Summary
Djurmodeller av cochleaimplantat kan avancera kunskap om de tekniska grunderna för behandling av permanent sensorineural hörselnedsättning med elektrisk stimulering. Denna studie presenterar ett kirurgiska protokoll för akut öronbedövande och cochlear implantation av en elektrod array i möss samt funktionella bedömningen med auditiv hjärnstammen svar.
Abstract
Cochleaimplantat (CIs) är neuroprosthetic enheter som kan ge en känsla av förhandlingen till döva. Dock återställa inte en CI alla aspekter av förhandlingen. Förbättring av implantatet tekniken behövs om CI-användare är att uppfatta musik och utföra i mer naturliga miljöer, såsom hörsel ut en röst med konkurrerande talare, reflektioner och andra ljud. Sådan förbättring kräver försöksdjur att bättre förstå mekanismerna för elektrisk stimulering i hörselsnäckan och dess svar i hela hörselsystemet. Musen är en alltmer attraktiv modell på grund av de många genetiska modellerna tillgängliga. Den begränsade användningen av denna art som CI modell är dock främst på grund av svårigheten att implantera liten elektrod matriser. Mer information om ingreppet är därför av stort intresse att utöka användningen av möss i CI forskning.
I den här rapporten beskriver vi i detalj protokollet för akut öronbedövande och cochlear implantation av en elektrod array i C57BL/6 mus stam. Vi visar funktionella effekten av detta förfarande med elektriskt frammanade auditiv hjärnstammen svar (eABR) och visar exempel på ansiktsnerven stimulering. Slutligen diskuterar vi också vikten av att inkludera ett öronbedövande förfarande när du använder en normalt höra djur. Denna musmodell ger en kraftfull möjlighet att studera genetiska och neurobiologiska mekanismer som skulle vara relevant för CI-användare.
Introduction
Cochleaimplantat (CIs) är elektroniska apparater som kan ge en känsla av förhandlingen till människor med svår hörselnedsättning. Den använder elektroder implanterad i snäckan i innerörat att direkt stimulera hörselnerven. Hittills har CI är mest framgångsrika sensoriska protesen och har hjälpt mer än 600.000 människor världen över1. Enheten har dock brister. Först, de förmåner som tillhandahålls av enheten varierar kraftigt bland mottagarna. Andra uppfattas fortfarande dåligt tal i bullriga miljöer och musik av de flesta CI-användare.
För många år, har djurmodeller använts att bättre förstå dessa frågor i CI forskning och att kontinuerligt förbättra säkerheten och effekten av enheterna. Modellerna har gett värdefulla insikter om flera fenomen, såsom plast förändringar i hjärnan som sker efter CI implantation2, effekten av att tillämpa genterapi för att bevara kvarvarande hörsel3och biofysiska egenskaper för den elektriskt stimuleras hörselnerven4, bland många andra exempel.
Möss är en kraftfull modell organismen på grund av den stora tillgången på genetiska modeller av dövhet. Andra fördelar är förmågan att manipulera genomet mus (t.ex., via systemet CRISPR-Cas), möjlighet att använda avancerade imaging tekniker för att studera mekanismer, särskilt i hjärnan, hög reproduktion klassar, snabb utveckling och lätt avel och hantering. De viktigaste tekniska utmaningarna i att utföra CI operationer hos möss är den lilla storleken på snäckan och närvaron av en stor stapedial artär (SA). SA vanligtvis försvinner under embryonalutvecklingen hos människa men kvarstår under hela livet i ett antal gnagare, inklusive möss, råttor och gerbiler. SA kör nedanför runda fönster nisch, vilket komplicerar tillgång till snäckan och ökar kirurgiska risken.
Tidigare studier har visat genomförbarheten av CI implantation i möss5,6,7. Irving et al. visat att kronisk intracochlear elektrisk stimulering kan uppnås i upp till en månad. Akut stimulering utfördes också men inspelningarna presenterades inte. De visade att Parkinsonsymtomen stapedial artär hade ingen signifikant effekt på tröskeln för förhandlingen eller antalet spiral ganglion nervceller och att lokal applicering av en aminoglykosid neomycin, en Ototoxiska läkemedel, var ett effektivt öronbedövande förfarande i möss5. Soken et al. beskrev en modifierad dorsala metod för mus snäckan genom det runda fönstret att bättre bevara hörseln status6. Efter införande av en platinum-iridium tråd observerades betydande kvarvarande hörsel en ökad auditiv hjärnstammen svar (ABR) tröskeln på 28 dB. I djur med stora ABR tröskel Skift6förlorade otoakustisk utsläpp (OAE). Mistry et al. testade de funktionella och histopatologiska effekterna av implantation i avsaknad av elektrisk stimulering7. Även om förhandlingen bevarades i både 3 och 6 månader gamla implanteras möss vid låga frekvenser, resulterade implantation i fibros-liknande vävnad runt implantatet och osteoneogenesis runt den bullostomy7.
