Summary
Dyr modeller av cochlea implantater kan fremme kunnskap om teknologiske baser for å behandle permanent sensorinevralt hørselstap med elektrisk stimulering. Denne studien presenterer en kirurgisk protokoll for akutt øredøvende og cochlear implantering av en elektrode matrise i mus som funksjonell vurderingen auditiv hjernestammen respons.
Abstract
Cochlea implantater (CIs) er neuroprosthetic enheter som kan gi en følelse av å høre til døve. Men kan ikke en CI gjenopprette alle aspekter av høring. Forbedring av implantat teknologi er nødvendig hvis CI brukere er å oppfatte musikk og utføre i mer naturlige miljøer som høring ut en stemme med konkurrerende pratmakere, refleksjoner og andre lyder. Slik forbedring krever forsøksdyr for bedre å forstå mekanismene av elektrisk stimulering i cochlea og svarene i hele hørselen. Musen er en stadig mer attraktivt modell på grunn av de mange genetiske modellene tilgjengelig. Begrenset bruk av denne arten som et CI-modellen er imidlertid hovedsakelig på grunn av vanskelighetene med implanting liten elektrode matriser. Mer informasjon om kirurgiske prosedyren er derfor av stor interesse for å utvide bruken av mus i CI forskning.
I denne rapporten beskrive vi i detalj protokollen for akutt øredøvende og cochlear implantering av en elektrode matrise i C57BL/6 musen belastningen. Vi demonstrere funksjonelle effekten av denne prosedyren med elektrisk utløste auditiv hjernestammen svar (eABR) og viser eksempler på ansikts nervestimulering. Endelig, vi også diskutere betydningen av inkludert en øredøvende prosedyre ved et normalt hører dyr. Denne musen modellen gir en kraftig mulighet til å studere genetiske og nevrobiologiske mekanismer som vil være relevant for CI brukere.
Introduction
Cochlea implantater (CIs) er elektroniske enheter som kan gi en følelse av hørselen til personer med alvorlig og dyp hørselstap. Den bruker elektroder kirurgisk implantert i sneglehuset i det indre øret til direkte stimulerer hørselsnerven. Hittil er mest vellykkede sensoriske protesen og har bidratt mer enn 600.000 mennesker over hele verden1. Enheten har imidlertid mangler. Først variere fordelene som tilbys av enheten blant mottakere. Andre tale i støyende omgivelser og musikk fortsatt dårlig oppleves av de fleste CI-brukere.
I mange år, har dyremodeller blitt brukt for bedre å forstå problemene i CI forskning og kontinuerlig forbedre sikkerhet og effekt av enhetene. Modellene har gitt verdifull innsikt i flere fenomener, som plast endringer i hjernen finner sted etter CI implantasjon2, gir genterapi for å bevare gjenværende høring3og Biofysiske egenskapene til den påtrykkes hørselsnerven4, blant mange andre eksempler.
Mus er en effektiv modell organisme på grunn av store tilgjengeligheten av genetisk modeller av døvhet. Andre fordeler inkluderer muligheten til å manipulere musen genomet (f.eks, via CRISPR-Cas system), muligheten til å bruke avanserte imaging teknikker for å studere mekanismer, spesielt i hjernen, høy reproduksjon rate, rask utvikling og lett avl og håndtering. De viktigste tekniske utfordringene i å utføre CI operasjoner i mus er den lille størrelsen på cochlea og tilstedeværelsen av en stor stapedial arterie (SA). SA vanligvis forsvinner under embryonale utvikling hos mennesker men fortsetter hele livet i en rekke gnagere, inkludert mus, rotter og gerbils. SA kjører under den runde vindu nisje, som tilgangen til cochlea og øker kirurgisk risiko.
Tidligere studier har vist muligheten for CI implantasjon i mus5,6,7. Irving et al. vist at kronisk intracochlear elektrisk stimulering kan oppnås for opptil en måned. Akutt stimulering ble også fremført men opptakene ble ikke presentert. De viste at cauterizing arteria stapedial hadde ingen signifikant effekt på høring terskelen eller antall spiral ganglion nevroner og at aktuell anvendelse av aminoglycoside neomycin, en ototoxic stoff, var en effektiv øredøvende prosedyre i mus5. Soken et al. beskrevet en modifisert dorsal tilnærming til musen sneglehuset gjennom vinduet runde å bevare bedre hørsel status6. Etter innsetting av en platina-iridium wire, ble betydelig gjenværende høringen observert med en økt auditiv hjernestammen respons (ABR) terskelen 28 DB. Otoacoustic utslipp (OAE) gikk tapt i dyr med store ABR terskelen Skift6. Mistry et al. testet funksjonelle og histopathological effekten av implantasjon i fravær av elektrisk stimulering7. Selv om hørsel var bevart i både 3 og 6 måneder gamle implantert mus på lave frekvenser, resulterte implantasjon i fibrose-lignende vev rundt implantatet og osteoneogenesis rundt bullostomy7.
