Summary
La stimolazione transcranica corrente continua (tDCS) è una tecnica terapeutica proposta per il trattamento di malattie psichiatriche. Un modello animale è essenziale per comprendere le specifiche alterazioni biologiche evocate da TDC. Questo protocollo descrive un modello di topo tDCS che utilizza un elettrodo cronicamente impiantato.
Abstract
La stimolazione transcranica corrente continua (tDCS) è una tecnica non invasiva neuromodulazione proposta come un trattamento alternativo o complementare per parecchie malattie neuropsichiatriche. Gli effetti biologici di tDCS completamente non sono capiti, che in parte si spiega a causa della difficoltà nell'ottenere il tessuto cerebrale umano. Questo protocollo descrive un modello di topo tDCS che utilizza un elettrodo cronicamente impiantato permettendo lo studio degli effetti biologici di tDCS duraturo. In questo modello sperimentale, tDCS cambia l'espressione genica corticale e offre un importante contributo alla comprensione delle motivazioni per il suo uso terapeutico.
Introduction
La stimolazione transcranica corrente continua (tDCS) è una tecnica non invasiva, a basso costo, terapeutica, che si concentra sulla modulazione neuronale attraverso l'uso di correnti continue di bassa intensità1. Ci sono attualmente due configurazioni (anodica e cathodal) per tDCS. Mentre la stimolazione anodica esercita un campo elettrico corrente troppo debole per attivare i potenziali di azione, elettrofisiologia studi hanno dimostrato che questo metodo produce i cambiamenti nella plasticità sinaptica2. Ad esempio, prova indica che quel tDCS induce effetti di potenziamento (LTP) a lungo termine come aumentato picco di ampiezza dei potenziali postsinaptici eccitatori3,4 e la modulazione dell'eccitabilità corticale5.
Al contrario, cathodal stimolazione induce l'inibizione, conseguente membrana hyperpolarization6. Un'ipotesi per questo meccanismo si basa sui risultati fisiologici dove tDCS è descritto per modulare la frequenza del potenziale d'azione e durata in un neurone corpo3. In particolare, questo effetto non evocano direttamente i potenziali di azione, anche se può spostare la soglia di depolarizzazione e facilitare o ostacolare il firing neuronale7. Queste contrastanti effetti sono state dimostrate in precedenza. Per esempio, la stimolazione anodica e cathodal prodotto effetti opposti nelle risposte condizionate registrate tramite attività elettromiografica in conigli8. Tuttavia, gli studi hanno anche dimostrato che prolungata stimolazione anodica sessioni potrebbero diminuire eccitabilità, mentre l'aumento cathodal correnti può portare all'eccitabilità, presentando self-contrastanti effetti3.
Stimoli sia anodica e cathodal aggregano l'uso di coppie di elettrodi. Ad esempio, nella stimolazione anodica, "attivo" o "anodo" elettrodo viene posizionato sopra la regione del cervello per essere modulata considerando che l'elettrodo "riferimento" o "catodo" è situato in una regione dove l'effetto della corrente viene considerato insignificante9. Nella cathodal stimolazione, disposizione dell'elettrodo è invertito. L'intensità di stimolazione per tDCS efficace dipende l'intensità di corrente e dimensioni degli elettrodi, che interessano l'elettrico campo diversamente10. Negli studi pubblicati, l'intensità di corrente medio è tra 0,10 a 2.0 mA e 0,1 mA a 0,8 mA per umani e topi, rispettivamente6,11. Anche se la dimensione degli elettrodi di 35cm2 viene in genere utilizzata in esseri umani, non c'è alcuna comprensione corretta per quanto riguarda le dimensioni degli elettrodi per roditori e un'indagine più approfondita è necessaria6.
tDCS è stato proposto negli studi clinici con il tentativo di offrire un trattamento alternativo o complementare per parecchi disordini neurologici e neuropsichiatrici11 come epilessia12, disturbo bipolare13, colpo5 , major depressione14, morbo di Alzheimer15,16 di sclerosi multipla e morbo di Parkinson17. Nonostante la crescente interesse in tDCS e suo uso in studi clinici, cellular dettagliate e alterazioni molecolari evocate nel tessuto cerebrale, breve ed effetti di lunga durata, nonché i risultati comportamentali, sono ancora per essere più profondamente studiato18, 19. Poiché un approccio umano diretto a studiare accuratamente tDCS non è praticabile, l'uso di un modello animale di tDCS può offrire preziose intuizioni gli eventi cellulari e molecolari alla base i meccanismi terapeutici di tDCS a causa della accessibilità per la tessuto cerebrale dell'animale.