Kort sagt, av de tre studierna på CIs i möss visar enda funktionella inspelning av CI stimulering. Irving och kollegor utförde både akut och kronisk eABR inspelningar men visade bara data från kronisk CI stimulering5. Den kroniska modellen med ett helt implanterbara enhet som utvecklats av Irving et al. är dock tekniskt utmanande. Det är ännu inte känt om akut CI stimulering, både mindre utmanande och snabbare, kan uppnå liknande resultat.
CIs används av personer med svår hörselnedsättning som inte längre dra nytta av hörapparater. Djurmodeller för CI-användare bör därför omfatta ett öronbedövande förfarande när normalt höra djur används. En annan anledning att göra döv förhandlingen djur är att elektrisk stimulering av en döv eller hörande cochlean producerar olika neurala svar4,8,9,10,11, 12. elektrisk stimulering av en döv snäckan direkt aktiverar hörselnerven fibrerna och genererar ett electroneural svar (α). Det kännetecknas av kort latens och ett litet dynamiskt omfång i periferin8,10. Däremot, retar elektrisk stimulering av en utfrågning snäckan också hårcellerna i ett electrophonic svar (β) som kännetecknas av längre latenser och större dynamiskt omfång4,11. Electrophonic svaret tillskrivs normala excitation av nervfibrer av inre hårcellerna, elektriskt inducerad sammandragning av yttre hårceller, och generering av en resande wave4. Electroneural och electrophonic svar också resultera i två olika aktivitetsmönster i centrala nervsystemet9. Sato et al. inspelade mellanhjärnan nervceller i försökskanin CI implanteras före och efter öronbedövande med neomycin, vilket eliminerar electrophonic bidrag. De visade att slutta av funktionen ränta-nivå var brantare och bränning priser högre i villkoret deafened jämfört med den förhandlingen skick9. Därför beroende på forskningsfrågan anges, är det viktigt att överväga inklusive öronbedövande separat electrophonic och electroneural svar på elektrisk stimulering av hörselnerven.
Här beskriver vi proceduren för akut öronbedövande och cochlear implantation av en elektrod array i en mus samt funktionella inspelningen av intracochlear elektrisk stimulering med elektriskt frammanade auditiv hjärnstammen svar (eABR).
Protocol
Alla förfaranden genomfördes enligt Basel universitet, Schweiz, djurvård och riktlinjer. De var licensierad av veterinärmedicinska byrån av kantonen Basel, Schweiz.
Obs: C57BL/6 vuxna möss, åldern 8 – 12 veckor (vikt 20 – 30 g), användes i denna studie.
Vänster öra används som experimentella örat. Höger öra fungerar som en intra djur kontroll och ändras inte opereras.
1. preoperativa förfaranden
-
Bedöva djur 30 min före operation via inom peritonealdialys (i.p.) injektion av ketamin/xylazin (80 mg/kg ketamin, 16 mg/kg xylazin, i.p., volym injiceras 10 μL/g kroppsvikt).
- Komplettera anestesi vid behov, som bedöms av en positiv pedal och palpebrala (tå-nypa) reflex och rörlighet för morrhår, med en lägre dos av ketamin (45 mg/kg i.p., injiceras 10 μL/g kroppsvikt). Agenter och dos regimer kan ersättas per institutionella riktlinjer.
Anteckningar: I allmänhet djuret behöver en injektion varje 45 – 60 min med denna agent och dos regim. Den genomsnittliga tiden från första snittet till stängning runt den inopererad elektrod arrayen är typiskt 1-1,5 timmar.
- Komplettera anestesi vid behov, som bedöms av en positiv pedal och palpebrala (tå-nypa) reflex och rörlighet för morrhår, med en lägre dos av ketamin (45 mg/kg i.p., injiceras 10 μL/g kroppsvikt). Agenter och dos regimer kan ersättas per institutionella riktlinjer.
- Kontrollera för full sedering av djur präglas av en regelbunden andning och brist på tå-nypa reflexer. Bibehålla denna nivå av anestesi.
- Upprätthålla djurets kroppstemperatur på 36,6 ° C med en sluten slinga värmedyna. Tillämpa ögonsalva för att undvika uttorkning av hornhinnan. Detta kommer också undertrycka djurets blinkreflexen, som kan lägga till brus i omkodningen.
