van neomycine aanzienlijk door 46 dB ± 6.1. Hoewel deze stijging groter dan de 35 dB toename gerapporteerd door Irving et al. is (pre vs na chirurgie: 41.6 dB ± 3.3 vs 76.6 dB ± 4.4, p = 0,02, n = 3) 5, we bereikt de zelfde post oorverdovende drempel (75.7 dB ± 3.7 vs 76.6 dB ± 4.4). 0,05% neomycine wordt gedacht aan het veroorzaken van een gedeeltelijke verlies van het gehoor, vooral door de snelle buitenste Haarcel dood, zoals binnenste Haarcel verlies langer duurt optreden van27. Het is dus mogelijk dat electrophonic antwoord, dat is gegenereerd zowel door de binnenste en buitenste haarcellen4,8,9,10,11,12, is alleen gedeeltelijk uitgeschakeld in deafened dieren met residuele gehoor. Hoewel 0.05% (gewicht/volume) neomycine niet het aantal spiraalvormige ganglion neuronen 4 weken na oorverdovend5 verlaagt doet, het is nog onbekend als neomycine in onze acute opstelling de vezels van de gehoorzenuw beïnvloedt of synaptopathy (verlies van synapsen bevordert tussen de binnenste haarcellen en type zenuwen ik auditieve vezels). Een ander onzekerheid is dat de behandeling actuele neomycine niet een gelijkmatige verdeling van Haarcel verlies langs de lengte van het slakkenhuis kan produceren. Toekomstige studies zijn nodig om deze vragen te beantwoorden.
Kortom maken het groeiende aantal genetische modellen voor menselijke doofheid en de biochemische tools beschikbaar de muis een aantrekkelijke diermodel voor auditieve onderzoek, met inbegrip van het gebied van CIs.
Disclosures
Geen concurrerende financiële belangen. De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs bedank Pierre Stahl, Oticon Medical, Nice, Frankrijk, voor het verstrekken van het dier stimulatie Platform en advies stimulatie paradigma's, en James B. Fallon en Andrew K. Wise van Bionics Institute, Melbourne, Australië, voor chirurgische advies . Dit werk werd gesteund door een subsidie van de Zwitserse National Science Foundation (ERC overdracht subsidie voor T.R.B.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Hardware | |||
| Sound-proof booth | IAC Acoustics, Winchester, UK | Mac-2 Enclosure RF Shielded Box 2A | |
| MF1 Speaker | Tucker Davis Technologies (TDT), FL, USA | ||
| PCB microphone | PCB Piezotronics, Inc, NY, USA | Model 378C01 | |
| Low impedance headstage | TDT, FL, USA | RA4LI | |
| Medusa pre-amplifier | TDT, FL, USA | RA4PA | |
| RZ6 auditory processor | TDT, FL, USA | ||
| Animal Stimulator Platform | ASP, Oticon Medical, Nice, France | ||
| Multimeter | Fluks | #115 | |
| Surgical equipment | |||
| Closed-loop heating pad | FHC, Inc. ME, USA | ||
| Eye ointment | Alcon, CH | Lacrinorm Augengel | |
| Acoustic foam | Otoform Ak, Dreve Otoplastik GmbH | #464 | |
| Disposable subdermal needle electrodes | Horizon, Rochester Electro-Medical Inc. | S83018-R9, 27G | |
| Self-retaining retractor tool (Mini Collibri Retractor) | Fine Science Tools | #17000-01 | |
| Suction wedges | Agnthos, SE | #42-886-460 | |
| Absorbable paper point (Medium) | WPI, FL, USA | #504182 | |
| Intracochlear electrode array | Bionics Institute, Melbourne, Australia | 4 channel | |
| Spongostan Standard | Ferrosan Medical Devices | #MS0002 | |
| Tissue glue. Loctite 4161 Superbond | Henkel | Part No 19743 | |
| Animal Stimulator Platform (ASP) | Oticon Medical, Nice, France | ||
| Drugs/chemicals | |||
| Ketamine (Narketan) | Provet AG, CH | 100mg/mL, #VQ_320265 | |
| Xylazine (Rompun) | Provet AG, CH | Inj Diss 2%, # 1315 | |
| Bupivacaine | Compendium, CH | Bupivacain Sintetica inj Diss 0.5% | |
| Atropine (Atropinesulfat Amino) | Amino AG, CH | 1 mg/mL | |
| Betadine (Povidone/iodine) | Provedic, CH | ||
| Neomycin (Neomycin trisulfate salt) | Sigma | N1876-25G, Lot#WXBB7516V | |
| Software | |||
| BioSigRZ | TDT, FL, USA | ||
| Matlab | MathWorks, MA, USA | ||
| ASP software | Oticon Medical, Nice, France |
References
- The-Ear-Foundation. Cochlear Implants Update. , (2018).