Prova disponibile è limitata per quanto riguarda modelli tDCS nei topi. La maggior parte dei modelli segnalati utilizzato diversi layout impiantare, dimensioni degli elettrodi e materiali. Per esempio, Winkler et al. (2017) impiantato la testa dell'elettrodo (Ag/AgCl, 4 mm di diametro) riempito con soluzione fisiologica e fissato al cranio con viti e cemento acrilico20. Diverso dal nostro approccio, loro l'elettrodo è stato impiantato (platino, 20 x 1,5 mm). Nasehi et al. (2017) ha utilizzato una procedura molto simile alla nostra, anche se l'elettrodo toracico è stata effettuata in una spugna imbevuta di soluzione fisiologica (carbonio riempito, 9,5 cm2)21. Un altro studio impiantati entrambi gli elettrodi nella testa dell'animale, che è stato raggiunto utilizzando piastre fisse e che coprono la testa dell'animale con un conduttore di idrogel22. Qui, descriviamo un modello murino di tDCS che utilizza un elettrodo cronicamente impiantato attraverso semplice installazione tDCS e procedure chirurgica (Figura 1).
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Protocol
Individualmente-ospitato maschio adulto (8-12 settimane) topi C57BL/6 sono stati utilizzati in questo esperimento. Gli animali hanno ricevuto cure adeguate prima, durante e dopo le procedure sperimentali con cibo e acqua ad libitum. Tutte le procedure sono state approvate dal comitato di etica animale dall'Università federale di Minas Gerais (protocollo numero 59/2014).
1. posizionamento elettrodo
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Sedativo e fissazione dell'animale sul apparato stereotassica
- Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici necessari.
Nota. Gli strumenti chirurgici sono stati sterilizzati per 3 minuti a 440 ° C. Tamponi di cotone sono stati sterilizzati nell'autoclave a 20 psi (libbre per pollice quadrato) a 121 ° C per 20 min. - Regolare il controller piattaforma termale a 37 ° C.
- Pesare l'animale e calcolare la dose appropriata per induzione di anestesia. Utilizzare una miscela di ketamina e xilazina ad una dose di 100 mg/kg ketamina e 8 mg/kg xylazina, dato intraperitonealmente (ferri, 31 G). L'animale dovrebbe addormentarsi entro 2 o 3 min.
- Utilizzare un rasoio elettrico o un rasoio per la barba giù il sito chirurgico.
- Piastra riscaldante posto l'animale sul apparato stereotassica sopra il pre-riscaldato.
- Tenere la testa dell'animale e inserire le barre di orecchio punta in ciascuna delle orecchie dell'animale per risolvere il problema alla piattaforma stereotassica.
- Verificare che non c'è nessun spostamento laterale testa e poco movimento verticale dopo spostando lentamente la testa dell'animale di posizionamento.
- Delicatamente, far scorrere la maschera anestesia sul naso del mouse e fissarlo stringendo la vite.
- Impostare il isoflurane 1% con 1,0 L/min di O2.
- Applicare unguento oculare agli occhi dell'animale per evitare l'essiccazione della cornea durante l'intervento chirurgico.
- Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici necessari.
-
Associare l'impianto per la testa dell'animale
- Usare i tamponi di cotone per preparare il sito chirurgico con tre scrub alternati di povidone-iodio (o 2% clorexidina) ed etanolo al 70%.
- Utilizzare un paio di pinzette per verificare la profondità di anestesia leggera spremitura dei piedi dell'animale e verificando la perdita del riflesso di ritiro pedale (pizzico di punta) dell'animale.