- Administrera lokala smärtstillande via subkutan injektion (s.c.) av bupivakain/lidokain (0,1 mg/mL bupivakain och 0,4 mg/mL lidokain, 0,1 mL ges s.c.) längs linjen avsedda snitt för att minimera eventuella kirurgiska obehag. Agenter och dos regimer kan ersättas per institutionella riktlinjer.
- Administrera den muskarinantagonist atropin (atropinesulfate amino, 0,1 mg/mL, 20 μL administrerat s.c., upplöst i PBS) i nacken att minska slem sekretion och underlätta andningen. Agenter och dos regimer kan ersättas per institutionella riktlinjer.
2. före öronbedövande akustiska auditiv hjärnstammen svar (aABR)
Obs: aABR används för att mäta status för förhandlingen före och efter öronbedövande. Provning utförs på vänster öra och i en ljudisolerade elektriskt skärmad monter. Vi rekommenderar att testa och senare implantat vänster öra för en högerhänt person. Ytterligare information om ABR hos möss kan hittas i13,14. Tucker Davis teknik (TDT) hårdvara och mjukvara (BioSig) används för att registrera ABR men andra system kan användas.
- Blockera kontralaterala (höger) öra med akustiskt skum att isolera ABR svaret från ipsilaterala (vänster) öra. Lägg skummet i en 1 mL spruta och injicera det rätt hörselgången av musen för att täcka hela hörselgången med skum (0,1 – 0,2 mL av skum). Kontrollera sprutan sälarna tätt i örat så att skummet blir hela vägen in i hörselgången.
- Placera din högtalare 10 cm från vänster öra.
Obs: Talaren för denna inställning var kalibreras med en PCB-mikrofon som beskrivs i refefence15. - Rengöra ABR elektroderna med 70% etanol-lösning. Placera elektroderna under huden: aktiv (Ch1) på hjässan, referera (-) nedanför pinna i ipsilaterala örat och marken i hind benet (figur 1).
- Anslut huvud-scenen och förförstärkare till auditiv processorn via optisk fiber porten.
-
Kontrollera impedansen hos aktivt och referenselektrod.
- Om impedansen är över 3 Ohm, arrangera dem och åter ta mätning. De bästa inspelningarna erhålls när elektroderna har samma impedans. Stäng den ljudisolerade montern.
- Presentera Klicka stimulering och registrera ABR i en gratis-fältet tillstånd med en komplex auditiv processor och programvara. Standardisera Klicka stimulans i programvaran: 0,1 ms enkanalig monofasiska klick presenteras på 21 Hz; Klicka på minskar från 90 dB SPL 10 dB SPL i 10 dB steg; 10 ms inspelning fönster. Genomsnittligt Totalt 512 svaren på varje dB nivå.
- Applicera ett 2 000 Hz lågpassfilter och en 300 Hz högpassfilter offline för att minska buller i inspelningen med en skräddarsydd Matlab-skript.
- Fastställa tröskeln ABR som den lägsta dB-nivån med en igenkännbar ABR våg svar (figur 2, figur 3).
3. kirurgi
Obs: Typiska instrument som används inkluderar en sax, skalpell, ett par metalliska pincett med rak eller böjd tips, en vävnad upprullningsdon verktyg, flera sug kilar och absorberbara paper points. Operationen utförs på vänster öra.
- Placera musen på dess högra sida. Undvik onödig torsional påfrestning på halskotor. Se till att hålla kroppen rak att hålla luftvägarna öppna.
- Klipp pälsen bakom vänster öra med en sax (eller raka det med en rakapparat) att exponera huden. Sterilisera huden med 70% etanol lösningen och betadine (povidon/jod).
- I mikroskopiska förstoring (16 x), göra en 1-1,5 cm efter auricular snitt med en skalpell.
- Växla till högre mikroskopiska förstoring (25 x).
- Utför trubbig dissektion genom subkutan fett lager, som kan vara av varierande tjocklek, med pincett.
Obs: Var försiktig när du dissekera som den yttre halsvenen färdas genom detta område. Skador på denna struktur kan orsaka kraftig blödning. - Dra tillbaka sternocleidomastoideus avslöja trumhinna bulla periostet. Använda ansiktsnerven ett viktiga anatomiska landmärke till stöd identifiering av den auditiva bulla. Ansiktsnerven sveper runt bakre/dorsala kanten av sternocleidomastoideus och går rostrally längs hörselgången mot pinna. Försiktigt placera verktyget själv behålla upprullare i snittet att underlätta tillgång till bulla (figur 4).
- Ta bort vävnaden överliggande medio-dorsala området av bulla att tillåta tydlig visualisering av åsen mellan bulla och mastoideus processen.