Kort sagt, av de tre studiene på CIs i mus demonstrerer eneste funksjonelle opptak av CI stimulering. Irving og kolleger utført både akutt og kronisk eABR opptak, men bare viste data fra kronisk CI stimulering5. Men er kroniske modellen med en fullt implanterbare enhet utviklet av Irving et al. teknisk utfordrende. Det er ennå ikke kjent om akutt CI stimulering, både mindre utfordrende og raskere, kan oppnå samme resultat.
CIs brukes av personer med alvorlige og dyptgripende hørselstap som ikke nytte av høreapparater. Dyr modeller for CI brukere bør derfor inneholde en øredøvende prosedyre når normalt hører dyr brukes. En annen grunn til å deafen høring dyr er at elektrisk stimulering av døve eller hørselshemmede sneglehuset produserer forskjellige nevrale svar4,8,9,10,11, 12. elektrisk stimulering av en døv sneglehuset direkte aktiverer auditiv nerve fiber og genererer en electroneural svar (α). Det er preget av kort ventetid og et lite dynamisk område i periferien8,10. På den annen side, interesserer elektrisk stimulering av en høring sneglehuset også hårcellene i et electrophonic svar (β) som er preget av lengre ventetider og større dynamisk område4,11. Electrophonic responsen er tilskrevet normal magnetisering av nerve fibre av indre hårcellene, elektrisk indusert sammentrekning av ytre hårcellene og generering av et omreisende bølge4. Electroneural og electrophonic svar også føre to forskjellige aktivitet mønstre i sentralnervesystemet9. Sato et al. registrert mellomhjernen nevroner i en CI implantert guinea gris før og etter øredøvende med neomycin, som eliminerer electrophonic bidrag. De viste at skråningen av funksjonen rate nivå var brattere og skyte priser høyere deafened tilstanden forhold til høring tilstand9. Derfor, avhengig av problemet nevnt, er det viktig å vurdere inkludert øredøvende separate electrophonic og electroneural svar på elektrisk stimulering av auditory nerve.
Her beskriver vi prosedyren for akutt øredøvende og cochlear implantering av en elektrode matrise i en mus og funksjonelle innspillingen av intracochlear elektrisk stimulering med elektrisk utløste auditiv hjernestammen svar (eABR).
Protocol
Alle prosedyrer ble utført i henhold til Basel-universitetet, Sveits, dyr omsorg og retningslinjer. De var lisensiert av veterinær kontor Canton i Basel, Sveits.
Merk: C57BL/6 voksne mus, alderen 8-12 uker (vekt 20-30 g), ble brukt i denne studien.
Venstre øre brukes som eksperimentelle øret. Høyre øre fungerer som en intra dyr kontroll og endres ikke surgically.
1. preoperativ prosedyrer
-
Anaesthetize dyr 30 min før kirurgi via intra peritoneal (IP) injeksjon av ketamin/xylazine (80 mg/kg Ketamin, 16 mg/kg xylazine, IP, volum injisert på 10 μL/g kroppsvekt).
- Supplere anestesi behov som dømmes av en positiv pedal og palpebral (toe-knip) refleks og bevegelse av kinnskjegg, med en lavere dose av ketamin (45 mg/kg, IP, injisert på 10 μL/g kroppsvekt). Agenter og dose regimer kan erstattes per institusjonelle retningslinjer.
Merknader: Generelt, dyr trenger en injeksjon hver 45-60 min med dette agent og dose regimet. Gjennomsnittstid fra opprinnelige snitt til nedleggelse rundt implantert elektrode matrisen er vanligvis 1-1,5 timer.
- Supplere anestesi behov som dømmes av en positiv pedal og palpebral (toe-knip) refleks og bevegelse av kinnskjegg, med en lavere dose av ketamin (45 mg/kg, IP, injisert på 10 μL/g kroppsvekt). Agenter og dose regimer kan erstattes per institusjonelle retningslinjer.
- Sjekk for full sedasjon av dyret preget av en vanlig pustefrekvens og mangel på tå-klype reflekser. Opprettholde dette nivået av anestesi.
- Opprettholde dyrets kroppstemperatur på 36,6 ° C med en lukket varmeputen. Bruk øye ointment å unngå dehydration av hornhinnen. Dette vil også undertrykke dyrets blink refleks, som kan legge støy til recoding.