- Fare un'incisione di circa 3 mm posteriore alla linea dell'orecchio dell'animale e arrestarsi la linea degli occhi. Nel sito di incisione deve essere circa 1 cm di lunghezza di essere abbastanza grande per ricevere l'impianto.
- Raschiare delicatamente il cranio con un raschietto di osso per migliorare la colla e l'adesione del cemento. Fare questa luce imparzialmente nell'intento di creare micro graffi.
- Posizionare con attenzione chirurgiche ganci per la pelle flaccida di mantenere un campo chirurgico aperto e senza ostacoli, quali pelle e pelliccia.
- Usare un tampone di cotone sterile per asciugare la cute dell'animale.
- Utilizzare un microscopio per dissezione per visualizzare la parte superiore del cranio dell'animale.
- Inserire un ago al titolare stereotassica e individuare il bregma. Posizionare l'ago direttamente sopra la testa dell'animale toccando leggermente il bregma.
- Azzerare tutte le coordinate sul tracer digitale e quindi sollevare l'ago.
- Difficoltà l'impianto tDCS sul supporto stereotassica. Posizionare l'impianto sopra la testa dell'animale e abbassarlo lentamente sulla regione di interesse utilizzando le coordinate stereotassiche appropriate.
- Utilizzare un ago per diffondere 1 goccia (circa 35 µ l) di super colla sulla base dell'impianto.
- Lentamente spostare il supporto verso il basso fino a toccare il cranio. Assicurarsi che la base dell'impianto è completamente a contatto con la superficie.
- Preparare il cemento chirurgico secondo le istruzioni del produttore.
- Dopo il posizionamento preciso, applicare 3 sottile, strato uniforme di cemento attraverso il cranio e sulla parte inferiore dell'impianto. Applicare la goccia a goccia utilizzando un pennello di applicazione. Strati devono formare una struttura a forma di collina per ulteriore sostegno strutturale dell'impianto.
- Lasciare la filettatura dell'impianto pulito di cemento per consentire una connessione liscia, senza ostacoli.
- Consentire ogni strato si asciughi per circa 4 minuti.
- Quando asciutto, rimuovere con cautela il titolare fino a quando non è completamente indipendente dall'impianto. Sempre usare estrema cautela quando si gestisce l'impianto, poiché esso può essere accidentalmente estratti dal cranio dell'animale.
-
Finitura di chirurgia e cura post-chirurgica
- Idratare la pelle dell'animale nel sito di incisione con un batuffolo di cotone imbevuta di soluzione fisiologica.
- Rivestire la pelle sopra la base dell'impianto tDCS.
- Utilizzare un paio di pinzette per riunire il tessuto e chiudere l'incisione con una goccia di colla chirurgica del tessuto per 0,2 cm di tessuto.
- 1-2% lidocaina nel sito di incisione di infiltrarsi e tessuti di fondo.
- Idratare il mouse con 500 µ l di soluzione di Ringer lattato per via sottocutanea.
- Posizionare il mouse in una gabbia di pulito, singolo-ospitato pre-riscaldata (37 ° C).
- Mettere un piccolo piatto con palline di cibo umido nella gabbia per un facile accesso al cibo nelle ore seguenti.
- Registro di peso post-chirurgica dell'animale.
- Dare il ketoprofene animale (5 mg/kg) per via sottocutanea dopo l'intervento chirurgico e nei prossimi 2 giorni.
- Monitorare il recupero dell'animale strettamente per almeno 1 settimana. Valutare qualsiasi segno di sofferenza, quali piloerezione, la mancanza di grooming, ridotta locomozione, ferita graffiare e infiammazione del sito chirurgico.
2. tDCS Setup e stimolazione
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tDCS installazione (Vedi Figura 2)
Nota. Assicurarsi che lo stimolatore tDCS è completamente carica.- Collegare i cavi di anodo e catodo allo stimolatore tDCS e renderli disponibili nei pressi del sito di stimolazione. Collegare l'elettrodo di perni al titolare stereotassica.