- Rotera försiktigt en 30 G nål för att genomborra bulla och gör ett hål (bullostomy) på den bakre-superior sidan av åsen (benet är tunnare på denna sida). Alternativt använda en dental kirurgiska borr.
Obs: Detta och följande steg kan göras med ännu högre mikroskopiska förstoring (40 x) om föredrog. Även ändra positionen för Mikroskop om det behövs. Det är viktigt att maximera kirurgisk synpunkt mellanörat utrymmet. -
Bredda bullostomy genom att nypa small ben bitar med fina lutad pincett för att exponera mellanörats hålrum. Förlänga bullostomy dorsalt mot mastoideus processen tills runda fönster nisch framgår av överliggande benet. Den stapedial artären, en gren av den inre halspulsådern, löper ventrala till runda fönster nisch.
- Var noga med att inte skada fartyget som kraftig blödning kan vara dödligt. Små blödningar kan stoppas genom att trycka på en liten bit spongostan i innerörat hålighet.
- Förlänga bullostomy den främre-superior riktning att visualisera stigbygeln, mellanörat ben ansluten till ovala fönstret.
- Ta bort stigbygeln med pincett att exponera det ovala fönstret.
4. runda fönstret tillämpningen av ototoxiska Agent
- Försiktigt perforate runda fönster och ovala fönstret membran med en avtrubbad 30 G nål. Kontrollera att perilymph rinner ut.
- Långsamt BEGJUTA 0,05% vikt/volym neomycin upplöst i PBS (justerat till pH 7,4) genom det ovala fönstret. Vätska bör spola ur det runda fönstret. Upprepa samma procedur på det runda fönstret. Var noga med att inte skada de fönster ben strukturerna med nålen används för att BEGJUTA.
- Placera en liten bit (1 mm2) spongostan, indränkt i neomycin inom den runda fönster och ovala fönstret nischen.
- Ta bort verktyget upprullningsdon, stänga snittet och vänta 30 min.
5. efter öronbedövande akustiska ABR
- Spela in aABR på ett liknande sätt som före öronbedövande (steg 2,2 till 2,8) (figur 2b, figur 3).
6. införande av CI elektrod Array
Obs: Den intracochlear elektrod arrayen består av fyra platina band (Ø0.2 mm) med platina/iridum parylene isolerad tråd skärmade på silikon tub (figur 5).
- Placera verktyget upprullare i snittet komma åter åt bulla.
- Infoga den elektrod arrayen i det runda fönstret (scala tympani) på ett djup där 4th platina ringen ligger precis innanför det runda fönstret. Detta ger en införingsdjup av ~ 2 mm, motsvarande en intracochlear position på ~ 30 kHz16.
- Coil bly tråd inuti bulla och limma tråd i vävnad ovanför bulla. Ringlande tråden hjälper till att hålla matrisen på plats under hela försöket.
- Försiktigt bort upprullningsdonet och Stäng insättningspunkten med vävnad lim.
- Göra ett litet snitt (0.5 mm) i nacken vinkelrät mot linjen mellan där aktivt och ABR referenselektroder kommer att använda en vävnad sax. Placera platina marken bollen i subkutan ficka och Stäng små snitt med vävnad lim (figur 6).
- Anslut elektrod array styrelsen att djuret Stimulator plattformen.
7. elektrisk auditiv hjärnstammen svar (eABR)
Obs: Ett djur Stimulator plattform (ASP) används att elektriskt stimulera den elektrod arrayen. Andra aktuella källor och mjukvarusystem kan användas.
- Placera ABR elektroderna som innan (steg 2,3-2,5) (figur 6).
- Öppna programvaran för ASP och definiera elektrisk puls stimulering paradigm. Vi använder en avgift-balanserad bifasisk pulser med 50 μs/fas och 10 μs interphase lucka presenteras på 23,3 pulser per sekund (pps). Elektrisk stimulering levereras i monopolär elektrod konfiguration med ökande nuvarande nivåer. Totalt 400 svaren är i genomsnitt på varje nuvarande nivå.
- Presentera elektrisk puls tågen och spela in evoked eABR svar kontinuerligt via den TDT headstage, förförstärkare och auditiv processor.
- Rita och analysera eABR data via en skräddarsydd matlab script (figur 7). Skriptet och ett exempel på en inspelning ingår i kompletterande.
8. slutet av experimentet
- Vid slutet av experimentet, avliva djuret enligt institutionella riktlinjer.
- Försiktigt öppna snittet och ta bort implantatet.
- Ultra-Sonikera den elektrod arrayen i destillerat vatten i ca 10 min att avlägsna vävnad skräp.
Obs: Implantatet kan återanvändas flera gånger om elektroderna är intakta och korrekt genomföra. För att kontrollera detta, mäta impedansen i elektroderna med en multimeter när matrisen är torr. - Lagra den elektrod arrayen på en torr plats.