- Administrere lokale smertestillende via injeksjon (SC) av bupivacaine/Lidocaine (0,1 mg/mL bupivacaine og 0,4 mg/mL lidokain, 0.1 mL administrert SC) langs tiltenkte snitt å minimere kirurgisk ubehag. Agenter og dose regimer kan erstattes per institusjonelle retningslinjer.
- Administrere muscarinic antagonist atropin (atropinesulfate amino, 0,1 mg/mL, 20 μL administrert SC, oppløst i PBS) i halsen å redusere mucus sekret og å lette puste. Agenter og dose regimer kan erstattes per institusjonelle retningslinjer.
2. pre-øredøvende akustisk Auditory hjernestammen svar (aABR)
Merk: aABR brukes til å måle statusen til høring før og etter øredøvende. Tester utføres på venstre øre og en lydisolerte elektrisk skjermet messe. Vi anbefaler å teste og senere implantat venstre øre for en høyrehendt person. Ytterligere detaljer om ABR i mus kan finnes i13,14. Tucker Davis teknologier (TDT) maskinvare og programvare (BioSig) brukes til å registrere ABR men andre systemer kan brukes.
- Blokkere kontralateral (høyre) øret med akustisk skum å isolere ABR svaret fra ipsilateral (venstre) øret. Skum innlegge en 1 mL sprøyte og injisere den inn i høyre øre kanalen på å dekke hele ørekanalen med skum (0,1-0,2 mL av skum). Kontroller sprøyte selene tett til øret slik at skum blir helt inn i ørekanalen.
- Plass høyttaleren 10 cm fra det venstre øret.
Merk: Høyttaleren til dette oppsettet ble kalibrert med en PCB mikrofon som beskrevet i refefence15. - Rengjør ABR elektrodene med 70% etanol løsning. Plasser elektrodene under huden: aktiv (Ch1) på toppunktet, referanse (-) under høydepunkt av ipsilateral øret og bakken i det bakben ben (figur 1).
- Koble leder-scenen og pre forsterkeren auditiv prosessoren via optisk fiber-porten.
-
Kontroller impedans på aktivt og referanse elektrode.
- Hvis impedansen over 3 Ohm, re-arrangere dem og re-ta måling. De beste opptakene hentes når elektrodene har samme impedansen. Lukk lydisolerte messe.
- Presentere Klikk stimulering og Registrer ABR i en gratis feltbetingelse med komplekse auditiv prosessor og programvare. Standardisere Klikk stimulans i programvaren: 0,1 ms enkanals monophasic Klikk presenteres på 21 Hz; Klikk hvert fra 90 dB SPL til 10 dB SPL i 10 dB trinn; 10 ms opptak vindu. Gjennomsnittlig totalt 512 svar på hvert dB-nivå.
- Bruke filtere 2000 Hz lavpassfilter og en 300 Hz høypass filter frakoblet for å redusere støy i innspillingen med skreddersydde Matlab script.
- Bestemme ABR terskelen som det laveste dB nivået med gjenkjennelige ABR bølge svar (figur 2, Figur 3).
3. kirurgi
Merk: Vanlige instrumenter inkluderer en saks, skalpell, et par av metallisk tang med rette eller buede tips, en vev festepunkt verktøy, flere sugekraft kiler og absorberbare papir poeng. Operasjonen utføres på venstre øre.
- Sette musen på høyre side. Unngå unødig torsjonsmessig stress på cervical ryggsøylen. Sørg for å holde kroppen rett å holde luftveiene åpen.
- Klipp pelsen bak det venstre øret med en saks (eller barbere det med en barbermaskin) å utsette huden. Sterilisere huden med 70% etanol løsning og betadine (povidon/jod).
- Gjør en 1-1,5 cm etter auricular snitt med skalpell under mikroskopisk forstørrelse (16 x).
- Bytt til høyere mikroskopiske forstørrelse (25 x).
- Utføre sløv disseksjon gjennom subkutant fett laget, som kan være av variabel tykkelse, med tang.
Merk: Vær forsiktig når du dissekere eksterne vena jugularis går gjennom dette området. Skade på denne strukturen kan føre til overdreven blødning. - Trekke sternocleidomastoid-muskelen å avsløre tympanic bulla periosteum. Bruk ansikts nerve som en nøkkel anatomiske landemerke for å hjelpe identifisering av auditory bulla. Ansikts nerve brytes rundt bakre/dorsal kanten av sternocleidomastoid-muskelen og kjører rostrally langs ørekanalen mot høydepunkt. Forsiktig plassere verktøyet selv beholde festepunkt i snitt å lette tilgang til bulla (Figur 4).
- Fjerne vevet overliggende medio-dorsal området bulla tillate tydelig visualisering av åsen mellom bulla og mastoid prosessen.