- Impostare la piattaforma di termale a 37 ° C.
- Accendere il misuratore di portata di ossigeno sull'apparato di anestesia per inalazione a 1 L/min.
- Posizionare il mouse nella camera di induzione di anestesia.
- Accendere il vaporizzatore di isoflurane al 3%. Permettere all'animale di subire gli effetti di isoflurane per 4 min.
- Mentre l'animale è nella camera di induzione, è possibile utilizzare una siringa sterile per riempire l'elettrodo corpo con soluzione fisiologica 0,9%.
- Rimuovere l'animale dalla camera di induzione e posiziona il suo petto sul corpo dell'elettrodo.
- Delicatamente, far scorrere la maschera anestesia sul naso del mouse e fissarlo. Abbassare l'uscita di isoflurane all'1,5%.
- Riempire l'impianto e l'elettrodo di perni con soluzione fisiologica e con attenzione li attaccano.
- Regolare il tempo di stimolazione e intensità di corrente.
- Verificare la qualità del Contatta sullo stimolatore tDCS. Contatto ottimale va da 7 a 10 su una scala da 1 a 10.
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Stimolazione
- Iniziare la stimolazione.
- Osservare l'attuale dilagare per 30 s per il valore selezionato e mantenersi costante per il tempo stabilito, poi, alla fine della sessione in rampa giù nuovamente.
- Attivare il pulsante di sham per topi di controllo.
- Osservare l'attuale dilagare per 30 s il valore selezionato e poi giù per 1 per il resto del periodo di stimolazione con una rampa finale al valore selezionato alla fine con una rampa consecutiva giù.
- Una volta completata la seduta di stimolazione, trasferire con cautela l'animale in una gabbia di pre-riscaldata (37 ° C) per 10 min.
Nota. Gli animali iniziano a risvegliarsi dopo 3 min. - Spegnere il sistema di anestesia per inalazione.
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Representative Results
Il protocollo chirurgico ha presentato la stabilità a lungo termine dell'impianto per almeno un mese, con nessun segnali infiammatori nel sito stimolato né qualsiasi altro effetto indesiderato. Tutti gli animali sono sopravvissuti le sessioni chirurgiche di procedura e tDCS (n = 8). In questo esperimento, tDCS gli impianti sono stati posizionati sopra le cortecce M1 e M2 (+1,0 mm anteriore-posteriore e laterale di 0.0 mm al bregma). Una settimana più tardi, tDCS (n = 3-4) e sham (n = 3) topi erano stimolati per cinque giorni consecutivi durante 10 min a 0,35 mA. Valori di contatto di qualità (CQ) sono stati registrati per valutare la redditività dell'impianto e nessuna differenza significativa è stata trovata fra i gruppi durante una procedura di stimolazione di 5 giorni (Figura 3A). Utilizzando questo modello animale, successo di stimolazione può essere determinato attraverso la valutazione dei livelli di espressione genica per fattore neurotrophic cervello-derivato (BDNF) e proteina silicea fibrillare glial (GFAP). Sia BDNF e GFAP presentato livelli significativamente più elevati di mRNA nell'area della corteccia sottostante l'impianto rispetto al gruppo finto. Gli effetti della tDCS sull'espressione genica sembrano essere limitata a specifici geni poiché espressione livelli della proteina associata al citoscheletro attività regolamentata (ARC) e della sinapsina 1 (SYN1) geni non erano cambiati (Figura 3B).