Representative Results
Syftet med denna studie var att beskriva en tillförlitlig modell för akut CI stimulering i deafened musen. Pre- och postoperativ förhandlingen tröskelvärden tjänade som en funktionell avläsning av öronbedövande förfarandet. Topikal applicering av 0,05% neomycin i ovala och runda fönstret signifikant ökade Klicka-framkallat förhandlingen tröskelvärden med 46 dB ± 6 (före vs efter neomycin: 30.0 dB ± 3,8 vs 75,7 dB ± 3,7, p = 0.0003, parat t-test, n = 7) (figur 3). Mus-sized elektrod array infogades härefter i det runda fönstret (figur 4, figur 5). Elektrisk simulering av en intracochlear elektrod generera tillförlitligt eABR aktivitet. (Figur 7). I vissa fall CI stimulering aktiverad ansiktsnerven och producerade en hög amplitud våg med antingen kort eller lång latens (figur 8A och figur 8B, respektive). Kort latens svaret präglades av en snabb förstärkning av våg IV omkring 3 ms och kan vara ett direkt svar av ansiktsnerven. Lång fördröjning svaret dök upp omkring 5 – 6 ms och kan vara en icke-auditiv muskel (myogenic) svar frammanade indirekt av ansiktsnerven. Ansiktsnerven Svaren rapporteras sällan i djurstudier i litteraturen men är en välkänd komplikation i mänskliga CI användare17,18,19. I figur 8, ansiktsnerven stimulering verkade på relativt medellång nuvarande nivåer (150 – 200 μA) och i två olika djur. I andra fall kunde båda Svaren visas i samma djur på mycket hög nuvarande nivå (visas inte). Vi rekommenderar att begränsa den nuvarande nivån till nivåer under utseendemässigt av ansiktsnerven stimulering.
Figur 1: auditiv hjärnstammen svar (ABR) setup. Subdermala elektroderna placeras på vertex (aktiv/kanal 1 [Ch1]), bakom ipsilaterala örat (referens [Ref]) och hind benet (jord [Gnd]) av sövda musen. Elektroden signaler förstärks och sedan registreras av ett TDT-system. Akustisk och elektrisk stimulering presenteras via en mikrofon och en djur Stimulator plattform, respektive. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: representant aABR vågor för att klicka stimulans från en vildtyp mus före och efter öronbedövande med 0,05% neomycin. (A) normalhörande aABR mönster kännetecknas av vågor märkts i-V och en låg förhandlingen tröskel, här 30 dB SPL (pil). (B) den deafened aABR mönster visar en ökad förhandlingen tröskel, här 70 dB SPL (pil). Vågorna har en längre latens och mer temporal jitter. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: aABR tröskel före och efter öronbedövande. Tillämpningen av neomycin signifikant ökade aABR trösklar med 46 dB ± 6. Före vs efter neomycin: 30.0 dB ± 3,8 vs 75,7 dB ± 3,7, p = 0.0003, parat t-test, n = 7. Fel är standardfel för hjälpmedlet. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: operationen. (A) exponering för den auditiva bulla. Bullostomy är utfört (vit streckad cirkel) längs åsen på den trumhinna bulla (svart streckad linje). (B), bullostomy tillåter visualisering av runda fönstret, stapedial artär och ovala fönstret. Neomycin är försiktigt spolas igenom först ovala fönstret, sedan det runda fönstret. (C) elektrod array infogas tills 4th elektroden ligger precis innanför runda fönster nisch. Elektrodtråd är lindad inuti bulla att hålla matrisen på plats innan snittet försluts. CN VII = kranialnerv VII (ansiktsnerven), OW = ovala fönstret, RW = runda fönster, SA = stapedial artär, SCM = sternocleidomastoideus, TB = trumhinna bulla. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5: mus cochleaimplantat. (A), den intracochlear elektrod arrayen består av fyra platina band fördelade på en 0,4 mm intervall med en diameter d: 0 [Tips] (d = 0,21), 1 (d = 0,23), 2 (d = 0,25), 3 (d = 0,27). Bredden på varje elektrod är 0,2 mm. De fyra platinum/iridium (90/10) parylene isolerade ledarna är skyddade i en silikon tub. (B) förstoring av elektrod array spetsen (röda prickade square). Den elektrod arrayen och en platina referens boll är anslutna till en utskrift styrelse. Skalstapeln = 1 mm. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Figur 6: elektriskt frammanade ABR (eABR) setup. CI platina marken bollen (Gnd, röd) placeras i en subkutan ficka i halsen på musen. Linjen mellan aktiv (Ch1(+) på vertex) och referens (Ref (-) på ipsilaterala örat) ABR elektroder är vinkelrät mot linjen mellan den elektrod arrayen och marken för att få den bästa eABR svaren. EABR marken elektroden (Gnd, svart) placeras i det bakre benet. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 7: representant eABR vågor till CI stimulering i en deafened mus. En bifasisk puls tåg presenteras för elektrod #1 i monopolär konfiguration på 23,3 pulser per sekund (pps) med 400 upprepningar. Stimuli nivå 0-175 μA visas i 25 μA steg (se stimulering i steg 7.2). Romerska siffror beteckna eABR wave nummer. De våg amplituder och latens öka och minska, respektive, med ökande nuvarande nivå. I det här exemplet wave II dök upp runt 1 ms, wave III omkring 2 ms, våg IV runt 3 ms, wave V runt 4 ms. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 8: exempel på ansiktsnerven stimulering. I vissa fall kan CI stimulering aktivera ansiktsnerven och framkalla ett direkt svar med kort fördröjning (A), (pilen) eller indirekt svar med längre latens (B), (pilen). Exemplen är från två CI-implanterade djur stimuleras med en bifasisk puls tåg använder 0 – 300 μA i 50 μA steg (se stimulering i steg 7.2). Romerska siffror beteckna eABR våg siffror. * betecknar klippning av eABR vågen på grund av mättnad av förstärkaren. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Discussion
Detta manuskript beskriver den kirurgiska metoden för akut öronbedövande och cochlear implantation i musen, samt en funktionell bedömning av CI stimulering med auditiv hjärnstammen svar. Även om musen snäckan är liten och den kirurgi som utmanande, CI musmodell är genomförbart och fungerar som ett värdefullt verktyg i auditiv forskning.
Den stapedial artären är närvarande i mellanörat av musen. Artären träder bulla posterior-medialt, och körs inferiorly att runda fönster nisch och sedan fint att ovala fönster nisch. I den inledande utvecklingen av musmodell upplevde vi dödliga intraoperativ blödning följande trauma för den stapedial artären, främst vid åtkomst till en bulla. Som en följd vi anpassat en mer begränsad strategi och inlogerat bulla i mindre, raffinerade dissektion steg. Inga ytterligare komplikationer på grund av blödning observerades därefter. Trots att stapedial artär bränning har ingen signifikant effekt på förhandlingen tröskel eller antal spiral ganglion nervceller i möss5, enligt vår mening, är det onödig så länge stor omsorg och uppmärksamhet är tagna under operationen. Vi föreslår att den tid som behövs för att utveckla fina psykomotoriska färdigheter och nå tekniska färdigheter. Den genomsnittliga tiden från första snittet till stängning runt den inopererad elektrod arrayen är vanligtvis 1-1,5 h.
Den beskrivs akut CI kirurgin hos möss är liknande till ”ventrala” förfarandet och runda fönstret infogning används i andra gnagare, inklusive råttor och gerbiler20,21,22. Andra gnagare studier har använt den ”dorsala metoden” med en basal tur cochleostomy i stället för en runda fönster införande, undvika SA helt och infoga matrisen mer djupt6,23,24. Implantation av en kronisk stimulering församling i möss följer samma steg som beskrivs i detta protokoll med tillägg av en Dacron mesh fixar implantatet och postoperativ vård5.
De viktigaste tekniska utmaningarna när du utför CI operationer hos möss är den lilla storleken på snäckan jämfört med snäckan råttor och gerbiler, och närvaron av en stor SA. SA är också närvarande i råttor men inte i gerbiler. Dessutom, eftersom möss är mindre än råttor och gerbiler, är de mer sårbara för kirurgiska ingrepp.
Att eliminera electrophonic svaren i eABR inspelningar och att efterlikna hår cellförlust finns i de flesta CI-användare, öronbedövande vi djuren före CI insättning. Möss är svåra att göra döv ototoxically invivo25 eftersom systemiska koncentrationerna av aminoglykosider som krävs för att orsaka ototoxicitet har en smal doseringsfönstret: lägre doser ges under flera dagar resulterar i ingen hår cellförlust medan en enda injektion av en högre dos kan vara dödliga26. Känslighet för aminoglykosider är också stam beroende26. Det har dock visat att en engångsdos av aminoglykosider i kombination med en loop-diuretikum kan producera överdriven yttre hår cellförlust i CBA/CaJ möss utan fatala konsekvenser27. Fördröjd inre hår celldöd rapporterades i hälften av alla cochleae undersökte27.