- Forsiktig rotere en 30 G nål for å pierce bulla og lage et hull (bullostomy) på bakre overlegen side av ryggen (benet er tynnere på denne siden). Alternativt bruke en dental kirurgisk drill.
Merk: Dette og de følgende trinnene kan gjøres med enda høyere mikroskopiske forstørrelse (40 x) foretrekkes. Også endre plasseringen av mikroskopet hvis nødvendig. Det er viktig å maksimere visningen kirurgisk plass i mellomøret. -
Utvide bullostomy ved pinching små bein stykker med fine tippet tang for å avsløre mellomøret hulrom. Utvide bullostomy på ryggen mot mastoid prosessen til runde vinduet nisje er klar av overliggende bein. Arteria stapedial, en gren av den interne carotis communis, går ventrale runde vinduet nisje.
- Pass på at du ikke skade fartøyet som overdreven blødning kan være dødelig. Små utfall kan stoppes ved å trykke et lite stykke spongostan i indre øret hulrom.
- Utvide bullostomy mot den fremre overlegen retningen visualisere stigbøylen, mellomøret benet koblet til det ovale vinduet.
- Fjerne stigbøylen med tang å avsløre det ovale vinduet.
4. runde vinduet programmet Ototoxic agent
- Forsiktig autoperforering runde og ovale vinduet membraner bruker en avstumpet 30 G nål. Kontroller at perilymph er ute.
- Sakte perfuse 0,05% vekt/volum neomycin oppløst i PBS (justert til pH 7.4) gjennom det ovale vinduet. Væsken skal skylle ut av vinduet runde. Gjenta samme runde vinduet. Pass på at du ikke skade vinduet bein strukturer med nålen brukes til perfuse.
- Plass et lite stykke (1 mm2) spongostan dynket i neomycin innen runde og ovale vinduet nisje.
- Fjerne verktøyet festepunkt, stenger incision og vente 30 min.
5. etter øredøvende akustisk ABR
- Registrere aABR på samme måte som før øredøvende (trinn 2.2 til 2.8) (figur 2b, Figur 3).
6. innsetting av CI elektrode matrise
Merk: Intracochlear elektrode matrisen består av fire platina band (Ø0.2 mm) med platinum/iridum parylene isolert wire skjermet i en silikon tube (figur 5).
- Plass verktøyet festepunkt i snitt til re-tilgang til bulla.
- Elektroden matrisen inn i runde vinduet (scala Pauker) dyp hvor 4th platina ringen er plassert rett innenfor vinduet runde. Dette gir en innsetting dybdeskarphet ~ 2 mm, tilsvarer en intracochlear posisjon på ~ 30 kHz16.
- Coil bly ledningen i bulla og lime wire til vev over til bulla. Coiling ledningen hjelper for å holde matrisen gjennom eksperimentet.
- Nøye fjerne festepunkt og Lukk innsetting med vev lim.
- Lag et lite innsnitt (0,5 mm) i halsen vinkelrett linjen mellom hvor aktive og referanse ABR elektroder skal bruke en vev saks. Plassere platina bakken ballen i subcutaneous lommen og Lukk den små snittet med vev lim (figur 6).
- Koble elektrode matrise styret til dyr Stimulator plattformen.
7. elektrisk Auditory hjernestammen svar (eABR)
Merk: En dyr Stimulator plattform (ASP) til å stimulere elektrisk elektrode matrisen. Andre gjeldende kilder og programvaresystemer kan brukes.
- Plass de ABR-elektrodene som før (trinn 2.3 til 2,5) (figur 6).
- Åpne ASP programvare og definere elektrisk puls stimulering paradigmet. Vi bruker en kostnad-balansert bifasisk pulser med 50 μs/fase og 10 μs interphase gapet presentert på 23.3 pulser per sekund (pps). Elektrisk stimulering leveres i monopolar elektrode konfigurasjon med økende dagens nivåer. Totalt 400 svar er gjennomsnitt på hvert gjeldende nivå.
- Presentere elektrisk puls tog og registrere vakte eABR svar kontinuerlig via TDT headstage, pre forsterker og auditiv prosessor.
- Plot og analysere eABR data via skreddersydd matlab script (figur 7). Skriptet og et eksempel på et opptak tilbys i utfyllende.
8. slutten av eksperimentet
- På slutten av eksperimentet, euthanize dyret i henhold til institusjonelle retningslinjer.
- Nøye åpne innsnitt og fjern implantatet.
- Ultra-sonicate elektrode matrisen i destillert vann i 10 min å fjerne vev rusk.
Merk: Protesen kan gjenbrukes flere ganger om elektrodene er intakte og riktig gjennomføring. Kontroller dette ved å måle impedans på elektrodene med et multimeter når matrisen er tørr. - Lagre elektrode matrisen i et tørt sted.