Figura 1 . Impianto sperimentale passaggi utilizzati per chirurgia e stimolazione. Un diagramma di flusso schematico dei passaggi attraverso tDCS implantare posizionamento, tDCS installazione e procedura di stimolazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2 . tDCS Setup. L'immagine superiore di destra corrisponde al aschematic della tDCS corrente stimolatore (A) che contiene un display per la durata di stimolazione e di intensità di corrente (B), un display di CQ (C) messa in scala da 1 a 10 e un vero e proprio display corrente (D). Lo stimolatore di tDCS dispone anche di pulsanti per attivare la stimolazione sham (E), per iniziare la stimolazione (F) e di interrompere il protocollo (G). Le due manopole sono utilizzate per regolare l'intensità di corrente (H) e la durata di stimolazione (I). L'interruttore on/off si trova sul lato posteriore (J). Due ingressi inseribili femminili sono utilizzati per i cavi per elettrodi (K, polo negativo) (L, polo positivo). L'installazione di animale di spettacoliLa immagini inferiore di destra con l'elettrodo testa fatta di Ag/AgCl (O) e corpo dell'elettrodo è costituito da insiemi di ottone nichelato (M) e le loro rispettive dimensioni. Una piattaforma termico automatico regolato (N) mantiene la temperatura dell'animale, e isoflurano mescolato con ossigeno al 100% (P) è fornito attraverso la maschera antigas stereotassica (Q). L'inserto (R) Mostra il posizionamento dell'anodo rispetto le regioni corticali motore M1 e M2 (S). La tDCS headstage è composta da un titolare impiantabile (T) riempito con soluzione fisiologica (0,9% NaCl) (U) che è chiuso con un elettrodo di perni (V) collegato a un tappo di plastica (W). Le rispettive dimensioni sono raffigurate in millimetri (D = diametro, H = altezza, ID = diametro interno). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3 . Contattare i cambiamenti di espressione di qualità e gene evocate da tDCS. (A) differenze statistiche sono state osservate per contatto di qualità (CQ) tra i gruppi. A due vie ripetute misure ANOVA, interazione del trattamento rispetto al giorno (F4,30 = 0.552, P = 0.698), fattore di trattamento (F4,30 = 0.349, P = 0.810), fattore di giorno (F1,30 = 0.157, P = 0.694). (B) dati di espressione genica reazione a catena della polimerasi quantitativa per il BDNF (Brain-derived neurotrophic factor)GFAP (proteina silicea fibrillare glial)ARC (attività regolamentata citoscheletro-collegata della proteina) e SYN1 (sinapsina 1). i livelli di mRNA di entrambi BDNF (p = 0.0081) e GFAP (p = 0.0108) sono stati aumentati mentre nessun cambiamento è stato rilevato per ARC (p = 0.0760) e SYN1 (p = 0,508), secondo il test di normalità D'Agostino-Pearson seguita da spaiato test t di Student parametrico. Modifiche di piega sono state calcolate utilizzando il metodoΔΔCQ - 2 rispetto al gene RPL13A . In tutti i grafici, tDCS gruppo è magenta e gruppo finto è verde; n = 3-4/gruppo. I dati sono espressi come media e ± s.e.m. barre di errore. n.s. = non significativa, p ≤ 0.05*, p ≤ 0.01* *. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Negli ultimi anni, tecniche di neurostimolazione sono stati introdotti pratica clinica come una procedura di promessa per il trattamento di disordini neuropsichiatrici23. Per ridurre il vincolo imposto dalla mancanza di conoscenza dei meccanismi della neurostimolazione, abbiamo presentato qui un modello di topo tDCS portando un elettrodo che può avere come bersaglio regioni del cervello. Poiché l'elettrodo è cronicamente impiantabile, questo modello animale consente l'indagine degli effetti biologici di lunga durata evocata da TDC (per almeno 1 mese) in pattern di stimolazione complesso. Il modello animale descritto tDCS presenta impianto alta tolleranza e scarse possibilità di infezione, se eseguito correttamente. Nel complesso, la procedura di chirurgia per inserire l'impianto è di semplice e rapida esecuzione (30 min/animale). Un ulteriore vantaggio di questo modello di tDCS è che è possibile seguire la qualità di contatto elettrodo e i valori effettivi di stimolazione corrente.