I detta manuskript använde vi topikal applicering av den aminoglykosider neomycin inspirerad av det protokoll som nyligen etablerat för C57BL/6 möss5. Akut tillämpning av neomycin signifikant ökade tröskeln Klicka-framkallat förhandlingen med 46 dB ± 6.1. Även om ökningen är större än 35 dB ökningen rapporteras av Irving o.a. (före vs efter operationen: 41,6 dB ± 3,3 vs 76,6 dB ± 4,4, p = 0,02, n = 3) 5, vi uppnått samma efter öronbedövande tröskelvärde (75,7 dB ± 3,7 vs 76,6 dB ± 4,4). 0,05% neomycin tros orsaka en partiell förlust av hörsel, främst genom snabba yttre hår celldöd, eftersom inre hår cellförlust tar längre tid att inträffa27. Det är därför möjligt att electrophonic svar, som är genererat både av inre och yttre hårceller4,8,9,10,11,12, är endast delvis elimineras i deafened djur med kvarvarande hörsel. Även om 0,05% (vikt/volym) neomycin inte minskar antalet spiral ganglion nervceller 4 veckor efter öronbedövande5, det är ännu okänt om neomycin i vår akut setup påverkar hörselnervens fibrer eller främjar synaptopathy (förlust av synapser mellan inre hårcellerna och typ nerv jag auditiv fibrer). En annan osäkerhet är att aktuell neomycin behandling inte kan producera en enhetlig fördelning av hår cellförlust längs cochlean. Framtida studier krävs för att besvara dessa frågor.
Sammanfattningsvis gör det växande antalet genetiska modeller för mänskliga dövhet och biokemiska verktygen musen en attraktiv djurmodell för auditiv forskning, inklusive fältet av CIs.
Disclosures
Inga konkurrerande finansiella intressen. Författarna har något att avslöja.
Acknowledgments
Författarna vill tacka Pierre Stahl, Oticon Medical, Nice, Frankrike, för att ge de djur stimulering plattform och råd på stimulering paradigm, och James B. Fallon och Andrew K. Wise från Bionics Institute, Melbourne, Australien, för kirurgiska råd . Detta arbete stöds av ett bidrag från schweiziska National Science Foundation (ERC överföring bidrag till T.R.B.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Hardware | |||
| Sound-proof booth | IAC Acoustics, Winchester, UK | Mac-2 Enclosure RF Shielded Box 2A | |
| MF1 Speaker | Tucker Davis Technologies (TDT), FL, USA | ||
| PCB microphone | PCB Piezotronics, Inc, NY, USA | Model 378C01 | |
| Low impedance headstage | TDT, FL, USA | RA4LI | |
| Medusa pre-amplifier | TDT, FL, USA | RA4PA | |
| RZ6 auditory processor | TDT, FL, USA | ||
| Animal Stimulator Platform | ASP, Oticon Medical, Nice, France | ||
| Multimeter | Fluks | #115 | |
| Surgical equipment | |||
| Closed-loop heating pad | FHC, Inc. ME, USA | ||
| Eye ointment | Alcon, CH | Lacrinorm Augengel | |
| Acoustic foam | Otoform Ak, Dreve Otoplastik GmbH | #464 | |
| Disposable subdermal needle electrodes | Horizon, Rochester Electro-Medical Inc. | S83018-R9, 27G | |
| Self-retaining retractor tool (Mini Collibri Retractor) | Fine Science Tools | #17000-01 | |
| Suction wedges | Agnthos, SE | #42-886-460 | |
| Absorbable paper point (Medium) | WPI, FL, USA | #504182 | |
| Intracochlear electrode array | Bionics Institute, Melbourne, Australia | 4 channel | |
| Spongostan Standard | Ferrosan Medical Devices | #MS0002 | |
| Tissue glue. Loctite 4161 Superbond | Henkel | Part No 19743 | |
| Animal Stimulator Platform (ASP) | Oticon Medical, Nice, France | ||
| Drugs/chemicals | |||
| Ketamine (Narketan) | Provet AG, CH | 100mg/mL, #VQ_320265 | |
| Xylazine (Rompun) | Provet AG, CH | Inj Diss 2%, # 1315 | |
| Bupivacaine | Compendium, CH | Bupivacain Sintetica inj Diss 0.5% | |
| Atropine (Atropinesulfat Amino) | Amino AG, CH | 1 mg/mL | |
| Betadine (Povidone/iodine) | Provedic, CH | ||
| Neomycin (Neomycin trisulfate salt) | Sigma | N1876-25G, Lot#WXBB7516V | |
| Software | |||
| BioSigRZ | TDT, FL, USA | ||
| Matlab | MathWorks, MA, USA | ||
| ASP software | Oticon Medical, Nice, France |
References
- The-Ear-Foundation. Cochlear Implants Update. , (2018).