Representative Results
Formålet med denne studien var å beskrive en pålitelig modell for akutt CI stimulering deafened musen. Pre- og post-kirurgiske høring terskler var en funksjonell avlesning av øredøvende prosedyren. Aktuell anvendelse av 0,05% neomycin i vinduet ellipse og rundt betydelig økt Klikk-utløste høring terskler av 46 dB ± 6 (pre vs etter neomycin: 30.0 dB ± 3.8 vs 75.7 dB ± 3.7, p = 0.0003, sammenkoblet t-test, n = 7) (Figur 3). Mus-størrelse elektrode matrisen ble senere satt inn i vinduet runde (4 figur, figur 5). Elektrisk simulering av en intracochlear elektrode kan pålitelig generere eABR aktivitet. (Figur 7). I noen tilfeller CI stimulering aktivert ansikts nerve og produsert en høy amplitude bølge med kort eller lang ventetid (figur 8A og figur 8B, henholdsvis). Kort ventetid responsen var preget av en rask forsterkning av bølge IV rundt 3 ms og sannsynligvis være en direkte respons av ansikts nerve. Lang ventetid svaret dukket opp rundt 5-6 ms og sannsynligvis være en ikke-hørbar muskel (myogenic) respons fremkalt indirekte av ansikts nerve. Ansikts nerve svar rapporteres i dyrestudier i litteratur, men er en godt kjent komplikasjon i menneskelig CI brukere17,18,19. I Figur 8, ansikts nervestimulering spilte på relativt middels dagens nivåer (150 – 200 μA) og to forskjellige dyr. I andre tilfeller kan både svar vises i samme dyr på svært høy dagens nivåer (vises ikke). Vi anbefaler begrense dagens nivå til nivåer under utseendet på ansikts nervestimulering.
Figur 1: Auditory hjernestammen svar (ABR) oppsett. Subdermal elektroder blir plassert på toppunktet (aktiv/kanal 1 [Ch1]), bak ipsilateral øret (referanse [Ref]) og det bakben ben (bakken [Gnd]) bedøvet museklikk. Elektroden signaler er forsterket og deretter registreres av TDT. Elektrisk stimulering presenteres via en mikrofon og en dyr Stimulator plattform, henholdsvis. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: representant aABR bølger klikker stimulering fra vill-type mus før og etter øredøvende med 0,05% neomycin. (A) normal-høringen aABR mønster er preget av bølger merket IV og en lav hørselen terskel, her 30 dB SPL (pil). (B) deafened aABR mønster viser en økt høring terskelen, her 70 dB SPL (pil). Bølgene har en lengre ventetid og mer verdslige jitter. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3: aABR terskelen før og etter øredøvende. Anvendelse av neomycin betydelig økt aABR terskler av 46 dB ± 6. Pre vs etter neomycin: 30.0 dB ± 3.8 vs 75.7 dB ± 3.7, p = 0.0003, sammenkoblet t-test, n = 7. Feil er standard feil av midler. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4: operasjonen. (A) eksponering for auditory bulla. Bullostomy er utført (hvite stiplede sirkel) langs ryggen på tympanic bulla (svart stiplet linje). (B) i bullostomy kan visualisering av runde vinduet, stapedial arterien og ovale vindu. Neomycin er forsiktig skylles gjennom første det ovale vinduet og vinduet runde. (C) elektroden matrise settes til 4th elektroden ligger like innenfor runde vinduet nisje. Elektroden ledningen er kveilet inne bulla å holde matrisen på plass før innsnitt lukkes. CN VII = cranial nerve VII (ansikts nerve), OW = ovale vindu, RW = runde vinduet SA = stapedial arterie, SCM = sternocleidomastoid-muskelen, TB = tympanic bulla. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 5: mus cochlear implant. (A) intracochlear elektrode matrisen består av fire platina band linjeavstand med 0.4 mm mellomrom med en diameter d: 0 [tips] (d = 0,21), 1 (d = 0,23), 2 (d = 0,25), 3 (d = 0,27). Hver elektrode er 0.2 mm. Fire platinum/iridium (90/10) parylene isolert ledningene er skjermet i en silikon rør. (B) forstørrelse elektrode matrise tips (rød prikket firkant). Elektroden matrisen og en platina referanse ball er koblet til en utskrift. Skala bar = 1 mm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 6: elektrisk utløste ABR (eABR) oppsett. CI platina bakken ballen (jord, rød) er plassert i en subcutaneous lomme i halsen av musen. Linjen mellom aktive (Ch1(+) på toppunktet) og referanse (Ref (-) på det ipsilateral øret) ABR elektrodene er vinkelrett på linjen mellom elektrode matrisen og bakken for å få den beste eABR-responsen. EABR bakken elektroden (jord, svart) plasseres i hind ben. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 7: representant eABR bølger på CI stimulering i deafened mus. Bifasisk puls toget er presentert for elektrode #1 i monopolar konfigurasjon på 23.3 pulser per sekund (pps) med 400 repetisjoner. Stimuli nivå 0-175 μA vises i 25 μA trinn (se stimulering detaljer i trinn 7.2). Romertall betegne eABR wave tall. Bølge amplitudes og ventetid øker og reduseres, henholdsvis med økende gjeldende nivå. I dette eksemplet bølge II dukket opp rundt 1 ms, bølge III rundt 2 ms, bølge IV rundt 3 ms, bølge V rundt 4 ms. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 8: eksempel på ansikts nervestimulering. I noen tilfeller kan CI stimulering aktivere ansikts nerve og fremkalle en direkte respons med kort ventetid (A) (pil) eller indirekte svar med lengre ventetid (B) (pil). I eksemplet er fra to CI-implantert dyr stimulert med en bifasisk pulse train bruker 0-300 μA i 50 μA trinn (se stimulering detaljer i trinn 7.2). Romertall betegne eABR wave tall. * Angir klipping av eABR bølgen på grunn av metning av forsterkeren. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Discussion
Dette manuskriptet beskriver kirurgisk tilnærming for akutt øredøvende og cochlear implantasjon i musen, samt funksjonelle vurdering av CI stimulering auditiv hjernestammen respons. Selv om musen sneglehuset er liten og kirurgi utfordrende, CI musemodell er mulig og fungerer som et verdifullt verktøy i auditiv forskning.
Arteria stapedial finnes i mellomøret museklikk. Arteria går inn i bulla bakre-medialt og kjører inferiorly til runde vinduet nisje og så overlegent ovale vindu nisje. I den første utviklingen av musemodell opplevde vi dødelig intra operative blødning følgende traume til arteria stapedial hovedsakelig under tilgang til bulla. Som en konsekvens, vi tilpasset en mer begrenset tilnærming og tilgang til bulla i mindre, raffinert disseksjon trinn. Ingen ytterligere komplikasjoner på grunn av blødning ble deretter observert. Til tross for at stapedial arterien cauterization har ingen betydelig innvirkning på høring terskelen eller antall spiral ganglion nevroner i mus5, etter vår mening, er det unødvendig så lenge omsorg og oppmerksomhet er tatt under operasjonen. Vi foreslår å ta tiden det tar å utvikle fine psykomotorisk ferdigheter og nå tekniske dyktighet. Gjennomsnittstid fra opprinnelige snitt til nedleggelse rundt implantert elektrode matrisen er vanligvis 1-1,5 t.
Beskrevet akutt CI kirurgi i mus ligner "ventrale" framgangsmåten og runde vinduet innsetting brukes i andre Red, inkludert rotter og gerbils20,21,22. Andre gnager studier har brukt "dorsal tilnærming" en basal slå cochleostomy i stedet for en runde vinduet innsetting, unngå SA helt og sette inn matrisen mer dypt6,23,24. Implantering av en kronisk stimulering forsamling i mus følger de samme trinnene som beskrives i denne protokollen med tillegg av en Dacron mesh å fikse implantatet og postoperativ pleie5.
De viktigste tekniske utfordringene når CI operasjoner i mus er den lille størrelsen av sneglehuset forhold til sneglehuset rotter og gerbils, og tilstedeværelsen av en stor SA. SA er også tilstede i rotter men ikke gerbils. I tillegg siden mus er mindre enn rotter og gerbils, er de mer utsatt for kirurgiske prosedyrer.
Eliminere electrophonic svar i eABR innspillinger og etterligne hår celle tap i de fleste CI brukere, deafened vi dyrene før CI innsetting. Mus er vanskelig å deafen ototoxically i vivo25 fordi systemisk konsentrasjonen av aminoglycosides krevde å anledning ototoksisitet har en smal dose vindu: lavere doser gitt over flere dager gir ingen tap av hår cellen mens en enkelt injeksjon en høyere dose kan være dødelige26. Mottakelighet for aminoglycosides er også belastning avhengige26. Det har imidlertid vist at en enkelt dose av aminoglycosides i kombinasjon med en loop vanndrivende kan produsere overdreven ytre hår cellen tap i CBA/CaJ mus uten fatale konsekvenser27. Forsinket indre håret celledød ble rapportert i halvparten av alle cochleae undersøkt27.