Lo svantaggio principale di questo modello animale è la fissazione d'impianto corretta sul cranio del mouse. Durante la chirurgia, è essenziale per limitare la testa dell'animale in un modo in cui nessun capo laterale di spostamento è possibile (la testa si sposta solo in verticale). Questo assicurerà che cuoio capelluto dell'animale è totalmente allineato con la base dell'impianto, consentendo la corretta fissazione con cemento dentale e una maggiore precisione nella modulazione della zona di destinazione. È fondamentale per effettuare l'incisione abbastanza grande per ricevere l'impianto. Un taglio più grande può essere necessario per alcuni impianti di tDCS. Utilizzando due o quattro ganci chirurgiche effettuate in aghi ipodermici aumenterà l'area cementata. Tuttavia, evitare di posizionare i ganci troppo vicino agli occhi dell'animale per rimuovere qualsiasi possibilità di lesioni. Considerando che graffiare delicatamente il cuoio capelluto migliorerà l'adesione della Super-colla e il cemento sul cranio, eventuali detriti residui possono impedire impianto buona aderenza. Inoltre, quando si applica il cemento dentale, preparare il primo strato con un' più alta viscosità, che evita il cemento di correre verso il basso del cranio dell'animale. Ogni strato di cemento devono asciugare per almeno 4 minuti perché l'applicazione di cemento sopra strati bagnato ritarderà l'indurimento degli strati di fondo e può causare l'impianto spostare o addirittura cadere. Dall'esperienza, ci deve essere non più di 3 strati di cemento attorno all'impianto per evitare l'ostruzione del filetto della vite. Per entrambi la colla e il cemento, assicurarsi di mantenere la loro applicazione limitato alla base dell'impianto. Evitare che residui di diffondere all'interno l'impianto, che diminuisce la conducibilità superficiale e ridurre gli effetti di tDCS.
L'elettrodo impiantabile utilizzato in questa procedura non è stato fabbricato in-House ma acquisito da un medico ricerca azienda specializzata nella produzione di dispositivi di neuromodulazione. Gli impianti sono realizzati in polipropilene con 9 mm di altezza e un diametro esterno e quello interno di 5,7 mm e 3,5 mm, rispettivamente. Può contenere un volume totale di soluzione fisiologica di 80 µ l. La parte superiore dell'impianto viene preparata con una filettatura per ricevere un pin-tipo portaelettrodo. Corpo esterno di perni portaelettrodo è anche in polipropilene misura 4 mm di altezza con un diametro esterno di 5,3 mm e un diametro interno di 3,75 mm. Il perno dell'elettrodo è effettuato in Ag/AgCl, un materiale inerte utilizzato grazie alle sue proprietà di dissoluzione-(Figura 2). Poiché la posizione implantare è un fattore critico per la tDCS efficace, è essenziale per selezionare un formato corretto elettrodo secondo la regione di interesse. L'impianto utilizzato in questo modello animale occupa una superficie di 9,61 cm2, diffondendo il campo elettrico in un raggio di 1,75 mm dalla coordinata previsto cerebrale conseguente a una densità di corrente di 36,3967 μA/cm2 . Forse, lo stimolo di tDCS eseguito in questo protocollo è stato principalmente diretto alle cortecce M1 e M2.
Solitamente, la configurazione dell'elettrodo varia a seconda degli effetti di stimolo eccitatorio o inibitorio previsto (anodica contro cathodal). Anche se le correnti fluirà sempre fuori l'anodo verso il catodo, posizionando l'elettrodo in posizioni invertite terminal consente effetti diversi elettrofisiologia. Ad esempio, quando il fluiscono di ioni dal catodo in direzione dell'anodo, la procedura è definita solitamente come un cathodal stimolazione24. In questo esperimento, abbiamo effettuato la stimolazione anodica in cui l'anodo è stato disposto sopra le cortecce M1/M2 e il catodo è stato posizionato sul torace dell'animale. Così, nella nostra impostazione tDCS, si prevede che la stimolazione produce potenziali eccitatori25. L'effetto di tDCS può essere regolata anche attraverso i cambiamenti nella durata e intensità di corrente. Maggior parte degli studi in roditori hanno utilizzato le correnti variano da 0,2 a 1,0 mA. tDCS correnti si prevede di generare calore concentrato che viaggiano attraverso l'elettrodo. Deve essere evitato il contatto diretto dell'elettrodo tDCS per la testa dell'animale. L'uso di mezzi di condurre si estende la distanza tra l'elettrodo e il cranio e previene gli effetti nocivi delle reazioni chimiche locali sul tessuto biologico. È possibile che un'alta concentrazione ionica nei media condotta liquido può causare la formazione di gas e bolle è derivato da elettrolisi23,24. Tuttavia, questo è improbabile da accadere nel nostro modello di tDCS da soluzione salina isotonica e bassa erogazione di corrente può ridurre le possibilità di tali complicazioni24. Tuttavia, altri mezzi di conduzione possono essere utilizzato anche con le efficienze simili, quali conduttori gelatinoso e crema-come24.