- Fallon, J. B., Irvine, D. R. F., Shepherd, R. K. Cochlear Implants and Brain Plasticity. Hearing Research. 238 (1-2), 110-111 (2008).
- Pfingst, B. E., et al. Neurotrophin Gene Therapy in Deafened Ears with Cochlear Implants: Long-term Effects on Nerve Survival and Functional Measures. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 18 (6), 731-750 (2017).
- Miller, C. A., et al. Electrical excitation of the acoustically sensitive auditory nerve: single-fiber responses to electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 7 (3), 195-210 (2006).
- Irving, S., et al. Cochlear implantation for chronic electrical stimulation in the mouse. Hearing Research. 306, 37-45 (2013).
- Soken, H., et al. Mouse cochleostomy: a minimally invasive dorsal approach for modeling cochlear implantation. Laryngoscope. 123 (12), E109-E115 (2013).
- Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion. Hearing Research. 312, 81-90 (2014).
- Hartmann, R., Topp, G., Klinke, R. Discharge patterns of cat primary auditory fibers with electrical stimulation of the cochlea. Hearing Research. 13 (1), 47-62 (1984).
- Sato, M., Baumhoff, P., Kral, A. Cochlear Implant Stimulation of a Hearing Ear Generates Separate Electrophonic and Electroneural Responses. The Journal of Neuroscience. 36 (1), 54-64 (2016).
- Pfingst, B. E., Spelman, F. A., Sutton, D. Operating ranges for cochlear implants. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 89 (2), (1980).
- Miller, C. A., Hu, N., Zhang, F., Robinson, B. K., Abbas, P. J. Changes across time in the temporal responses of auditory nerve fibers stimulated by electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 122-137 (2008).
- Shepherd, R. K., Javel, E. Electrical stimulation of the auditory nerve. I. Correlation of physiological responses with cochlear status. Hearing Research. 108 (1-2), 112-144 (1997).
- Akil, O., Oursler, A. E., Fan, K., Lustig, L. R. Mouse Auditory Brainstem Response Testing. Bio Protocol. 6 (6), (2016).
- Willott, J. F. Measurement of the auditory brainstem response (ABR) to study auditory sensitivity in mice. Current Protocols in Neuroscience. Chapter 8 (Unit 8.21B. , Chapter 8 (Unit 8.21B) (2006).
- TDT. ABR User Guide: A Guide to ABR Testing with the System 3 RZ6. , Florida, USA. (2017).
- Muller, M., von Hunerbein, K., Hoidis, S., Smolders, J. W. A physiological place-frequency map of the cochlea in the CBA/J mouse. Hearing Research. 202 (1-2), 63-73 (2005).
- Cushing, S. L., Papsin, B. C., Gordon, K. A. Incidence and characteristics of facial nerve stimulation in children with cochlear implants. Laryngoscope. 116 (10), 1787-1791 (2006).
- Berrettini, S., Vito, D. A., Bruschini, L., Passetti, S., Forli, F. Facial nerve stimulation after cochlear implantation: our experience. Acta Otorhinolaryngologica Italica. 31 (1), 11-16 (2011).
- Hu, H., Kollmeier, B., Dietz, M. Reduction of stimulation coherent artifacts in electrically evoked auditory brainstem responses. Biomedical Signal Processing and Control. 21, 74-81 (2015).
- Wiegner, A., Wright, C. G., Vollmer, M. Multichannel cochlear implant for selective neuronal activation and chronic use in the free-moving Mongolian gerbil. Journal of Neuroscience Methods. 273, 40-54 (2016).
- Hessel, H., et al. Meriones unguiculatus (Gerbil) as an animal model for the ontogenetic cochlear implant research. American Journal of Otolaryngology. 18 (S21), (1997).
- Pinilla, M., Ramirez-Camacho, R., Jorge, E., Trinidad, A., Vergara, J. Ventral approach to the rat middle ear for otologic research. Otolaryngology Head Neck Surgery. 124 (5), 515-517 (2001).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Lu, W., Xu, J., Shepherd, R. K. Cochlear implantation in rats: a new surgical approach. Hearing Research. 205 (1-2), 115-122 (2005).
- Poirrier, A. L., et al. Ototoxic drugs: difference in sensitivity between mice and guinea pigs. Toxicology Letters. 193 (1), 41-49 (2010).
- Wu, W. J., et al. Aminoglycoside ototoxicity in adult CBA, C57BL and BALB mice and the Sprague-Dawley rat. Hearing Research. 158 (1-2), 165-178 (2001).
- Taylor, R. R., Nevill, G., Forge, A. Rapid hair cell loss: a mouse model for cochlear lesions. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 44-64 (2008).