I dette manuskriptet brukte vi aktuell anvendelse av aminoglycosides neomycin inspirert av protokollen nylig etablert for C57BL/6 mus5. Akutt anvendelse av neomycin betydelig økt Klikk-utløste høring terskelen av 46 dB ± 6.1. Selv om denne økningen er større enn 35 dB økningen rapportert av Irving et al. (pre vs etter operasjonen: 41.6 dB ± 3.3 vs 76.6 dB ± 4.4, p = 0,02, n = 3) 5, vi oppnådd samme post øredøvende terskelen (75.7 dB ± 3.7 vs 76.6 dB ± 4.4). 0,05% neomycin antas å føre en delvis tap av hørsel, hovedsakelig av rask ytre hår celledød, som indre håret celle tap tar lengre tid å oppstå27. Det er derfor mulig at electrophonic svaret, som er utviklet både av indre og ytre hårcellene4,8,9,10,11,12, er bare delvis eliminert i deafened dyr med gjenværende høring. Selv om 0,05% (vekt/volum) neomycin ikke reduseres antall spiral ganglion nevroner 4 uker etter øredøvende5, er det likevel unknown hvis neomycin i våre akutt oppsettet påvirker auditiv nerve fiber eller fremmer synaptopathy (tap av synapser mellom indre hårcellene og typen nerve jeg auditiv fiber). En usikkerhet er at den aktuelle neomycin behandlingen ikke kan produsere en jevn fordeling av hår celle tap langs sneglehuset. Fremtidige studier trengs for å svare på disse spørsmålene.
Oppsummert gjøre det økende antallet genetisk modeller for menneskelig døvhet og biokjemiske verktøyene tilgjengelig musen en attraktiv dyr modell for auditory forskning, inkludert feltet i CIs.
Disclosures
Ingen konkurrerende økonomiske interesser. Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne gjerne takke Pierre Stahl, Oticon medisinske, Nice, Frankrike, for å gi dyr stimulering plattformen og råd om stimulering paradigmer, og James B. Fallon og Andrew K. Wise Bionics Institute, Melbourne, Australia, om kirurgiske råd . Dette arbeidet ble støttet av et stipend fra det sveitsiske National Science Foundation (ERC overføring grant til T.R.B.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Hardware | |||
| Sound-proof booth | IAC Acoustics, Winchester, UK | Mac-2 Enclosure RF Shielded Box 2A | |
| MF1 Speaker | Tucker Davis Technologies (TDT), FL, USA | ||
| PCB microphone | PCB Piezotronics, Inc, NY, USA | Model 378C01 | |
| Low impedance headstage | TDT, FL, USA | RA4LI | |
| Medusa pre-amplifier | TDT, FL, USA | RA4PA | |
| RZ6 auditory processor | TDT, FL, USA | ||
| Animal Stimulator Platform | ASP, Oticon Medical, Nice, France | ||
| Multimeter | Fluks | #115 | |
| Surgical equipment | |||
| Closed-loop heating pad | FHC, Inc. ME, USA | ||
| Eye ointment | Alcon, CH | Lacrinorm Augengel | |
| Acoustic foam | Otoform Ak, Dreve Otoplastik GmbH | #464 | |
| Disposable subdermal needle electrodes | Horizon, Rochester Electro-Medical Inc. | S83018-R9, 27G | |
| Self-retaining retractor tool (Mini Collibri Retractor) | Fine Science Tools | #17000-01 | |
| Suction wedges | Agnthos, SE | #42-886-460 | |
| Absorbable paper point (Medium) | WPI, FL, USA | #504182 | |
| Intracochlear electrode array | Bionics Institute, Melbourne, Australia | 4 channel | |
| Spongostan Standard | Ferrosan Medical Devices | #MS0002 | |
| Tissue glue. Loctite 4161 Superbond | Henkel | Part No 19743 | |
| Animal Stimulator Platform (ASP) | Oticon Medical, Nice, France | ||
| Drugs/chemicals | |||
| Ketamine (Narketan) | Provet AG, CH | 100mg/mL, #VQ_320265 | |
| Xylazine (Rompun) | Provet AG, CH | Inj Diss 2%, # 1315 | |
| Bupivacaine | Compendium, CH | Bupivacain Sintetica inj Diss 0.5% | |
| Atropine (Atropinesulfat Amino) | Amino AG, CH | 1 mg/mL | |
| Betadine (Povidone/iodine) | Provedic, CH | ||
| Neomycin (Neomycin trisulfate salt) | Sigma | N1876-25G, Lot#WXBB7516V | |
| Software | |||
| BioSigRZ | TDT, FL, USA | ||
| Matlab | MathWorks, MA, USA | ||
| ASP software | Oticon Medical, Nice, France |
References
- The-Ear-Foundation. Cochlear Implants Update. , (2018).