Quando si sceglie lo stimolatore tDCS, è fondamentale considerare le capacità di configurazione flessibile. Per questo protocollo, abbiamo utilizzato uno stimolatore alimentato da batterie alcaline due 9 V, che rendono una durata prevista di 1 h di stimolazione a 0,35 mA. Questo stimolatore possiede una gamma di corrente 0,02 a 1 mA con una risoluzione di 10 µA, ideale per la stimolazione del roditore. È fondamentale che lo stimolatore tDCS è dotato di un effettivo attuale contatto e indicatore di qualità (CQ) sistema di feedback per verificare condizioni di stimolazione ottimale. L'indicatore di corrente assicura quando l'intensità di stimolazione programmata è rispettato. In questo modello di tDCS, il fattore più comune per corrente di guasto è la presenza di bolle nella soluzione salina. Questo problema può essere indicato dal sistema di feedback CQ, che misura il contatto di entrambi gli elettrodi attraverso la conduzione medie e il corpo dell'animale. Lo stimolatore di tDCS utilizzato in questo esperimento vengono visualizzati valori di CQ (SMARTscan) variabile da 1 a 10 su una scala di led. Questa scala si basa sui valori di tensione che possono dedurre la resistenza secondo la legge di Ohm. LED 1 indica poco o atipico bassa resistenza, led 2 indica circuito aperto e 3 led a 10 qualità scadente per ottimale (Figura 2-elemento C). Il CQ è stata registrata al giorno per gruppi sia tDCS e sham verificare la fattibilità di elettrodo. È interessante nota che il valore medio di CQ durante la seduta di stimolazione era superiore a 7, significato che desiderate correnti vengono recapitate. Nel complesso, sono state osservate differenze statistiche per CQ, tra i gruppi o giorno di stimolazione (Figura 3A). Per convalidare ulteriormente il nostro modello di tDCS, abbiamo effettuato le reazioni a catena della polimerasi quantitativa (qPCR) per indagare se la cinque tDCS sessioni (10 min, 350 μA) cambiano espressione genica corticale. Abbiamo trovato che i livelli di mRNA di BDNF e GFAP sono stati aumentati nella corteccia M1/M2 del TDC gruppi, rispetto ai topi di Sham (Figura 3B). Questi risultati sono coerenti con altri studi19,25.
Neurostimolazione studi in animali da esperimento possono fornire nuove intuizioni riguardanti i meccanismi del cervello con rilevanza per i disordini neuropsichiatrici. A seconda della configurazione sperimentale, l'Assemblea di TDC in questo modello animale possa essere combinato anche con un optogenetica esistente o elettrofisiologia headstage per produrre un setup per la registrazione simultanea e la stimolazione, insieme a una moltitudine di cervello esperimenti di campione. Questi approcci sarebbero difficile effettuare in esseri umani. Pertanto, la possibilità di inserimento flessibile aggiunte per la tDCS animale attualmente segnalati offre che un contributo importante per la comprensione di neurali sottrae di tDCS e la spiegazione razionale per il suo uso terapeutico.
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Disclosures
Nessuno
Acknowledgments
Ringraziamo il signor Rodrigo de Souza per assistenza nel mantenere colonie del mouse. L.A.V.M è un postdoctoral fellow CAPES. Questo lavoro è stato supportato dalla concessione PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
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