- Fallon, J. B., Irvine, D. R. F., Shepherd, R. K. Cochlear Implants and Brain Plasticity. Hearing Research. 238 (1-2), 110-111 (2008).
- Pfingst, B. E., et al. Neurotrophin Gene Therapy in Deafened Ears with Cochlear Implants: Long-term Effects on Nerve Survival and Functional Measures. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 18 (6), 731-750 (2017).
- Miller, C. A., et al. Electrical excitation of the acoustically sensitive auditory nerve: single-fiber responses to electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 7 (3), 195-210 (2006).
- Irving, S., et al. Cochlear implantation for chronic electrical stimulation in the mouse. Hearing Research. 306, 37-45 (2013).
- Soken, H., et al. Mouse cochleostomy: a minimally invasive dorsal approach for modeling cochlear implantation. Laryngoscope. 123 (12), E109-E115 (2013).
- Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion. Hearing Research. 312, 81-90 (2014).
- Hartmann, R., Topp, G., Klinke, R. Discharge patterns of cat primary auditory fibers with electrical stimulation of the cochlea. Hearing Research. 13 (1), 47-62 (1984).
- Sato, M., Baumhoff, P., Kral, A. Cochlear Implant Stimulation of a Hearing Ear Generates Separate Electrophonic and Electroneural Responses. The Journal of Neuroscience. 36 (1), 54-64 (2016).
- Pfingst, B. E., Spelman, F. A., Sutton, D. Operating ranges for cochlear implants. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 89 (2), (1980).
- Miller, C. A., Hu, N., Zhang, F., Robinson, B. K., Abbas, P. J. Changes across time in the temporal responses of auditory nerve fibers stimulated by electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 122-137 (2008).
- Shepherd, R. K., Javel, E. Electrical stimulation of the auditory nerve. I. Correlation of physiological responses with cochlear status. Hearing Research. 108 (1-2), 112-144 (1997).
- Akil, O., Oursler, A. E., Fan, K., Lustig, L. R. Mouse Auditory Brainstem Response Testing. Bio Protocol. 6 (6), (2016).
- Willott, J. F. Measurement of the auditory brainstem response (ABR) to study auditory sensitivity in mice. Current Protocols in Neuroscience. Chapter 8 (Unit 8.21B. , Chapter 8 (Unit 8.21B) (2006).
- TDT. ABR User Guide: A Guide to ABR Testing with the System 3 RZ6. , Florida, USA. (2017).
- Muller, M., von Hunerbein, K., Hoidis, S., Smolders, J. W. A physiological place-frequency map of the cochlea in the CBA/J mouse. Hearing Research. 202 (1-2), 63-73 (2005).
- Cushing, S. L., Papsin, B. C., Gordon, K. A. Incidence and characteristics of facial nerve stimulation in children with cochlear implants. Laryngoscope. 116 (10), 1787-1791 (2006).
- Berrettini, S., Vito, D. A., Bruschini, L., Passetti, S., Forli, F. Facial nerve stimulation after cochlear implantation: our experience. Acta Otorhinolaryngologica Italica. 31 (1), 11-16 (2011).
- Hu, H., Kollmeier, B., Dietz, M. Reduction of stimulation coherent artifacts in electrically evoked auditory brainstem responses. Biomedical Signal Processing and Control. 21, 74-81 (2015).
- Wiegner, A., Wright, C. G., Vollmer, M. Multichannel cochlear implant for selective neuronal activation and chronic use in the free-moving Mongolian gerbil. Journal of Neuroscience Methods. 273, 40-54 (2016).
- Hessel, H., et al. Meriones unguiculatus (Gerbil) as an animal model for the ontogenetic cochlear implant research. American Journal of Otolaryngology. 18 (S21), (1997).
- Pinilla, M., Ramirez-Camacho, R., Jorge, E., Trinidad, A., Vergara, J. Ventral approach to the rat middle ear for otologic research. Otolaryngology Head Neck Surgery. 124 (5), 515-517 (2001).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Lu, W., Xu, J., Shepherd, R. K. Cochlear implantation in rats: a new surgical approach. Hearing Research. 205 (1-2), 115-122 (2005).
- Poirrier, A. L., et al. Ototoxic drugs: difference in sensitivity between mice and guinea pigs. Toxicology Letters. 193 (1), 41-49 (2010).
- Wu, W. J., et al. Aminoglycoside ototoxicity in adult CBA, C57BL and BALB mice and the Sprague-Dawley rat. Hearing Research. 158 (1-2), 165-178 (2001).
- Taylor, R. R., Nevill, G., Forge, A. Rapid hair cell loss: a mouse model for cochlear lesions. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 44-64 (2008).