- Fallon, J. B., Irvine, D. R. F., Shepherd, R. K. Cochlear Implants and Brain Plasticity. Hearing Research. 238 (1-2), 110-111 (2008).
- Pfingst, B. E., et al. Neurotrophin Gene Therapy in Deafened Ears with Cochlear Implants: Long-term Effects on Nerve Survival and Functional Measures. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 18 (6), 731-750 (2017).
- Miller, C. A., et al. Electrical excitation of the acoustically sensitive auditory nerve: single-fiber responses to electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 7 (3), 195-210 (2006).
- Irving, S., et al. Cochlear implantation for chronic electrical stimulation in the mouse. Hearing Research. 306, 37-45 (2013).
- Soken, H., et al. Mouse cochleostomy: a minimally invasive dorsal approach for modeling cochlear implantation. Laryngoscope. 123 (12), E109-E115 (2013).
- Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion. Hearing Research. 312, 81-90 (2014).
- Hartmann, R., Topp, G., Klinke, R. Discharge patterns of cat primary auditory fibers with electrical stimulation of the cochlea. Hearing Research. 13 (1), 47-62 (1984).
- Sato, M., Baumhoff, P., Kral, A. Cochlear Implant Stimulation of a Hearing Ear Generates Separate Electrophonic and Electroneural Responses. The Journal of Neuroscience. 36 (1), 54-64 (2016).
- Pfingst, B. E., Spelman, F. A., Sutton, D. Operating ranges for cochlear implants. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 89 (2), (1980).
- Miller, C. A., Hu, N., Zhang, F., Robinson, B. K., Abbas, P. J. Changes across time in the temporal responses of auditory nerve fibers stimulated by electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 122-137 (2008).
- Shepherd, R. K., Javel, E. Electrical stimulation of the auditory nerve. I. Correlation of physiological responses with cochlear status. Hearing Research. 108 (1-2), 112-144 (1997).
- Akil, O., Oursler, A. E., Fan, K., Lustig, L. R. Mouse Auditory Brainstem Response Testing. Bio Protocol. 6 (6), (2016).
- Willott, J. F. Measurement of the auditory brainstem response (ABR) to study auditory sensitivity in mice. Current Protocols in Neuroscience. Chapter 8 (Unit 8.21B. , Chapter 8 (Unit 8.21B) (2006).
- TDT. ABR User Guide: A Guide to ABR Testing with the System 3 RZ6. , Florida, USA. (2017).
- Muller, M., von Hunerbein, K., Hoidis, S., Smolders, J. W. A physiological place-frequency map of the cochlea in the CBA/J mouse. Hearing Research. 202 (1-2), 63-73 (2005).
- Cushing, S. L., Papsin, B. C., Gordon, K. A. Incidence and characteristics of facial nerve stimulation in children with cochlear implants. Laryngoscope. 116 (10), 1787-1791 (2006).
- Berrettini, S., Vito, D. A., Bruschini, L., Passetti, S., Forli, F. Facial nerve stimulation after cochlear implantation: our experience. Acta Otorhinolaryngologica Italica. 31 (1), 11-16 (2011).
- Hu, H., Kollmeier, B., Dietz, M. Reduction of stimulation coherent artifacts in electrically evoked auditory brainstem responses. Biomedical Signal Processing and Control. 21, 74-81 (2015).
- Wiegner, A., Wright, C. G., Vollmer, M. Multichannel cochlear implant for selective neuronal activation and chronic use in the free-moving Mongolian gerbil. Journal of Neuroscience Methods. 273, 40-54 (2016).
- Hessel, H., et al. Meriones unguiculatus (Gerbil) as an animal model for the ontogenetic cochlear implant research. American Journal of Otolaryngology. 18 (S21), (1997).
- Pinilla, M., Ramirez-Camacho, R., Jorge, E., Trinidad, A., Vergara, J. Ventral approach to the rat middle ear for otologic research. Otolaryngology Head Neck Surgery. 124 (5), 515-517 (2001).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Lu, W., Xu, J., Shepherd, R. K. Cochlear implantation in rats: a new surgical approach. Hearing Research. 205 (1-2), 115-122 (2005).
- Poirrier, A. L., et al. Ototoxic drugs: difference in sensitivity between mice and guinea pigs. Toxicology Letters. 193 (1), 41-49 (2010).
- Wu, W. J., et al. Aminoglycoside ototoxicity in adult CBA, C57BL and BALB mice and the Sprague-Dawley rat. Hearing Research. 158 (1-2), 165-178 (2001).
- Taylor, R. R., Nevill, G., Forge, A. Rapid hair cell loss: a mouse model for cochlear lesions. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 44-64 (2008).
